Article de méthode

L’échographie Doppler pour l’imagerie en direct et la quantification de la fonction vasculaire ovarienne chez la souris

684 vues

⸱

DOI :

10.3791/69169

⸱

14 novembre 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Animal Science, Cornell University, 2Biotechnology Resource Center Imaging Facility, Cornell University

Dans cet article

Résumé

Les modifications du flux sanguin ovarien pendant la période préovulatoire sont essentielles à l’ovulation. L’échographie Doppler a été utilisée chez l’homme et les grands animaux pour évaluer l’hémodynamique et la perfusion ovarienne. Un protocole est présenté pour l’application de l’échographie Doppler pour évaluer l’hémodynamique ovarienne pendant les phases préovulatoire et périovulatoire chez la souris.

Résumé

Pour évaluer efficacement la fonction vasculaire ovarienne et comprendre son rôle dans la physiologie et la pathologie ovarienne, les approches in vivo non invasives sont essentielles pour capturer les changements en temps réel sans perturber le flux sanguin normal. L’échographie Doppler est un outil non invasif bien établi pour évaluer le flux sanguin ovarien chez les grandes espèces, mais son application a été limitée chez la souris, qui est l’un des modèles animaux les plus largement utilisés pour la recherche en biologie ovarienne, comme l’ovulation. L’ovulation est un processus étroitement régulé qui dépend d’une maturation folliculaire coordonnée stimulée par l’hormone folliculo-stimulante, suivie d’une poussée d’hormone lutéinisante (LH) préovulatoire qui entraîne la rupture de la paroi folliculaire et la libération des ovocytes pour la fécondation. La poussée de LH déclenche également une série de changements structurels et fonctionnels dans le système vasculaire ovarien (remodelage vasculaire), tels que l’angiogenèse et la constriction des capillaires au site de rupture folliculaire peu de temps avant l’ovulation. De plus, une augmentation rapide du flux sanguin ovarien suite à la poussée de LH a été signalée chez plusieurs espèces, mais pas chez les souris. Ce protocole utilise l’échographie Doppler pour visualiser le système vasculaire ovarien murin et quantifier les paramètres hémodynamiques. Le protocole présenté ici rapporte des méthodes détaillées pour l’amorçage hormonal, l’anesthésie, le positionnement de la souris, l’identification de l’ovaire et de son système vasculaire à l’aide d’un Doppler de puissance et de couleur, et la mesure de la vitesse du flux sanguin et des paramètres de résistance. Cette méthode permet une évaluation longitudinale en temps réel de la fonction vasculaire ovarienne chez des souris vivantes, fournissant un outil puissant pour étudier la fonction vasculaire ovarienne dans des contextes physiologiques et pathologiques.

Introduction

L’ovaire est un organe hautement vascularisé, et des changements cycliques, structurels et fonctionnels étroitement régulés dans son système vasculaire (remodelage vasculaire) sont essentiels à la physiologie ovarienne normale, y compris le développement des follicules, l’ovulation et la formation du corps jaune 1,2,3,4. Le remodelage vasculaire englobe une série de processus coordonnés tels que les modifications de la perméabilité vasculaire, l’angiogenèse, la vasodilatation, la vasoconstriction et les modifications du flux sanguin (hémodynamique). Ces processus permettent à l’ovaire d’ajuster rapidement l’apport sanguin en réponse aux signaux hormonaux tout au long du cycle œstral 1,2,3,5,6,7,8,9. Les perturbations du remodelage vasculaire et de la circulation sanguine ovarienne altèrent l’ovulation et sont impliquées dans les troubles de la fertilité tels que le syndrome des ovaires polykystiques 2,3,10,11. De même, il a été démontré que l’obésité perturbe l’angiogenèse et réduit l’expression de médiateurs vasculaires tels que l’endothéline-212,13. De plus, le syndrome d’hyperstimulation ovarienne, une complication principalement associée à la stimulation ovarienne par le traitement par gonadotrophine pendant la fécondation in vitro, présente souvent une augmentation du flux sanguin stromal dans l’ovaire, soulignant les conséquences néfastes d’une fonction vasculaire dérégulée14. Collectivement, ces conditions mettent en évidence le rôle central du remodelage vasculaire ovarien dans le maintien de la fertilité féminine et soulignent l’importance de l’hémodynamique dans le soutien de la fonction ovarienne.

Une évaluation précise de la fonction vasculaire ovarienne nécessite une mesure en temps réel de l’hémodynamique sans perturber l’environnement physiologique. Chez l’homme et les grands modèles animaux tels que les bovins, les moutons et les chevaux, l’échographie Doppler est un outil non invasif largement utilisé pour évaluer le flux sanguin ovarien et l’architecture vasculaire 15,16,17,18. Cette technique permet une analyse dynamique de la vascularisation ovarienne et capture les changements hormonaux du flux sanguin, offrant des informations précieuses sur la fonction et le dysfonctionnement ovariens 15,16,17,18.

Malgré l’utilisation intensive de souris de laboratoire comme modèle pour la recherche en biologie ovarienne en raison de leur cycle de reproduction court et de leur traçabilité génétique, les méthodes non invasives et in vivo pour étudier le flux sanguin ovarien dans ce modèle restent limitées19,20. Les approches existantes reposent sur des procédures hautement invasives qui nécessitent une extériorisation de l’ovaire (microscopie intravitale), ou sur des techniques telles que l’approche CLARITY ou l’imagerie à montage entier qui manquent de résolution temporelle et perturbent le contexte physiologique 1,2,3,4. En tant que modèle de mammifère le plus utilisé pour la manipulation génétique et les études de reproduction, la souris offre la possibilité d’explorer les mécanismes moléculaires de l’hémodynamique ovarienne et d’évaluer des interventions ciblées. Cela souligne la nécessité d’approches d’imagerie non invasives, longitudinales et quantitatives pour surveiller les changements vasculaires ovariens dynamiques in vivo.

Le processus ovulatoire, un événement central dans la fertilité féminine, illustre l’importance du remodelage vasculaire ovarien dans la fertilité féminine. Elle commence par la maturation folliculaire induite par l’hormone folliculo-stimulante (FSH) et culmine avec l’augmentation de la LH qui déclenche la rupture folliculaire et la libération d’ovocytes1. Suite à une stimulation par la gonadotrophine chorionique équine (eCG), qui imite les effets de la FSH, le réseau vasculaire ovarien s’élargit2. Cette croissance vasculaire progresse vers l’extérieur de la moelle ovarienne vers le cortex pour soutenir les follicules en développement2. Peu de temps avant l’ovulation, les vaisseaux sanguins s’étendent dans la couche cellulaire de la granulosa et une vasoconstriction localisée est observée au niveau de l’apex folliculaire - le site de la rupture éventuelle et de la libération de l’ovocyte3. Ces changements vasculaires coordonnés sont essentiels pour une ovulation réussie 1,2,3. Des études Doppler sur de grands modèles animaux et chez l’homme ont révélé des changements dans l’hémodynamique au cours de la période préovulatoire, y compris une augmentation rapide de la perfusion ovarienne et une redistribution localisée du flux sanguin dans le follicule préovulatoire, marquée par une augmentation du débit à la base (la plus proche du stroma ovarien - à l’opposé de l’apex) et une diminution du flux à l’apex16. L’augmentation de la vitesse du flux sanguin ovarien immédiatement après la poussée de LH a été associée à une ovulation réussie chez les femmes15. Cependant, aucune étude n’a encore suivi longitudinalement ces changements hémodynamiques dans l’ovaire murin intact, ce qui limite notre compréhension du remodelage vasculaire dans ce modèle largement utilisé.

Pour combler cette lacune, nous présentons un protocole d’échographie Doppler qui permet une visualisation non invasive de l’ovaire murin et de son système vasculaire, ainsi que la quantification de l’hémodynamique ovarienne, y compris les indices de vitesse et de résistance. Bien que la sonde MS-700 utilisée dans cette étude ait une résolution limitée (axiale/latérale : 30/58 μm), ce qui empêche une analyse détaillée des capillaires, elle permet tout de même une visualisation et une quantification claires des principaux vaisseaux sanguins de l’ovaire. L’utilisation d’agents de contraste dans des applications futures pourrait encore améliorer la visualisation vasculaire. Dans l’ensemble, cette approche permet d’effectuer des mesures longitudinales répétées chez le même animal à des moments définis, comme pendant la période préovulatoire, tout en préservant l’intégrité physiologique, un avantage clé par rapport aux techniques invasives existantes.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les souris utilisées ont été entretenues en stricte conformité avec le Guide du National Institute of Health pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire, avec l’approbation éthique du Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université Cornell. Tous les animaux utilisés dans ce protocole étaient des souris C57BL6 immatures (âgées de 21 à 23 jours).

1. Stimulation hormonale pour la superovulation

  1. Injecter à des souris âgées de 21 à 23 jours pesant 10 à 12 g par voie intrapéritonéale avec 5 UI de gonadotrophine sérique de jument gestante (PMSG) suivie de 5 UI de gonadotrophine chorionique humaine (hCG) 48 h plus tard. Préparez chaque injection en diluant 50 μL d’hormone (reconstituée à partir d’un flacon stock de 5000 UI) dans 950 μL de solution saline stérile tamponnée au phosphate, et administrez 0,1 mL par souris.

2. Séquence d’allumage de l’appareil à ultrasons et configuration du transducteur

  1. Allumez l’alimentation principale située à l’arrière du système d’imagerie. Une fois le système démarré, basculez le commutateur de veille de l’ordinateur sur le côté gauche du chariot pour réveiller le moniteur et l’ordinateur.
  2. Connectez la sonde souhaitée (MS-700 utilisée ici - 30-70 MHz) au port de sonde actif de l’unité d’imagerie (port le plus à droite). Alignez la goupille de verrouillage du connecteur du transducteur avec l’encoche du port, puis enfoncez complètement le connecteur et tournez le levier de verrouillage en position verticale pour le fixer.
  3. Lancez le logiciel d’analyse en cliquant sur l’icône du logiciel. Une fois que le programme s’ouvre et que la sonde a été détectée (automatiquement), sélectionnez le package d’application ovaire . Cliquez sur Nouveau pour créer une nouvelle étude et choisissez le nom approprié dans le menu déroulant. Dans la fenêtre Informations sur l’étude , entrez les champs obligatoires : Nom de l’étude ; Nom de la série ; Dossier de demande : Ovaire ; Paquet de mesure : Vasculaire.

3. Anesthésie, préparation de la souris et configuration de l’étape d’échographie

  1. Allumez l’unité de surveillance physiologique (température et fréquence cardiaque). Assurez-vous que la plate-forme est chauffée (37 °C).
  2. Vérifiez que le niveau d’isoflurane est supérieur à la ligne de remplissage minimum sur le réservoir du vaporisateur. Si nécessaire, ajoutez de l’isoflurane à l’aide d’un équipement de protection individuelle approprié. Ouvrez le robinet de la bouteille d’oxygène lentement et complètement. Réglez le débit d’oxygène à 1 litre par minute.
  3. Ajustez le robinet d’arrêt sur la tubulure en Y pour permettre à l’oxygène et à l’isoflurane de s’écouler dans la chambre d’induction. Assurez-vous que le robinet d’arrêt menant au cône de nez sur la plate-forme de la souris est fermé pendant cette étape. Réglez le cadran du vaporisateur pour qu’il délivre 3 à 4 % d’isoflurane (vol/vol) pour l’induction.
  4. Placez la souris dans la chambre d’induction et fermez bien le couvercle.
    REMARQUE : La chambre d’induction est fonctionnellement étanche à l’air. Ne laissez jamais un animal dans une chambre scellée sans flux de gaz actif.
  5. Préparez la plateforme d’imagerie en appliquant une petite quantité de crème d’électrode sur chacune des électrodes pour assurer un bon contact pour la surveillance de la fréquence cardiaque.
  6. Une fois que l’animal est complètement sédatif, redirigez le flux de gaz en ouvrant le robinet d’arrêt sur le cône de nez de la plate-forme d’imagerie et en fermant le robinet d’arrêt sur la chambre d’induction.
  7. Transférez doucement la souris sur la plate-forme d’imagerie chauffée. Placez la souris en position couchée (face dorsale vers le haut) (Figure 1A). Placez le cône nasal en toute sécurité sur le nez de l’animal, en vous assurant que le nez et la bouche sont couverts pour maintenir l’anesthésie. Collez chaque pied dans la crème d’électrode sur le tampon d’électrode correspondant pour la surveillance physiologique. Appliquez une pommade ophtalmique pour prévenir le dessèchement de la cornée pendant l’anesthésie.
  8. Réduire la concentration d’isoflurane à 1,5-2,0 % pour maintenir l’anesthésie en tournant le bouton vers la gauche. Confirmez que la profondeur de l’anesthésie est adéquate à l’aide de la méthode du réflexe de pincement des orteils (aucun retrait ne doit être observé). Surveiller attentivement les signes vitaux de l’animal toutes les 5 minutes pendant la séance d’imagerie : (i) taux de respiration ; (ii) le rythme cardiaque ; (iii) tout mouvement pouvant indiquer une gêne ; et (iv) s’assurer que la plate-forme d’imagerie est chauffée à la bonne température tout au long de l’opération.
  9. Préparez le quadrant inférieur droit du dos en rasant la zone avec un rasoir électrique. Rasez-vous de la patte postérieure droite jusqu’à la ligne médiane du dos, en restant juste latéralement à la colonne vertébrale. Appliquez une fine couche de crème dépilante pour le corps sur la zone précédemment rasée pendant 30 s à 1 min pour éliminer les poils restants. Essuyez soigneusement avec une gaze humide. Appliquez une couche généreuse et uniforme de gel à ultrasons sur la région rasée pour assurer un couplage acoustique optimal.
  10. Positionnez la sonde du transducteur en mode transversal par rapport à la souris dans le support mécanique avec l’encoche d’orientation tournée vers la gauche de l’opérateur. Fixez la sonde en place à l’aide de la pince.

4. Identification des vaisseaux sanguins de l’ovaire et de l’ovaire à l’aide de l’échographie Doppler

  1. Sur le panneau de commande, appuyez sur la touche B-Mode pour activer la fenêtre d’imagerie standard en niveaux de gris, qui permet de visualiser les structures anatomiques.
  2. Abaissez doucement le transducteur sur la zone rasée recouverte de gel à ultrasons.
    1. Assurez-vous que la plate-forme d’imagerie et la souris sont positionnées à plat (parallèlement à la surface de la paillasse) et que la sonde est abaissée perpendiculairement (angle de 90° - vertical) à la souris et à la plate-forme (Figure 1A).
    2. Pour localiser l’ovaire, tirez la peau vers la gauche, puis positionnez le transducteur près de la région supérieure du quadrant rasé, plus près de la ligne médiane du dos. Alignez le bord gauche de la sonde adjacent à la colonne vertébrale, le bord droit s’étendant légèrement sur le flanc latéral droit.
  3. Pour identifier l’ovaire, il faut d’abord détecter le rein, une grande structure ovoïde gris clair (5 mm × 6 mm) avec cortex et moelle visibles. Poussez ensuite légèrement la plateforme d’imagerie vers l’avant (vers la tête de la souris), en faisant apparaître le tissu adipeux ovaire et périovarien (POAT).
    REMARQUE : L’ovaire est une petite structure circulaire hypoéchogène (gris foncé), d’environ 1 x 2 mm (au stade préovulatoire), située latéralement à la moelle épinière. Le POAT apparaît hyperéchogène (blanc brillant).
  4. Pour capturer et stocker des vidéos de l’ovaire en mode B, attendez que le nombre d’images augmente (jusqu’à 100 images) et appuyez sur le bouton Cine Store du clavier.
  5. Pour confirmer l’identification des ovaires et visualiser les vaisseaux sanguins avec une sensibilité élevée au flux à faible vitesse, passez du mode B au mode Doppler puissant en appuyant sur la touche désignée sur le panneau de commande.
  6. Ajustez les réglages de puissance Doppler suivants pour une visualisation optimale de la vascularisation ovarienne en tournant les boutons du clavier : Gain Doppler : 32-55 dB ; Sensibilité : 5 ; Plage dynamique : 15 DR ; Vitesse 1 kHz.
    REMARQUE : Les valeurs peuvent être visualisées sur le panneau latéral gauche et changent lorsque les boutons sont tournés
  7. En mode Doppler puissant ou en mode Doppler couleur (appuyez sur la touche désignée sur le clavier), identifiez les vaisseaux suivants en déplaçant doucement la plate-forme d’avant en arrière pour visualiser différents aspects du système vasculaire : (i) L’artère ovarienne (OA), se ramifiant à partir de l’aorte abdominale et venant de la direction du POAT pour entrer dans le hile ovarien ; (ii) Les vaisseaux médullaires (MV) à l’intérieur de la moelle centrale ; et (iii) les vaisseaux corticaux (CV) entourant les follicules en développement dans le cortex externe (Figure 1B).
    REMARQUE : Les vaisseaux corticaux peuvent ne pas être constamment visibles en raison de leur petit diamètre et de leur faible vitesse d’écoulement. Les vaisseaux à la base du follicule sont plus facilement détectables, tandis que ceux à l’apex ne sont souvent pas visibles, en particulier juste avant l’ovulation.
  8. Appuyez sur Cine store pour capturer des vidéos de l’ovaire et de son système vasculaire en mode Doppler de puissance ou couleur à tout moment pour enregistrer la vidéo actuellement affichée à l’écran.
  9. Pour faire la distinction entre le flux artériel et veineux, appuyez sur la touche couleur du mode Doppler du clavier. Dans ce mode, le sens du flux est codé par couleur : le rouge indique le flux vers le transducteur, tandis que le bleu indique le flux qui s’en éloigne. Le vaisseau avec la vitesse moyenne la plus élevée est l’artère ovarienne.
  10. Les changements dans la perfusion sanguine peuvent être appréciés en mode Doppler couleur ou puissance en visualisant la taille des vaisseaux sanguins et l’intensité de la couleur (jaune en Doppler de puissance, rouge ou bleu en Doppler de couleur).

5. Évaluation de l’hémodynamique par échographie Doppler couleur et puissance

  1. En mode Doppler couleur ou Doppler de puissance, appuyez sur le bouton Doppler à ondes pulsées (PW) du clavier de l’échographe. Cela fait apparaître la porte de volume de l’échantillon (c’est-à-dire les deux lignes horizontales). Appuyez une seconde fois sur le bouton PW pour activer la forme d’onde spectrale Doppler dans le panneau inférieur.
  2. Positionnez la porte d’échantillonnage (outil de mesure réglable - permet à l’utilisateur de définir la zone où les vitesses seront mesurées) au centre de la lumière du vaisseau, en assurant l’alignement avec la direction du flux sanguin. Ajustez l’angle d’insonation pour qu’il soit aussi parallèle que possible au récipient et maintenez-le à ≤60° pour assurer des calculs de vitesse précis. Ajustez l’angle d’insonation en tournant le bouton d’angle correspondant.
  3. Placez la porte d’échantillonnage aux positions suivantes pour chaque type de récipient. Artère ovarienne : à l’intérieur du vaisseau juste à proximité de son point d’entrée dans l’ovaire. Vaisseau médullaire : au point de ramification central, où le MV se ramifie en vaisseaux corticaux. Ce point de ramification apparaît sous la forme d’une flaque de sang juste après l’entrée dans l’ovaire. Vaisseau cortical : à l’intérieur d’un vaisseau à la base d’un follicule en croissance, lorsqu’il est identifiable.
  4. Une fois que la porte d’échantillonnage est positionnée à l’endroit souhaité et qu’une forme d’onde d’impulsion claire est visible, appuyez sur Cine Store pour enregistrer et sauvegarder à la fois l’image échographique et la forme d’onde Doppler spectrale correspondante.
  5. Une fois l’imagerie terminée, retirez délicatement la souris de la plate-forme d’imagerie. Essuyez tout gel à ultrasons par l’arrière et placez la souris sur un coussin chauffant jusqu’à ce qu’elle se réveille complètement.

6. Exportation et sauvegarde des données

  1. Après avoir terminé toutes les images et enregistré les images fixes et les boucles vidéo souhaitées à l’aide de la fonction Cine Store , appuyez sur le bouton de gestion de l’étude situé en haut à gauche du clavier de l’échographe. Cela ouvrira la fenêtre du navigateur d’étude , affichant une liste de toutes les images enregistrées et des boucles cinéma de la session en cours.
  2. Dans la fenêtre du navigateur d’études , sélectionnez les fichiers à enregistrer.
    1. Pour enregistrer une série entière, sélectionnez le nom de la série correspondante -- cela mettra automatiquement en évidence toutes les images et boucles de cinéma associées. Cliquez sur le bouton Copier vers pour continuer.
    2. Lorsque vous y êtes invité, cliquez sur le dossier de destination ou le disque externe où les fichiers exportés doivent être enregistrés. Vérifiez que le format de fichier et le chemin de destination sont corrects avant de finaliser l’exportation.

7. Éteignez la séquence et nettoyez

REMARQUE : Ces étapes doivent être terminées immédiatement après la fin de l’imagerie et que toutes les données ont été enregistrées et exportées.

  1. Après avoir exporté toutes les données nécessaires, cliquez sur l’icône Arrêter dans la fenêtre Navigateur d’étude de l’application logicielle d’analyse. Cela mettra hors tension l’ordinateur d’acquisition et le panneau de configuration en toute sécurité.
  2. Laissez les ventilateurs de refroidissement du système fonctionner pendant 5 à 10 minutes. Une fois le refroidissement terminé, coupez l’alimentation principale à l’aide de la bascule située à l’arrière du chariot d’imagerie.
  3. Éteignez tous les équipements auxiliaires : alimentation en oxygène, vaporisateur d’isoflurane et unité de surveillance physiologique.
  4. Nettoyez le transducteur à ultrasons : essuyez d’abord tout gel à ultrasons restant à l’aide de lingettes non pelucheuses, puis désinfectez la surface avec des lingettes humides non pelucheuses ou des lingettes désinfectantes recommandées pour les équipements électroniques sensibles.
  5. Nettoyez la plate-forme de la souris et le clavier avec des lingettes désinfectantes. N’utilisez pas d’alcool éthylique sur les électrodes de la plate-forme de la souris, car cela pourrait endommager les composants sensibles.
  6. Essuyez la chambre d’induction avec du papier absorbant humide. Jetez les serviettes en papier dans le conteneur à déchets biologiques.
  7. Jetez toutes les matières à usage unique (p. ex. gants, ruban chirurgical, gaze, applicateurs à embout de coton) dans le contenant désigné pour les produits à risque biologique.

8. Mesure de paramètres hémodynamiques à l’aide de formes d’onde d’impulsion Doppler

  1. Dans l’application d’analyse, cliquez sur Copier depuis, sélectionnez le nom approprié dans le menu déroulant, accédez à l’emplacement d’enregistrement de l’étude, sélectionnez-la, puis cliquez sur OK pour l’importer.
  2. Ouvrez l’image PW Doppler souhaitée et cliquez sur l’icône de mesure dans le coin inférieur gauche pour ouvrir le panneau de mesure.
  3. Cliquez sur l’outil de mesure de la vitesse dans le coin supérieur gauche du panneau de mesure pour quantifier les trois vitesses systoliques de crête (PSV) les plus élevées et les vitesses diastoliques finales (EDV) à partir de la forme d’onde spectrale Doppler en cliquant en haut des ondes PSV et EDV (l’outil mesurera automatiquement la taille de l’onde à partir du point de clic jusqu’à l’axe x. N’incluez que des formes d’onde qui affichent au moins trois cycles cardiaques distincts avec des pics PSV et EDV clairs et cohérents.
  4. Pour calculer la vitesse moyenne, calculez d’abord la moyenne des trois valeurs PSV sélectionnées et la moyenne des trois valeurs EDV. Calculez ensuite la vitesse moyenne à l’aide de la formule : Vitesse moyenne = (PSV moyenne + EDV moyenne)/2.
  5. Pour les vitesses inférieures au seuil de détection de 10 mm/s, attribuez une valeur de 5 mm/s (vitesse moyenne inférieure au seuil) ou ignorez la mesure en fonction de l’objectif de recherche.
  6. Pour calculer l’indice résistif (IR), utilisez la formule standard : RI = (PSV - EDV)/PSV. Cet indice fournit une mesure de la résistance vasculaire et doit être calculé à l’aide des valeurs moyennes de la PSV et de l’EDV pour plus de précision.
  7. Pour calculer l’indice de pulsatilité (PI), utilisez la formule standard : PI = (PSV - EDV)/Vitesse moyenne

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

L’objectif de ce protocole est d’appliquer l’échographie Doppler pour visualiser l’ovaire murin et son système vasculaire, évaluer les changements dans la perfusion ovarienne et quantifier l’hémodynamique ovarienne.

La figure 2 montre des images représentatives du même ovaire à plusieurs moments de la période périovulatoire (12 h avant et 12 h après l’ovulation) après l’injection de hCG. La figure 2A ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Cette étude présente une méthode non invasive de visualisation et de quantification de l’hémodynamique ovarienne in vivo à l’aide de l’échographie Doppler. Contrairement aux méthodes existantes, cette approche permet d’évaluer en temps réel le flux sanguin sans perturber la fonction vasculaire. L’échographie Doppler est un outil largement utilisé et efficace pour évaluer la morphologie ovarienne et la fonction vasculaire chez l’homme et les grands modèles animaux 15,16,17,18.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette étude a été financée par NICHD 1R01HD109392. Les données d’imagerie ont été acquises par l’intermédiaire de l’installation d’imagerie du Cornell Biotechnology Resource Center (BRC), avec l’S10OD016191 du NIH pour l’échographie VisualSonics Vevo-2100.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Ruban chirurgical 3MVWR International LLCMMM1534-3
Gel de transmission par ultrasons Aquasonic Clear & nbsp ;ParkerPKR-03-08
Tondeuse à cheveuxSkull Shaver LLCBBT 2020
Gonadotrophine chorionique humaineSigma Aldrich9002-61-3
Nair Body Cream dépilantNairÉpilation
Optixcare Eye Lube Plus  ;AventixOPX-4252
Crème d’électrode Parker SignacremeParkerPKR-17-05-CS
Gonadotropine du sérum de jument enceinteEnzymes créativesNATE-0969
Système d’imagerie VisualSonics Vevo 2100VisualSonics Inc.

Références

  1. Duffy, D. M., Ko, C., Jo, M., Brannstrom, M., Curry, T. E. Jr Ovulation: Parallels with inflammatory processes. Endocr Rev. 40 (2), 369-416 (2018).
  2. Feng, Y., et al. Clarity reveals dynamics of ovarian follicular architecture and vasculature in three-dimensions. Sci Rep. 7 (1), 44810(2017).
  3. Migone, F. F., et al. In vivo imaging reveals an essential role of vasoconstriction in rupture of the ovarian follicle at ovulation. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 2294-2299 (2016).
  4. Fan, H. Y., Liu, Z., Johnson, P. F., Richards, J. S. CCAAT/enhancer-binding proteins (C/EBP)-α and -β are essential for ovulation, luteinization, and the expression of key target genes. Mol Endocrinol. 25 (2), 253-268 (2011).
  5. Janson, P. O., Albrecht, I., Ahrén, K. Effects of prostaglandin F2α on ovarian blood flow and vascular resistance in the pseudopregnant rabbit. Acta Endocrinol (Copenh). 79 (2), 337-350 (1975).
  6. Brännström, M., et al. Preovulatory changes of blood flow in different regions of the human follicle. Fertil Steril. 69 (3), 435-442 (1998).
  7. Murdoch, W. J., Nix, K. J., Dunn, T. G. Dynamics of ovarian blood supply to periovulatory follicles of the ewe. Biol Reprod. 28 (4), 1001-1006 (1983).
  8. Siddiqui, M., et al. Temporal relationships of the LH surge and ovulation to echotexture and power Doppler signals of blood flow in the wall of the preovulatory follicle in heifers. Reprod Fertil Dev. 22, 1110-1117 (2010).
  9. Acosta, T. J., Miyamoto, A. Vascular control of ovarian function: Ovulation, corpus luteum formation and regression. Anim Reprod Sci. 82 - 83, 127-140 (2004).
  10. Tal, R., Seifer, D. B., Arici, A. The emerging role of angiogenic factor dysregulation in the pathogenesis of polycystic ovarian syndrome. Semin Reprod Med. 33 (3), 195-207 (2015).
  11. Di Pietro, M., Pascuali, N., Parborell, F., Abramovich, D. Ovarian angiogenesis in polycystic ovary syndrome. Reproduction. 155 (5), R199-R209 (2018).
  12. Velazquez, C., et al. Beneficial effects of metformin on mice female fertility after a high-fat diet intake. Mol Cell Endocrinol. 575, 111995(2023).
  13. Yang, P. -K., et al. Obesity alters ovarian folliculogenesis through disrupted angiogenesis from increased IL-10 production. Mol Metab. 49, 101189(2021).
  14. Agrawal, R., et al. Serum vascular endothelial growth factor and Doppler blood flow velocities in in vitro fertilization: Relevance to ovarian hyperstimulation syndrome and polycystic ovaries. Fertil Steril. 70 (4), 651-658 (1998).
  15. Waseda, T., et al. Hemodynamic response of ovarian artery after hCG injection. Mol Cell Endocrinol. 202 (1), 71-75 (2003).
  16. Acosta, T. J., Hayashi, K. G., Ohtani, M., Miyamoto, A. Local changes in blood flow within the preovulatory follicle wall and early corpus luteum in cows. Reproduction. 125 (5), 759-767 (2003).
  17. Petridis, I. G., et al. Doppler ultrasonographic examination in sheep. Small Rumin Res. 152, 22-32 (2017).
  18. Miro, J. Ovarian ultrasonography in the mare. Reprod Domest Anim. 47 (s3), 30-33 (2012).
  19. Cunha, G. R., et al. Reproductive tract biology: Of mice and. Differentiation. 110, 49-63 (2019).
  20. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
  21. Lee, W., Novy, M. J. Effects of luteinizing hormone and indomethacin on blood flow and steroidogenesis in the rabbit ovary. Biol Reprod. 18 (5), 799-807 (1978).
  22. Janson, P. O. Effects of the luteinizing hormone on blood flow in the follicular rabbit ovary, as measured by radioactive microspheres. Acta Endocrinol (Copenh). 79 (1), 122-133 (1975).
  23. Dowell, R. T., Gairola, C. G., Diana, J. N. Reproductive organ blood flow measured using radioactive microspheres in diestrous and estrous mice. Am J Physiol. 262 (4 Pt 2), R666-R670 (1992).
  24. De Visscher, G., Haseldonckx, M., Flameng, W. Fluorescent microsphere technique to measure cerebral blood flow in the rat. Nat Protoc. 1 (4), 2162-2170 (2006).
  25. Deveci, D., Egginton, S. Development of the fluorescent microsphere technique for quantifying regional blood flow in small mammals. Exp Physiol. 84, 615-630 (1999).
  26. Raz, T., et al. The hemodynamic basis for positional- and inter-fetal dependent effects in dual arterial supply of mouse pregnancies. PLoS One. 7 (12), e52273(2012).
  27. Fiorentino, G., Parrilli, A., Garagna, S., Zuccotti, M. Three-dimensional micro-computed tomography of the adult mouse ovary. Front Cell Dev Biol. 8, e52273(2020).
  28. Christensen-Jeffries, K., Browning, R. J., Tang, M. X., Dunsby, C., Eckersley, R. J. In vivo acoustic super-resolution and super-resolved velocity mapping using microbubbles. IEEE Trans Med Imaging. 34 (2), 433-440 (2015).
  29. Bar-Zion, A., et al. Doppler slicing for ultrasound super-resolution without contrast agents. BioRxiv. , (2021).
  30. You, Q., et al. Contrast-free super-resolution power Doppler (CS-PD) based on deep neural networks. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 70 (10), 1355-1368 (2023).
  31. Harmon, J. N., et al. Quantitative tissue perfusion imaging using nonlinear ultrasound localization microscopy. Sci Rep. 12 (1), 21943(2022).
  32. Welsh, A. W., et al. Three-dimensional US fractional moving blood volume: Validation of renal perfusion quantification. Radiology. 293 (2), 460-468 (2019).
  33. Schnell, D., Darmon, M. Bedside Doppler ultrasound for the assessment of renal perfusion in the ICU: Advantages and limitations of the available techniques. Crit Ultrasound J. 7 (1), 24(2015).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Flux sanguin ovarienVasculature ovariennePower DopplerDoppler couleurVitesse du flux sanguinH modynamique pr ovulatoireOvaire de souris

Articles connexes