Article de recherche

Micro-lésion de la jonction tendineuse-osseuse causée par un exercice intensif aigu chez le rat : modifications ultrastructurelles et mécanisme

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DOI :

10.3791/69184

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14 novembre 2025

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1Department of Rehabilitation, Sichuan college of traditional Chinese medicine, 2Department of Rehabilitation, Mian-yang Orthopedic hospital, 3Sports Medicine Center, West China Hospital, Sichuan University, 4Department of Orthopedics and Orthopedic Research Institute, West China Hospital, 5Department of Geriatric Medicine, Mian-yang hospital of traditional Chinese medicine, 6Department of Rehabilitation Medicine, Sichuan Provincial Orthopedic Hospital

Dans cet article

Résumé

Cette étude visait à explorer les changements et les mécanismes ultrastructurels à la jonction tendon-os dus à un exercice aigu exhaustif. L’exercice aigu et exhaustif induit des micro-lésions à la jonction tendineuse-osseuse, activant transitoirement le stress du RE et ses voies de signalisation apoptotiques médiées. Néanmoins, ces micro-blessures et le stress du RE peuvent être progressivement rétablis après l’exercice.

Résumé

Les micro-blessures induites par l’exercice à la jonction tendon-os (enthèse) peuvent entraîner une tendinopathie. L’étude des changements et des mécanismes ultrastructurels au sein de l’enthèse après un exercice exhaustif aigu peut améliorer notre compréhension de la tendinopathie et guider les traitements cliniques. Dans cette étude, trente-six rats Sprague-Dawley mâles ont été répartis au hasard en deux groupes : le contrôle et l’exercice exhaustif. Le groupe d’exercice exhaustif a ensuite été subdivisé en cinq sous-groupes en fonction du temps après l’exercice : 0 h, 6 h, 12 h, 24 h et 48 h. La coloration à l’hématoxyline-éosine et la microscopie électronique ont été utilisées pour examiner les changements dans la jonction tendon-os calcanéenne. L’expression des protéines GRP78, CHOP et Caspase-12 liées au stress du réticulum endoplasmique (ERS) à la jonction tendon-os a été quantifiée à l’aide de l’immunohistochimie (IHC). Après un exercice intensif et exhaustif, les jonctions tendineuses-osseuses des rats qui ont subi un exercice exhaustif ont montré des altérations structurelles significatives. Les chondrocytes et les fibres de collagène ont montré des changements ultrastructurels notables indiquant un ERS. Les niveaux de protéines ERS ont augmenté immédiatement après l’exercice, atteignant un pic à 6 heures. Ces niveaux de protéines ont commencé à diminuer 12 heures après l’exercice et sont revenus à la ligne de base 48 heures. En conclusion, l’exercice intensif induit des micro-lésions et un stress du réticulum endoplasmique à la jonction tendon-os chez le rat, mais aucun dommage irréversible ne s’ensuit. Le traitement et la réparation rapides de ces micro-blessures peuvent prévenir des dommages excessifs et le développement d’une tendinopathie.

Introduction

La tendinopathie d’Achille est une affection clinique courante causée par des blessures fréquentes dues au surmenage de la cheville. Ce trouble se caractérise par un gonflement des tendons, des douleurs et un dysfonctionnement. Il est plus répandu chez les personnes âgées et les athlètes, en particulier les coureurs et les sauteurs. La tendinopathie d’Achille est classée en tendinopathie non insertionnelle et tendinopathie insertionnelle. La tendinopathie non insertionnelle affecte le tendon de 2 à 6 cm au-dessus de son insertion osseuse, tandis que la tendinopathie insertionnelle affecte la jonction tendon-os1. De plus, la tendinopathie non insertionnelle a tendance à survenir chez les personnes en surpoids, âgées et moins actives, tandis que la tendinopathie insertionnelle a tendance à survenir chez les personnes plus actives1.

La jonction tendon-os, où le tendon s’insère dans l’os, implique une transition progressive du tissu tendineux au tissu osseux, y compris le fibrocartilage non calcifié et le fibrocartilage calcifié2. Ce changement permet de passer d’un tissu tendineux mou et flexible à un os dur. En termes d’ingénierie, cette région sert de point d’ancrage, transmettant la force musculaire pour faciliter le mouvement articulaire 3,4. Par conséquent, cette région est un site de concentration de stress et est souvent sujette à des blessures de surutilisation dans le sport.

La recherche clinique s’est principalement concentrée sur la tendinopathie non insertionnelle, avec moins d’attention accordée à la tendinopathie insertionnelle à la jonction tendineuse-osseuse2. La recherche indique que la charge de surutilisation favorise la désorganisation et la fragmentation du collagène, l’infiltration du tissu adipeux et la néovascularisation du tendon. Il conduit également à une hyperplasie des fibrochondrocytes, à une ossification endochondrale et à des éperons osseux dans les régions fibrocartilagineuses non calcifiées et calcifiées5. Cependant, des études récentes suggèrent que les schémas de contraction musculaire peuvent jouer un rôle plus important que la quantité d’exercice dans la tendinopathie insertionnelle 6,7. Par conséquent, des recherches supplémentaires sont nécessaires pour comprendre l’impact de la surutilisation sur les jonctions tendineuses-osseuses. Des études antérieures ont exploré les effets de la surutilisation, comme le saut ou la course à long terme, sur ces jonctions. Cependant, peu d’entre eux ont étudié l’impact d’un exercice intensif aigu. Une étude récente suggère que l’exercice aigu induit un stress du réticulum endoplasmique dans les reins des rats, indiquant une régulation positive de la signalisation IL-6 et des protéines de choc thermique (HSP), et une diminution de l’ARNm8 du complexe respiratoire mitochondrial. Il n’a pas été précisé si de tels changements se produisent dans les jonctions tendineuses-osseuses. Cette étude se concentre sur la jonction tendon-os (enthèse) afin d’élucider les changements et les mécanismes sous-jacents induits par un exercice aigu exhaustif. Les résultats visent à contribuer au développement de stratégies préventives pour la tendinopathie insertionnelle.

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Protocole

Toutes les expériences sur les animaux ont été menées conformément aux normes éthiques pour les animaux de laboratoire établies par le Département des sciences et de la technologie de l’Institut supérieur de médecine traditionnelle chinoise du Sichuan (approbation n° : 2023DS01). Les réactifs et l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux.

1. Conception et procédure expérimentales

  1. Animaux
    Trente-six rats CD-Sprague-Dawley mâles âgés de 12 semaines ont été logés et nourris ad libitum tout au long de la période expérimentale. L’environnement a été maintenu à une température de 20-25 °C et à un taux d’humidité de 50 à 60 %, avec un cycle lumière/obscurité de 12 heures.
  2. Conception de groupe
    Après une semaine d’alimentation adaptative, les rats ont été répartis au hasard dans un groupe témoin (Con, n = 6) ou dans un groupe d’exercice exhaustif (EE, n = 30). Les rats du groupe EE ont suivi un entraînement d’adaptation en courant à une vitesse de 10 m/min pendant 15 minutes sur un tapis roulant en montée avec une inclinaison de 10 degrés pendant trois jours. À la suite de l’entraînement adaptatif, le groupe EE a été divisé en cinq sous-groupes de temps : 0 h, 6 h, 12 h, 24 h et 48 h après un exercice exhaustif.
  3. Procédure d’intervention
    Les rats du groupe témoin n’ont pas fait d’exercice, tandis que ceux du groupe EE ont subi une course exhaustive sur un tapis roulant en montée à une pente de 10 degrés (figure 1A). Conformément au protocole9 de Bedford, la charge d’exercice a été divisée en trois niveaux : le niveau 1 à 10 m/min pendant 15 min, le niveau 2 à 15 m/min pendant 15 min et le niveau 3 à 20 m/min jusqu’à épuisement (figure 1B). L’épuisement a été déterminé lorsqu’un rat ne pouvait plus courir et est resté bloqué sur la piste trois fois en moins de 1 min10, malgré des stimulations électriques (150 V, courant alternatif de 0,5 mA) et sonores répétées de faible intensité (70 dB).

Les rats ont été sacrifiés par une injection intrapéritonéale excessive de pentobarbital sodique à 3 % (200 mg/kg) aux moments spécifiés (0 h, 6 h, 12 h, 24 h et 48 h après l’exercice exhaustif). La peau et les tissus sous-cutanés du calcanéum ont été soigneusement disséqués, et le tendon d’Achille a été coupé à 2 cm au-dessus du calcanéum avec des ciseaux ophtalmiques. Le calcanéum droit (y compris le tendon d’Achille attaché) a été conservé dans du paraformaldéhyde à 4 % pour l’examen histopathologique et les tests immunohistochimiques. De plus, trois échantillons aléatoires du côté gauche ont été stockés dans une solution de paraformaldéhyde à 2,5 % de glutaraldéhyde pour la microscopie électronique afin d’étudier les changements ultrastructuraux ( figure 1C).

2. Histologie de la jonction tendine-os

Les échantillons ont été fixés dans du paraformaldéhyde à 4 % pendant 48 h et décalcifiés avec de l’EDTA à 15 % pendant 4 semaines à température ambiante (20-25 °C), la solution étant changée quotidiennement. Le processus de décalcification s’est terminé lorsque l’os a pu être facilement percé par une aiguille sans appliquer de force. Après la décalcification, les échantillons ont subi une déshydratation par un processus automatisé impliquant une série graduée d’éthanol et de xylène, suivie de trois lavages au PBS. Les échantillons ont été incorporés dans de la paraffine sagittale et sectionnés à 5 μm. La coloration à l’hématoxyline-éosine a été réalisée selon les procédures standard, et les images ont été capturées avec un système de microcaméra trioculaire numérique Panthera à un grossissement de 20× et 40×.

3. Balayage en microscopie électronique

Les échantillons de gauche ont été préfixés avec 2 % de paraformaldéhyde-2,5 % de glutaraldéhyde pendant 48 h, puis déshydratés dans une série de solutions d’acétone, infiltrés dans un analyseur de durcissement époxy et incorporés sagittalement. Des sections semi-minces ont été colorées au bleu de méthylène pour identifier la région de jonction tendon-os. Des sections ultraminces, d’environ 60 à 90 nm d’épaisseur, ont été découpées à l’aide d’un couteau diamanté. Ces sections ont été colorées avec de l’acétate d’uranyle pendant 10 à 15 min, puis avec du citrate de plomb pendant 1 à 2 min. Les coupes ont été examinées au microscope électronique à transmission à des grossissements de 6000×, 12000× et 25000×.

4. Dosage immunohistochimique

La jonction tendineuse-osseuse a été systématiquement décalcifiée et sectionnée comme décrit précédemment. Après une incubation avec une solution de récupération d’antigène tampon de citrate pendant 10 min, les échantillons ont été traités avec 3 % de H2O2 pendant 10 min pour bloquer l’activité endogène de la peroxydase, suivie d’un blocage avec du sérum de chèvre normal pendant 20 min à 25 °C.Les sections ont ensuite été incubées pendant la nuit à 4 °C avec des anticorps primaires, y compris GRP78 (1:100), CHOP (1:100) et Caspase-12 (1:100). Par la suite, les échantillons ont été incubés avec des anticorps secondaires pendant 2 h à 25 °C. Le développement de la couleur a été réalisé à l’aide de DAB pendant 8 min à 25 °C, ce qui a donné un signal positif brun-jaune. Les noyaux ont été recolorés avec de l’hématoxyline pendant 3 min. Le logiciel Image-Pro Plus 6.0 a été utilisé pour analyser la densité moyenne. Trois régions d’intérêt de la région de la jonction tendon-os (tendon, fibrocartilage et fibrocartilage minéralisé) ont été sélectionnées pour l’analyse, et la valeur moyenne a été calculée.

5. Analyse statistique

Le GraphPad Prism 8 a été utilisé pour analyser les données et générer des graphiques. Toutes les données sont exprimées en moyenne ± en écart-type. Les comparaisons entre différents groupes ont été effectuées à l’aide de l’ANOVA à un facteur, et le test de la différence la moins significative (LSD) a été utilisé pour les comparaisons par paires. Une valeur P de < 0,05 a été considérée comme statistiquement significative.

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Résultats

Comme le montre la figure 2A, dans le groupe témoin, les chondrocytes et les fibrocytes de collagène dans la jonction tendon-os sont régulièrement disposés, et il y a une ligne bleue lisse entre le fibrocartilage et le fibrocartilage minéralisé, connue sous le nom de marque de marée (flèches jaunes). Dans les groupes d’exercices exhaustifs, des changements ultrastructurels se sont produits à la jonction tendon-os. Les changem...

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Discussion

La jonction tendon-os, également connue sous le nom d’enthèses ou de sites d’insertion, permet l’insertion des tendons dans l’os et est un site de concentration de stress où les ligaments et les tendons s’attachent à l’os4. En tant que point d’ancrage, il facilite le mouvement de la cheville, transmet la force de contraction des muscles du mollet aux ligaments et tendons du pied, et participe au mouvement de la cheville et du pied2. La jonc...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs tiennent à exprimer leur sincère gratitude pour le soutien reçu de la Fondation des sciences naturelles (subvention n° 23ZRYB03), du projet d’équipe de recherche et d’innovation (TD-2022-04), du groupe d’innovation en science et en éducation de la médecine clinique et du Collège de médecine traditionnelle chinoise du Sichuan, ainsi que du projet de recherche 2025 (25MSZX329) financé par l’Administration provinciale de la médecine traditionnelle chinoise du Sichuan.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Solution 2 % de paraformaldéhyde - 2,5 % de glutaraldéhydeMKBio, ChineMM1515,  ;Microscopie électronique Scan
Anti-Caspase12AnticorpsHangzhou Huaan Biotechnology Co., Ltd.HA500144Dosage immunohistochimique
Anticorps anti-CHOPHangzhou Huaan Biotechnology Co., Ltd.ET1703-05Dosage immunohistochimique
Anticorps anti-GRP78Hangzhou Huaan Biotechnology Co., Ltd.ER1706-50Dosage immunohistochimique
BiomicroscopieMotic Industrial Group Co., Ltd.CHINABA210DigitalBiomicroscopie pour l’histologie de la jonction tendon-os Essai immunohistochimique
Rats CD-Sprague-DawleyLaboratoire Vital River Animal Technology Co., Ltd.SCXK2021-0007 CD
Solution de récupération d’antigène tampon de citrateZSGB-Bio, ChineZLI-9065,  ;Dosage immunohistochimique
DAB  ;  ; ZSGB-Bio, ChineZLI-9018  ;Dosage immunohistochimique
EDTASinopharm Chimical Reagant Co., Ltd.10009717Coloration à l’hématoxyline-éosine   ;
Epox 812Sinopharm Chimical Reagant Co., Ltd.XW00000020Microscopie électronique Scan
Éthanol & nbsp ;Sinopharm Chimical Reagant Co., Ltd.10009218Coloration à l’hématoxyline-éosine   ;
GraphPad Prism 8  ;GraphPad Software, Inc.  ; GraphPad Prism 8  ;Analyse statistique
H2O2  ;Sinopharm Chimical Reagant Co., Ltd.011092708Dosage immunohistochimique
Image-Pro Plus 6.0Media Cybernetics Co., Ltd. USAImage-Pro Plus 6.0Dosage immunohistochimique
Paraformeldéhyde  ;Sinopharm Chimical Reagant Co., Ltd.20230408Coloration à l’hématoxyline-éosine   ; Dosage immunohistochimique
PBSZSGB-Bio, ChineZLI-9062Microscopie électronique Scan
Microscope électronique à transmissionLABORATOIRE D’OPTIQUE ÉLECTRONIQUE JAPONAIS CO., LTDJEM-1400Flash, JaponMicroscopie électronique Scan
Tapis de course pour rats et SourisBioMed Easy Technologies Co., Ltd  ; CHINESA101J’ai réalisé des exercices exhaustifs sur le tapis de course
xylèneSinopharm Chimical Reagant Co., Ltd.10023418Coloration à l’hématoxyline-éosine   ;

Références

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