Article de méthode

Modèle de défaut osseux diaphysaire semi-segmentaire chez les rats pour évaluer la performance des substituts osseux dans les régions portantes

DOI :

10.3791/69211

⸱

30 décembre 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Oral Diseases & National Center for Stomatology & National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Cariology and Endodontics, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 3Department of Jinjiang Outpatient, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette étude a établi un modèle de défaut semi-segmentaire fémoral chez le rat afin d’évaluer la performance mécanique et ostéogénique des matériaux de substitution osseuse dans des conditions portantes, sans recours à fixation interne ou externe.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Une évaluation préclinique précise des matériaux de substitution osseuse exige des modèles qui non seulement soutiennent la régénération tissulaire, mais reflètent aussi les défis mécaniques des conditions physiologiques portantes. Cependant, la plupart des modèles conventionnels de défauts osseux animaux échouent à cet égard. Par exemple, les modèles de défauts calvariaux, bien que largement utilisés, sont créés dans des régions non portantes. De même, les défauts de forage ou partiels dans les os longs se concentrent principalement sur la cicatrisation localisée, sans transfert de charge suffisant pour évaluer le support mécanique. Cette étude a établi un modèle standardisé de défaut diaphysaire semi-segmentaire de défaut osseux dans le fémur du rat afin d’évaluer à la fois la performance mécanique et biologique des matériaux de substitution osseuse dans un contexte porteur sans recourir à des dispositifs de fixation. À l’aide d’un appareil à main rapide et d’une fraise dentaire cylindrique spécialisée, un défaut semi-cylindrique mesurant 4 mm de long et 1,5 mm de rayon a été créé dans la diaphyse latérale médiane du fémur. Deux matériaux représentatifs aux propriétés distinctes — gélatine méthacryloyle (GelMA) hydrogel et polyméthacrylate de méthyle imprimé en 3D (3DP-PMMA) — ont été implantés pour valider la capacité du modèle à différencier les propriétés mécaniques des matériaux. Des analyses radiographiques, histologiques et immunofluorescentes réalisées à 4 semaines après l’implantation ont révélé qu’en raison d’un soutien mécanique insuffisant, l’implantation de GelMA a conduit à une malunion avec prédominance tissulaire fibreuse et à une intégration osseuse limitée. En revanche, le 3DP-PMMA a facilité l’organisation de la formation de nouveaux os, la continuité périostéale et le recrutement de cellules exprimant la composante 1 (Piezo1+) et des cellules exprimant le récepteur de la leptine (LepR+) de type piézo. Ce modèle offre une plateforme pratique et reproductible pour évaluer la capacité portante, l’ostéoinductivité et le potentiel d’osséointégration des biomatériaux. Il peut servir d’outil précieux pour sélectionner les matériaux candidats aux applications orthopédiques, telles que la reconstruction des ossos longs ou la réparation de fractures.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dans des conditions physiologiques, l’os joue un rôle central dans le maintien de l’intégrité structurelle et de la fonction mécanique du corps. Il soutient le poids du corps, permet le mouvement et protège les organes internes. Lorsque l’os est endommagé à la suite d’un traumatisme, d’une résection tumorale ou d’une infection, notamment dans les régions portantes, la continuité mécanique est interrompue. Cette perturbation entraîne souvent des complications telles que des déformations osseuses, une mobilité réduite, une instabilité des membres, des douleurs chroniques, voire des problèmes potentiellement mortels liés à des fractures graves et deshémorragies 1,2. De nos jours, des substituts osseux tels que la greffe osseuse et les biomatériaux ont été appliqués cliniquement pour remplacer les tissus osseux gravement endommagés ou restaurer des malformations osseuses à grande échelle. De même, pour les substituts osseux implantés, leur performance mécanique compromise peut entraîner une défaillance de l’implant, entraînant des fractures non unionisées voire catastrophiques au site du défaut 3,4. Pour restaurer à la fois la structure et la fonction, les matériaux de substitution osseuse doivent non seulement favoriser la régénération osseuse, mais posséder aussi une résistance mécanique suffisante pour supporter une charge physiologique5.

Une étape cruciale avant la traduction clinique est l’évaluation réaliste de la capacité d’un biomatériau, une fois implanté in vivo, à répondre aux exigences mécaniques nécessaires au soutien structurel dans les régions osseuses portantes. Bien que de nombreux biomatériaux aient montré des résultats prometteurs in vitro ou dans de petits modèles non porteurs, leur adaptation en pratique clinique est souvent entravée par l’absence de modèles précliniques fiables simulant des conditions mécaniques in vivo. Les modèles animaux actuellement utilisés pour les études sur les défauts osseux incluent les défautsmandibulaires 6, les défautscalvariaux 7, les défauts de forage dans les oslongs 8, les cavitéspost-extraction 9, et ainsi de suite. Ces modèles évaluent principalement la capacité ostéogénique d’un matériau et se concentrent sur les critères de régénération histologiqueou radiographique 10,11. Cependant, étant donné que ces sites ne sont pas porteurs ou mécaniquement protégés, ils ne parviennent pas à reproduire les conditions de contrainte dynamique rencontrées dans les oslongs 12. Même lorsque les propriétés mécaniques sont testées par des techniques in vitro telles que les tests de résistance à la compression ou à la traction, celles-ci ne parviennent pas à reproduire la charge dynamique et les interactions tissulaires inhérentes aux environnements in vivo13.

Une lacune majeure dans la recherche préclinique demeure l’absence d’un modèle animal standardisé et reproductible permettant une évaluation mécanique in vivo des substituts osseux dans des conditions portantes. Pour y remédier, l’étude actuelle a établi un modèle semi-segmentaire de défaut diaphysaire osseux chez les rats. Ce modèle fournit un site de défaut stable et reproductible dans une région portante, permettant une évaluation directe de la capacité de soutien mécanique des matériaux de substitution osseuse sous charge physiologique, tout en permettant simultanément d’évaluer les résultats ostéogènes. De plus, le modèle peut être appliqué à diverses espèces animales, avec la taille et la localisation des défauts ajustées selon l’animal spécifique utilisé. Néanmoins, il ne reproduit pas entièrement l’environnement biomécanique complexe des os humains, et pour les études portant uniquement sur les défauts non porteurs, la cicatrisation de l’os crânien ou les implants structurels très volumineux, des modèles alternatifs peuvent être plus appropriés.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Toutes les procédures animales menées dans cette étude ont reçu l’approbation du Comité éthique de l’École de stomatologie de la Chine occidentale, Université du Sichuan (WCHSIRB-AT-2025-342). Les rats mâles de Sprague-Dawley (180 g chacun) ont été obtenus à partir d’une source commerciale et assignés aléatoirement à deux groupes (n = 6 par groupe) selon le matériau implanté. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Préparation préopératoire

  1. Objets chirurgicaux
    1. Préparez les instruments chirurgicaux se référant à la Figure 1A, correspondant aux labels numérotés de la figure, dans l’ordre suivant : pinces courbes, scalpel stérile jetable, ciseaux droits, élévateur périosté, aiguille d’irrigation, une fraise dentaire spécifique en diamant (voir la vue agrandie à la Figure 1B), pièce à main rapide, étrier vernier, moteur chirurgical, suture monofilament (4-0) et porte-aiguille.
    2. Préparez une solution saline stérile à 0,9 % pour l’irrigation.
  2. Stérilisation et désinfection
    1. Stériliser les instruments chirurgicaux capables de résister à l’autoclavage, y compris les pinces courbes, les ciseaux, l’élévateur périosté, la fraise dentaire diamantée, la pièce à main haute vitesse et le porte-aiguilles.
      REMARQUE : Les instruments doivent être enveloppés dans des tissus médicaux non tissés et scellés avec du ruban adhésif autoclave pour une stérilisation à la vapeur à 121-134 °C pendant 20-25 minutes.
    2. Pour les instruments sensibles à la chaleur, tels que les étriers vernier et le moteur chirurgical, exposez-les à la lumière ultraviolette pendant au moins 30 minutes pour la désinfection. Les objets jetables, tels que le scalpel stérile jetable, l’aiguille d’irrigation et les points de suture, doivent rester scellés dans leur emballage stérile d’origine jusqu’à utilisation.
    3. Assurez-vous que l’environnement chirurgical est stérile et contrôlé par la température. Essuyez le banc chirurgical et les surfaces environnantes avec 75 % d’éthanol. Utilisez des tissus stériles, de qualité médicale, non tissés pour recouvrir la table d’opération.
      ATTENTION : L’éthanol est inflammable ; Manipulez loin des sources d’allumage et stockez dans des contenants fermés. Collectez les déchets d’éthanol dans des contenants désignés pour déchets chimiques afin de les éliminer correctement. Portez un équipement de protection individuelle approprié, y compris des gants, une blouse de laboratoire et des lunettes de sécurité.
  3. Anesthésie
    1. Peser le rat et calculer la dose anesthésiante (100 mg/kg de kétamine et 10 mg/kg de xylazine, intrapéritonélique).
    2. Induire l’anesthésie 20 minutes avant l’opération (en suivant les protocoles approuvés par l’institution) et confirmer sa profondeur en vérifiant l’absence de réponse à la pincée des orteils et la perte du réflexe de redressement.
    3. Appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux pour éviter la sécheresse cornéenne pendant la procédure.

2. Intervention chirurgicale

  1. Préparation du site
    1. Placez le rat en position latérale allongée sur le banc chirurgical stérile. Rasez la zone latérale de la cuisse correspondant à la projection du fémur et désinfectez la peau à l’aide d’une teinture à 2 % d’iode, suivie d’un éthanol à 75 % (Figure 2Ba).
      ATTENTION : La teinture d’iode est inflammable et irritante. Manipulez dans un espace bien ventilé en portant des gants, une blouse de laboratoire et des lunettes de sécurité. Jetez les lingettes et solutions usagées dans des conteneurs de déchets chimiques désignés conformément aux réglementations institutionnelles de sécurité.
    2. Drapez le site chirurgical avec un drap fenestrat stérile pour maintenir l’asepsie.
  2. Ouverture du site chirurgical
    1. Utilisez des pinces courbées pour aider à stabiliser les tissus, maintenir les muscles et fixer doucement le fémur tout au long de l’intervention chirurgicale (Figure 2Bb-h).
    2. Réalisez une incision longitudinale cutanée de 2 à 3 cm sur la face latérale de la cuisse avec un ciseau droit pour exposer les muscles sous-jacents (Figure 2Bb).
    3. Identifiez les muscles droit fémoral et vaste latéral, puis séparez-les soigneusement le long du fascia blanc visible (indiqué par la flèche jaune de la Figure 2Bb) à l’aide d’un ciseau droit (Figure 2Bc).
    4. Localiser et exposer les attaches musculaires sur la surface latérale du fémur (Figure 2Bd).
    5. Effectuez une incision longitudinale le long des attaches musculaires avec un scalpel stérile jetable pour accéder à la surface fémorale (Figure 2Be).
      REMARQUE : Lors de la dissection tranchante (à l’aide d’un ciseau ou d’un scalpel) pour séparer les tissus mous, veillez à ne pas endommager les vaisseaux sanguins et les nerfs sous-jacents. Si vous ne connaissez pas les structures anatomiques, utilisez des pinces à pointe fine et un élévateur périosté pour effectuer une dissection contondante.
    6. Effectuer une dissection contondante à l’aide d’un élévateur périosté pour détacher les attaches musculaires et exposer complètement la diaphyse moyenne du fémur (Figure 2Bf).
    7. Séparez également le fémur des muscles environnants et maintenez la diathèse médiane du fémur à l’aide de pinces courbées (Figure 2Bg).
  3. Établissement du modèle de défaut osseux diaphysaire demi-segmentaire
    1. Fixez la fraise cylindrique spécifique au diamant (Figure 1B) à l’embout à la pièce à main à grande vitesse, alimentée par le moteur chirurgical. Réglez le moteur chirurgical à 35 000 tr/min.
    2. Sous visualisation directe, identifiez le point le plus élevé de la diaphylémie fémorale comme centre anatomique de création de défauts. Percer verticalement vers le bas à ce point à l’aide de la fraise jusqu’à ce qu’une perte soudaine de résistance soit observée, accompagnée de l’apparition d’un effondrement sanguin dans le défaut, ce qui indique une pénétration corticale complète et un accès à la cavité médullaire (Figure 2Bh).
      REMARQUE : Étant donné la variabilité interanimale de l’épaisseur corticale, il est conseillé aux opérateurs de se familiariser avec l’anatomie fémorale et de réaliser un entraînement pré-expérimental pour standardiser cette étape.
    3. Agrandir le défaut en appliquant des mouvements horizontaux contrôlés de poussée-traction centrés autour du point de pénétration initial. Étendre le défaut longitudinalement (le long de l’axe fémoral) et latéralement (le long du diamètre fémoral) pour former progressivement un défaut semi-cylindrique standardisé mesurant 4 mm de long et 1,5 mm de rayon (Figure 2Bi, voir Figure 2A pour la morphologie et la position du défaut).
      REMARQUE : Une fois le point central établi, utilisez un étrier vernier pour aider à l’élargissement des défauts par étapes, en assurant des dimensions uniformes sur tous les échantillons. La conception cylindrique à extrémité plate de la fraise dentaire spécialisée correspond au défaut semi-cylindrique, permettant une préparation efficace et reproductible.
    4. Irriguez continuellement le site chirurgical avec du sérum stérile à l’aide de l’aiguille d’irrigation pour éviter la nécrose thermique lors de la coupe osseuse.
  4. Implantation par substitution osseuse
    1. Retirez doucement les débris osseux et irriguez le site pour éliminer les particules résiduelles.
    2. Implantez des hydrogels de gélatine méthacryloyle (GelMA) non porteurs (voir Tableau des matériaux) ou du polyméthacrylate de méthyle imprimé en 3D porteur (3DP-PMMA) destinés aux essais mécaniques de performance sur le site du défaut, assurant un ajustement serré (Figure 2Bj).
      REMARQUE : Les deux biomatériaux utilisés ici ont été délibérément sélectionnés pour représenter des propriétés mécaniques et biologiques contrastées : l’hydrogel GelMA agit comme un matériau mou, non porteur, avec un potentiel ostéogénique limité, tandis que le 3DP-PMMA agit comme un échafaudage rigide porteur capable d’une transmission efficace du stress et de soutien à la formationosseuse 14 (Figure 2A). Ce contraste met en lumière la capacité du modèle à évaluer des implants présentant une large gamme de résistances mécaniques et de performances biologiques, et en pratique, le modèle de défaut peut être appliqué pour tester d’autres matériaux candidats possédant des propriétés mécaniques.
  5. Fermeture du site chirurgical
    1. Suturez les couches musculaires à l’aide de sutures monofilament 4-0 et d’un porte-aiguille, en veillant à éviter une tension excessive (Figure 2Bk).
    2. Effectuer la fermeture de la peau avec des points de suture interrompues et désinfecter le site chirurgical à l’aide d’une solution d’iodophore à 2 % (Figure 2Bl).

3. Soins post-opératoires

  1. Transférez les rats sur une bouillotte désinfectée et constante (37 °C) pour permettre la récupération post-opératoire.
  2. Administrez une analgésie post-opératoire appropriée (par exemple, buprénorphine à 0,03 mg/kg par voie sous-cutanée toutes les 12 heures pendant 48 à 72 heures).
  3. Une fois que les rats ont repris conscience, placez-les dans des cages propres avec une litière moelleuse et un accès facile à la nourriture et à l’eau.
  4. Surveillez quotidiennement le site chirurgical pour détecter des signes d’infection, de déhiscence ou de gonflement anormal. Observez le comportement, le poids et la mobilité des rats pendant au moins 7 jours après l’opération afin d’assurer leur rétablissement et d’évaluer leur bien-être.

4. Prélèvement d’échantillons et collecte de données

  1. Collecte d’échantillons
    1. Euthanasiez les rats par inhalation de dioxyde de carbone suivie d’une confirmation secondaire (selon les protocoles approuvés par l’institution).
    2. Prélèvez les spécimens de fémur à 4 semaines après l’implantation avec des animaux initialement répartis au hasard en deux groupes de matériaux (n = 6 par groupe) afin d’évaluer la performance mécanique des matériaux.
      REMARQUE : Dans le groupe GelMA, trois animaux ont développé des fractures complètes peu après l’opération et ont été exclus, laissant trois sémicimens disponibles pour des analyses ultérieures.
    3. Fixez les échantillons de fémur dans du paraformoldéhyde à 4 % pendant 48 heures à 4 °C.
      ATTENTION : Le paraformaldéhyde est toxique et doit être manipulé dans une hotte certifiée. Portez des gants, une blouse de laboratoire, des lunettes de sécurité ou une visière. Collectez les solutions de déchets dans des conteneurs de déchets chimiques dangereux étiquetés pour leur élimination.
  2. Évaluation par tomodensitométrie micro-calculée (μCT)
    1. Effectuer un scanner μCT sur des échantillons fémoraux prélevés 4 semaines après l’implantation avec les paramètres suivants : potentiel de tube à rayons X, 70 kVp ; Intensité aux rayons X, 0,2 mA ; filtre, AL 0,5 mm ; temps d’intégration, 1 x 300 ms ; et la taille des voxels, 17 μm.
    2. Effectuer la reconstruction 3D en utilisant les scripts prédéfinis fournis dans le logiciel de la machine μCT. Générez des images en coupe transversale du site du défaut en utilisant la fonction de recoupe d’un logiciel dédié au traitement d’images. Suivez les flux de travail standards tels que décrits dans les manuels logiciels respectifs.
  3. Coloration histologique
    1. Décalcifiez les échantillons à 4 °C à l’aide d’acide éthylénédiaminetétraacétique (EDTA) à 12 % (pH 7,2) pendant 6 semaines sur un shaker.
      REMARQUE : Remplacez la solution EDTA tous les deux jours. Vérifiez régulièrement les progrès de la décalcification. La décalcification est complète lorsque l’échantillon est souple sous pression ou passe par une aiguille.
      ATTENTION : Éliminer les solutions EDTA conformément aux directives institutionnelles pour les déchets chimiques aqueux. Les matériaux biologiques contaminés doivent être traités comme des déchets bio-dangereux.
    2. Déshydratez les échantillons dans une série graduée de dilutions d’éthanol puis les incorporez dans la paraffine.
    3. Découpez les échantillons incrustés de paraffine de façon sagittale en tranches de 6 μm d’épaisseur.
      REMARQUE : Assurez-vous que les sections incluent l’interface entre le matériau implanté et le tissu hôte.
    4. Effectuer la coloration hématoxyline-éosine (H&E) et la coloration trichrome de Masson à l’aide de kits disponibles dans le commerce (voir Tableau des matériaux). Exécutez toutes les procédures strictement selon les protocoles standards du fabricant, sans aucune déviation. Observez la cicatrisation des sites de défauts par histopathologie.
      ATTENTION : Éliminer les solutions de tache et les consommables contaminés conformément aux protocoles institutionnels de biosécurité et d’élimination des déchets dangereux.
  4. Coloration immunofluorescente (FI)
    1. Déparaffinez et réhydratez des sections de paraffine de 6 μm d’épaisseur à l’aide d’une série de solutions de xylène et d’éthanol gradué.
      ATTENTION : Le xylène est inflammable et toxique. Manipulez le xylène dans une hotte à fumée en portant des gants, une blouse de laboratoire et des lunettes de sécurité. Collectez séparément les solvants résiduels dans des contenants de déchets chimiques pour un élimination appropriée.
    2. Effectuer la récupération d’antigènes en incubant les lames dans un tampon de citrate (pH 6,0) à 95-100 °C pendant 15-20 minutes. Laissez les lames refroidir naturellement à température ambiante.
    3. Lavez les coupes avec du sérum physiologique tamponné phosphate (PBS) pendant 5 minutes et traitez les sections avec du Triton X-100 à 0,1 % en PBS pendant 20 minutes pour faciliter la pénétration des anticorps. Ensuite, bloquez les sites de liaison non spécifiques avec de l’albumine sérique bovine (BSA) à 5 % dans un PBS pendant 1 h à température ambiante.
      ATTENTION : Le Triton X-100 est un irritant ; Manipuler avec des gants, une blouse de laboratoire et des lunettes de sécurité dans un espace ventilé. Éliminez les solutions Triton X-100 sous forme de déchets chimiques dans des contenants désignés. Pour toutes les procédures, les solutions ayant été en contact avec des coupes tissulaires, telles que les BSA et les PBS, doivent être considérées comme des déchets biologiques et doivent être collectées et éliminées conformément aux protocoles de biosécurité institutionnels.
    4. Incubez les sections avec des anticorps primaires (composante des canaux ioniques mécanosensibles anti-piézosensible 1 (Piézo1), diluée 1:200 ; récepteur anti-leptine (LepR), diluée 1:50) dans un tampon de dilution d’anticorps. Appliquez 50 μL de solution diluée d’anticorps sur chaque section et incubez pendant 12 à 18 h à 4 °C dans l’obscurité dans une chambre humidifiée.
    5. Lavez les lames avec du PBS (3 × 5 min), puis incubez-les avec des anticorps secondaires conjugués au fluorophore (dilués 1:200). Appliquez 50 μL de solution diluée d’anticorps sur chaque section et incubez pendant 2 h à température ambiante dans l’obscurité dans une chambre humidifiée.
    6. Rincez à nouveau les lames dans PBS (3 × 5 min), puis contre-coloration des noyaux avec du 4',6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) (dilué à 1:50) pendant 5 minutes.
    7. Montez les sections avec un support antifade et couvrez avec un cache-cousse.
    8. Visualisez et capturez des images à l’aide d’un microscope confocal à balayage laser avec les réglages de filtre appropriés.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dans cette étude, le modèle de défaut osseux diaphysaire semi-segmentaire chez le rat a été établi en forant un défaut mesurant 4 mm de long et 1,5 mm de rayon au milieu fémoral avec une fraise cylindrique spécifique à l’extrémité plate (Figure 2A). Pour démontrer la capacité du modèle à tester les performances mécaniques et biologiques des matériaux, nous avons établi deux groupes de comparaison, avec des défauts implantés soit avec des hydrogels GelMA, soi...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Outre les propriétés largement mises en avant de l’ostéoinductivité, de l’ostéointégration etde la biocompatibilité 5, la réactivité mécanique et la capacité portante des substituts osseux sont tout aussi essentielles, notamment pour réparer les défauts des os porteurs22. Les évaluations conventionnelles des performances mécaniques reposent généralement sur des méthodes in vitro, telles que les machines d’essai universelles, les es...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Toutes les données et images originales sont incluses dans cet article. Les auteurs déclarent ne pas exister de conflit d’intérêts.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette étude a été soutenue par la Fondation des sciences naturelles de la province du Sichuan (2025ZNSFSC0754).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Solution d’iodophore à 2 %Chengdu Jinshan Chemical Reagent Co., Ltd.Aucun
Polyméthacrylate de méthyle imprimé en 3D (3DP-PMMA)Chaleureusement fourni par le Collège de Sciences et Ingénierie des Polymères de l’Université du SichuanAucun
4 % de paraformoldéhydeBiosharpBL539A
75 % d’éthanolChengdu Jinshan Chemical Reagent Co., Ltd.Aucun
Boules de cotonHaishi Hainuo Group Co.,   ; Ltd.Aucun
Bâtonnets de cotonLakong Medical Devices Co., Ltd.Aucun
Solution de coloration DAPIBeyotime  ;Cat#C1005
Scalpel stérile jetableHangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.20100227
Hydrogels gélatine méthacryloyle (GelMA)Chaleureusement fourni par le Collège de Sciences et Ingénierie des Polymères de l’Université du SichuanAucun
GelMA 20 %CellinkIKG125000005
IgG Anti-Souris Chèvre & H & L (Alexa Fluor & reg ; 594)Abcamab150116
IgG Anti-Lapin de Chèvre & L (Alexa Fluor & reg ; 488)Abcamab150077
Kit de taches hématoxyline et éosineBiosharpC1005
Pièce à main à grande vitesseFoshan SCS Medical Instrument Co., Ltd.9018499000
Aiguille d’irrigationNouveaux Produits Médicaux Polymer du Sichuan Co., Ltd.Aucun
Masson' s Kit de teinture trichromeSolarbioG1340
Tissus médicaux non tissésHenan Yadu Industrial Co., Ltd. & nbsp ;Aucun
Tissus médicaux non tissésHenan Yadu Industrial Co., Ltd. & nbsp ;Aucun
La tomodensitométrie micro-calculée (& micro ; CT)  ;Scanco Medical AG&mu ; CT 45
Mimiques 20.0 pour les images en coupe transversale (fonction de recoupe)MatérialisezAucun
Porte-aiguillesChengdu Shifeng Co., Ltd.Aucun
Anticorps Ob-R/Récepteur de la Leptine (B-3)Santa CruzSC-8391
Système de numérisation de diapositives entières de qualité Olympus Research VS200Chengdu Knowledge Technology Co., LtdVS200
Élévateur périostéChengdu Shifeng Co., Ltd.Aucun
Anticorps PIEZO1NovusNBP1-78446
Solution salineSichuan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd.Aucun
Logiciel de visualisation médicale Scanco pour la reconstruction d’images 3D (scripts prédéfinis)Scanco Medical AGAucun
Fraise diamantée dentaire spécifique (TF-22/170-021m/845-021m)Société de matériaux dentaires DiantongAucun
Rats Sprague-Dawley & nbsp ;Byrness Weil Biotech LtdAucun
Ciseaux droitsChengdu Shifeng Co., Ltd.Aucun
Moteur chirurgicalMARATHONN3-140232
Sutures chirurgicales (monofilament 4-0)Hangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.Aucun
Étrier vernierÉpicerieDL91150

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mitchnik, I. Y., et al. Femur fractures and hemorrhagic shock: Implications for point of injury treatment. Injury. 53 (10), 3416-3422 (2022).
  2. Mitchell, S. A. T., Majuta, L. A., Mantyh, P. W. New insights in understanding and treating bone fracture pain. Curr Osteoporos Rep. 16 (4), 325-332 (2018).
  3. Ritchie, R. O. The conflicts between strength and toughness. Nat Mater. 10 (11), 817-822 (2011).
  4. Carson, J. S., Bostrom, M. P. G. Synthetic bone scaffolds and fracture repair. Injury. 38 (1 Suppl ), S33-S37 (2007).
  5. Janicki, P., Schmidmaier, G. What should be the characteristics of the ideal bone graft substitute? Combining scaffolds with growth factors and/or stem cells. Injury. 42, S77-S81 (2011).
  6. Zandi, M., Dehghan, A., Talimkhani, I., Rezaeian, L., Mohammad Gholi Mezerji, N. Histological evaluation of the healing process of autografted mandibular bone defects in rats under treatment with zoledronate. J Cranio Maxillofac Surg. 47 (11), 1779-1786 (2019).
  7. Wu, J., et al. The establishment of calvarial suture-bony composite defects in rats: A standardized model for suture-regenerative therapy investigation. J Vis Exp. (207), e66417(2024).
  8. Chen, Y., Wu, J., Li, F., Ye, L., Wang, H. Creating a box-cavity defect model in the cortical bone of rat femora. J Vis Exp. (201), e66068(2023).
  9. Yu, C., Yu, F., Li, F., Ye, L. The establishment of a murine mandibular molar extraction socket healing model. J Vis Exp. (191), e64855(2023).
  10. Han, L., et al. 3D magnetic nanocomposite scaffolds enhanced the osteogenic capacities of rat bone mesenchymal stem cells in vitro and in a rat calvarial bone defect model by promoting cell adhesion. J Biomed Mater Res A. 109 (9), 1670-1680 (2021).
  11. Han, Z., Bhavsar, M., Leppik, L., Oliveira, K. M. C., Barker, J. H. Histological scoring method to assess bone healing in critical size bone defect models. Tissue Eng Part C Methods. 24 (5), 272-279 (2018).
  12. Gomes, P. S., Fernandes, M. H. Rodent models in bone-related research: the relevance of calvarial defects in the assessment of bone regeneration strategies. Lab Anim. 45 (1), 14-24 (2011).
  13. Tsiklin, I. L., Shabunin, A. V., Kolsanov, A. V., Volova, L. T. In vivo bone tissue engineering strategies: advances and prospects. Polymers. 14 (15), 3222(2022).
  14. Long, S., et al. Architecture mechanics mediated osteogenic progression in bone regeneration of artificial scaffolds. Sci Adv. 11 (29), eadv8804(2025).
  15. Man, K., et al. GelMA hydrogel reinforced with 3D printed PEGT/PBT scaffolds for supporting epigenetically-activated human bone marrow stromal cells for bone repair. J Funct Biomater. 13 (2), 41(2022).
  16. Chen, N. Embedded 3D printing and pressurized thermo-curing of PMMA for medical implants. J Mech Behav Biomed Mater. 146, 106083(2023).
  17. Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
  18. Ikeda, T., et al. Stimulation of osteogenesis in bone defects implanted with biodegradable hydroxyapatite composed of rod-shaped particles under mechanical unloading. Acta Histochem Cytochem. 45 (5), 283-292 (2012).
  19. Du, Y., Xu, B., Li, Q., Peng, C., Yang, K. The role of mechanically sensitive ion channel Piezo1 in bone remodeling. Front Bioeng Biotechnol. 12, 1342149(2024).
  20. Tadge, T., et al. The role of Piezo1 and Piezo2 proteins in tissue engineering: a comprehensive review. Eng Regen. 5 (2), 170-185 (2024).
  21. Prasad, P., Cancelas, J. A. From marrow to bone and fat: exploring the multifaceted roles of Leptin receptor positive bone marrow mesenchymal stromal cells. Cells. 13 (11), 910(2024).
  22. Hart, N. H., et al. Mechanical basis of bone strength: influence of bone material, bone structure and muscle action. J Musculoskelet Neuronal Interact. 17 (3), 114-139 (2017).
  23. Zhong, J., He, D. Combination of universal mechanical testing machine with atomic force microscope for materials research. Sci Rep. 5 (1), 12998(2015).
  24. El Kommos, A., Jackson, A. R., Andreopoulos, F., Travascio, F. Development of improved confined compression testing setups for use in stress relaxation testing of viscoelastic biomaterials. Gels. 10 (5), 329(2024).
  25. Lietaert, K., Cutolo, A., Boey, D., Van Hooreweder, B. Fatigue life of additively manufactured Ti6Al4V scaffolds under tension-tension, tension-compression and compression-compression fatigue load. Sci Rep. 8 (1), 4957(2018).
  26. Bignardi, C., Terzini, M. Novel load systems for in vitro testing of biomaterials and medical devices. Materials. 16 (2), 465(2023).
  27. Teti, A. Bone development: overview of bone cells and signaling. Curr Osteoporos Rep. 9 (4), 264-273 (2011).
  28. McGovern, J. A., Griffin, M., Hutmacher, D. W. Animal models for bone tissue engineering and modelling disease. Dis Model Mech. 11 (4), dmm033084(2018).
  29. Malda, J., et al. 25th anniversary article: engineering hydrogels for biofabrication. Adv Mater. 25 (36), 5011-5028 (2013).
  30. Altmann, B., et al. Promotion of osteoblast differentiation in 3D biomaterial micro-chip arrays comprising fibronectin-coated poly(methyl methacrylate) polycarbonate. Biomaterials. 32 (34), 8947-8956 (2011).
  31. Bastidas-Coral, A. P., et al. Polymethyl methacrylate does not adversely affect the osteogenic potential of human adipose stem cells or primary osteoblasts. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 108 (4), 1536-1545 (2020).
  32. Öztürk, Z., Tosun, B. Comparison of 3D printed and conventional denture base materials in terms of durability and performance characteristics. Sci Rep. 15, 18234(2025).
  33. Wu, J., et al. Transcriptomic and cellular decoding of scaffolds-induced suture mesenchyme regeneration. Int J Oral Sci. 16 (1), 33(2024).
  34. Kan, C., et al. BMP-dependent, injury-induced stem cell niche as a mechanism of heterotopic ossification. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 14(2019).
  35. Bao, X., et al. 3D biomimetic artificial bone scaffolds with dual-cytokines spatiotemporal delivery for large weight-bearing bone defect repair. Sci Rep. 7 (1), 7814(2017).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Bone Defect ModelLoad Bearing BoneDiaphyseal DefectRat Femur ModelBone Substitute Evaluation3D Printed PMMAGelatin Methacryloyl HydrogelMechanical Performance TestingOsseointegration AssessmentImmunofluorescence Staining

Articles connexes