Article de méthode

FLEX : Protocole d’entraînement aux exercices en vol pour la drosophile des mouches des fruits

DOI :

10.3791/69217

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14 octobre 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Comparative Biomedical Sciences, LSU School of Veterinary Medicine

Dans cet article

Résumé

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L’objectif de ce protocole est de fournir un exercice de vol à la drosophile des fruits. Des résultats représentatifs montrent que l’entraînement aux exercices en vol entraîne une augmentation de la capacité aérobie et de la résistance à un régime riche en graisses.

Résumé

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La drosophile est récemment devenue un modèle populaire pour l’étude de l’obésité et des troubles connexes. Bien qu’il soit relativement facile d’induire des troubles métaboliques chez la drosophile à l’aide de régimes spécifiques, la création d’un modèle d’exercice pour les mouches est plus difficile. Les méthodes existantes, telles que la tour de puissance et la roue roulante, utilisent des flacons secoués ou rotatifs pour inciter les mouches à grimper, en tirant parti de leur réponse négative à la géotaxie. Cependant, l’escalade continue pendant de longues périodes n’est pas naturelle pour les mouches et peut entraîner des blessures et des décès liés à l’exercice. Cet article présente un nouveau protocole d’exercice qui exploite la capacité naturelle de la mouche à voler, offrant une approche d’exercice plus naturelle, physiologique et sans blessure. Les expériences montrent qu’un régime d’exercices en vol de 5 jours augmente la capacité bioénergétique de la mouche et contrecarre les effets néfastes d’un régime occidental (WD), améliorant le comportement en montée et réduisant la mortalité associée aux WD. Ce protocole permet l’entraînement simultané d’un grand nombre de mouches pour étudier l’interaction entre l’exercice et divers facteurs, notamment l’alimentation, les médicaments, le vieillissement et la génétique. Ensemble, ces méthodes peuvent compléter les méthodes existantes pour étudier les effets de l’exercice sur la physiologie et le comportement des mouches.

Introduction

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L’activité physique et l’exercice font l’objet d’intenses recherches pour leurs bienfaits immédiats et à long terme sur la santé1. En raison de son puissant effet systémique sur le métabolisme, l’exercice est de plus en plus utilisé pour prévenir et traiter les troubles métaboliques, cardiovasculaires et neurologiques. Malgré les preuves de plus en plus nombreuses des nombreux avantages pour la santé associés à l’exercice régulier, les mécanismes moléculaires exacts qui sous-tendent ces avantages restent mal compris5. Pour comprendre ces mécanismes, l’utilisation de modèles animaux innovants et à haut débit est indispensable. Bien que les modèles de rongeurs soient couramment utilisés pour étudier l’impact de l’exercice sur les maladies métaboliques, de telles études nécessitent des coûts importants, une surveillance réglementaire et de l’équipement spécialisé 6,7.

Récemment, Drosophila melanogaster est apparu comme un nouveau modèle de recherche sur la biologie de l’exercice (examiné 8,9,10). Dotée d’un large éventail d’outils génétiques puissants, d’un cycle de vie court, d’une progéniture étendue et d’exigences d’entretien économiques, la mouche des fruits présente une ressource précieuse pour l’étude des mécanismes génétiques, épigénétiques et transgénérationnels. Lors de la modélisation de l’exercice chez les mouches, les méthodes actuelles reposent généralement sur la géotaxie négative, la réaction comportementale pour monter vers le haut11,12.

L’un des premiers protocoles d’exercice automatisés a utilisé un appareil d’exercice spécial nommé Power Tower11. La Power Tower utilise une unité motrice qui soulève à plusieurs reprises les flacons contenant des animaux, puis les laisse tomber pour induire la réponse négative de la géotaxie11. L’exercice prolongé dans la Power Tower entraîne une réduction significative du déclin de la mobilité et des performances cardiaques lié à l’âge13. De plus, le régime Power Tower peut être stressant pour les mouches, et une intensité d’entraînement excessive a été signalée comme causant des blessures ou la mortalité11.

Pour résoudre ce problème, un autre paradigme d’exercice appelé Treadwheel a été développé14. La Treadwheel exploite également la réponse géotaxique négative de la drosophile, mais au lieu de soulever et de lâcher des mouches comme dans la Power Tower, elle inverse les fioles avec des animaux. Contrairement à la Power Tower, cette méthode est plus douce pour les mouches et prévient les blessures et la mortalité liées à l’exercice9. Cependant, les mouches dans la roue de roulement pourraient s’habituer au mouvement de rotation, ce qui pourrait compliquer l’interprétation des résultats12. Pour résoudre ce problème, un moniteur d’activité locomotrice (LAM25H, Trikinetics) a été ajouté pour mesurer l’activité pendant l’exercice, quantifier l’activité de la drosophile et tenir compte de l’accoutumance. Par la suite, le nom du système a été mis à jour pour devenir le Système de quantification des exercices de rotation (REQS)12.

Il est intéressant de noter que très peu d’études ont tiré parti des capacités de vol naturelles de la drosophile pour modéliser l’exercice. L’objectif prédominant de la recherche en vol a été sur l’aérodynamique et les aspects biomécaniques du vol stationnaire et des manœuvres dans les airs 15,16,17,18. Plusieurs études se sont penchées sur les mécanismes physiologiques et cellulaires liés au vol19,20. Dans ces études, la capacité de vol a été évaluée par le biais de l’essai de vol21,22, où des mouches individuelles ont été relâchées dans une boîte acrylique transparente et leur capacité à maintenir une élévation et un vol constants a été observée23.

Dans une étude particulière, les chercheurs ont examiné les effets de l’exercice de vol induit en plaçant des mouches dans des bouteilles attachées à un agitateur de type vortex. Le shaker secouait doucement les bouteilles à des intervalles aléatoires entre 5 min et 10 min, à l’aide d’une minuterie programmable19. Cette étude a rapporté que le comportement de vol induit accélérait la sénescence et la perte de capacité antioxydante liée à l’âge dans les muscles de vol19. S’appuyant sur les recherches précédentes, notre laboratoire a développé un nouveau protocole d’exercice appelé FLEX (exercice de vol) en intégrant un système automatisé de géotaxie négative avec des mouches logées dans de grands conteneurs24. Pour la formation FLEX, les mouches ont été placées dans des bocaux à poissons en plastique transparent de 1 gallon attachés à une plate-forme horizontale attachée à un moteur. Le moteur était contrôlé par une minuterie, qui déclenchait les tours du moteur toutes les 5 minutes. Chaque révolution soulevait la plate-forme puis la faisait tomber, déclenchant le vol des mouches. Le FLEX a été effectué quotidiennement pendant 7 h pendant 5 jours. Aucun décès ou blessure associé à l’exercice n’a été observé24. De plus, un régime FLEX de 5 jours chez les mouches avec le régime occidental (WD) a nettement annulé les effets indésirables du WD, améliorant la survie, le comportement d’escalade et la respiration mitochondriale24. Dans l’ensemble, cet article présente un nouveau paradigme d’exercice basé sur une activité de vol naturelle qui ne cause pas de blessures. Il s’agit d’une procédure à haut débit qui permet à un grand nombre de mouches d’être entraînées simultanément pour étudier l’interaction entre l’exercice, l’alimentation, les médicaments, le vieillissement, l’environnement et/ou la génétique. Le protocole peut être utilisé en complément des méthodes d’exercice existantes pour étudier les effets de l’activité physique sur la physiologie et le comportement des mouches.

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Protocole

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1. Configuration et fonctionnement de la machine d’exercice

  1. Construisez une machine à l’atelier d’usinage de l’université. Utilisez une base rectangulaire en aluminium de 35 mm x 35 mm x 1,4 mm avec un moteur CA/CC et une plate-forme horizontale en aluminium de 35 mm x 35 mm x 0,5 mm (Figure 1A).
  2. Pour la conversion du mouvement rotatif en mouvement linéaire, construisez une came ronde rotative sur mesure de 15 cm de diamètre montée sur le moteur (Figure 1B). Fixez un suiveur avec un rouleau de 2 cm au bas de la plate-forme horizontale de sorte que la plate-forme soit soulevée par le suiveur, puis retombée dans sa position d’origine une fois que le galet suiveur dégage la came.
  3. Ajustez la vitesse du moteur à l’aide d’un potentiomètre rotatif de sorte qu’une période de rotation complète soit d’environ 5 360 ms.
    REMARQUE : Les spécifications exactes du moteur, les dimensions du suiveur et du rouleau, ainsi que la géométrie de la came, ne sont pas critiques. Toute configuration motorisée qui soulève et abaisse de manière fiable la plate-forme pour déloger les mouches et permet à l’utilisateur de contrôler la fréquence de chute est acceptable.
  4. Fixez les bocaux à poissons en plastique transparent de 1 gallon à la plate-forme à l’aide de cordons élastiques accrochés à des œillets à vis (Figure 1C).

2. Protocole FLEX

  1. Gardez les mouches dans un incubateur à 24 °C ou dans une pièce avec 60 % d’humidité et un cycle lumière/obscurité de 12 heures.
  2. Collectez les mouches du même âge dans les 3 à 4 jours suivant l’éclosion. Après la collecte, attribuez au hasard des mouches à des groupes d’exercice et sédentaires. Utilisez un nombre égal de mouches pour les groupes d’exercice et sédentaires.
    REMARQUE : Les mouches peuvent être logées à des densités allant de 30 à 400 par bol, car cela n’interfère pas avec l’exercice de vol. Cependant, les groupes expérimentaux et témoins doivent toujours être appariés en termes de nombre, de sexe et d’âge pour assurer la comparabilité.
  3. Fournir aux mouches sédentaires et contrôlées 7 mL de nourriture sous formulation. Fixez les flacons de nourriture dans les bols avec du ruban adhésif.
  4. Transférez les mouches dans les bols en utilisant une anesthésie légère et brève au CO2 un jour avant de commencer le régime d’exercice. Couvrez les ouvertures des bols avec une maille fixée par des élastiques.
    REMARQUE : Les mouches doivent être anesthésiées brièvement sous un léger CO2 sur un tampon. L’exposition doit rester courte pour éviter des effets comportementaux durables ; Par conséquent, l’anesthésie doit être effectuée 1 jour avant l’expérience d’exercice.
  5. Fixez les bols à la plate-forme à l’aide de cordons élastiques. Effectuez l’entraînement physique dans une pièce à une température de 24 °C et à un taux d’humidité de 60 %. Si l’humidité de la pièce n’est pas contrôlée, donnez aux mouches un accès à l’eau en plaçant des flacons de coton humide dans les bocaux à poissons et en fixant les flacons à la paroi du bol avec du ruban adhésif.
  6. Pour les expériences de contrôle (exercice fictif), placez un nombre égal de mouches dans un bol placé à côté de l’appareil d’exercice, mais non attaché à la plate-forme.
  7. L’exercice vole pendant 5 jours consécutifs.
    1. Contrôlez le moteur à l’aide de deux minuteries (Figure 1D). La première minuterie allume et éteint la machine à un moment précis de la journée. Commencez l’exercice à 8 h et terminez-le à 15 h.
    2. Utilisez la deuxième minuterie pour lancer une série de trois tours moteurs, chaque séquence se produisant toutes les 5 minutes. Chaque révolution élèvera la plate-forme, puis la fera tomber, déclenchant le vol des mouches.
    3. Une fois le traitement d’exercice d’une journée donnée terminé, remettez les bols dans leurs incubateurs. Ce protocole peut être facilement modifié pour s’adapter à une expérience particulière.
      REMARQUE : Une humidité inférieure à 60 % peut entraîner une augmentation de la mortalité. Un petit nombre de mouches peuvent ne pas commencer à voler après le premier largage, mais commencent généralement à voler après le deuxième ou le troisième largage. Bien qu’il ne soit pas possible de suivre le vol de chaque individu, la majorité des mouches volent, et on suppose que toutes les mouches finissent par participer à l’exercice. De plus, le grand conteneur offre de l’espace pour le vol volontaire entre les largages.
  8. À la fin du régime FLEX, immobiliser les mouches en plaçant les bols dans la chambre froide pendant 5 min. Ensuite, transférez les mouches dans de nouveaux flacons alimentaires pour des analyses plus approfondies des caractéristiques phénotypiques ou dans des tubes de microcentrifugation pour des tests moléculaires et/ou biochimiques d’intérêt.
    REMARQUE : Des exemples d’analyses supplémentaires comprennent le dosage comportemental et biochimique et/ou l’expression génique. Les essais impliquant des mouches vivantes devront être effectués rapidement conformément aux objectifs spécifiques de l’essai phénotypique. Le protocole peut être interrompu ici avec des échantillons de biochimie/biologie moléculaire congelés et stockés de manière appropriée, en fonction des évaluations à effectuer. Le tableau 1 présente un résumé du protocole.

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Résultats

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Le protocole FLEX a déjà été validé dans un travail publié par notre laboratoire. Dans une étude publiée, nous avons montré que l’exercice en vol atténue les effets métaboliques négatifs d’un régime occidental (WD)24. Ce régime a été élaboré sur la base du régime standard Nutri-Fly Bloomington avec les ajouts suivants de 15 % de Nutiva certifié biologique par l’USDA, sans OGM, d’huile de palme rouge, de 15 % de saccharose et de 0,1 M de NaCl.

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Discussion

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Le protocole FLEX fournit une méthode nouvelle et physiologiquement pertinente pour induire l’exercice aérobique chez Drosophila melanogaster en vol. Contrairement aux paradigmes traditionnels tels que la Power Tower et le TreadWheel, qui reposent sur la géotaxie négative et l’agitation mécanique, FLEX exploite le comportement de vol inné de la mouche. Cette approche minimise les blessures et les réponses au stress induites par l’exercice, ce qui en fait un modèle plus sûr et pl...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

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Cette recherche a été soutenue par le NIDDK R01DK129455 (AKM).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
17 x 100 mm 100 mm 14 mL tube de culture en polypropylène   ;VWR  ; 60818-689
Aquariums en plastique transparent
de 1 gallon en plastique   ;		PetcoN/ADisponible chez Petco
Pare-surtension à 8 prises avec minuterie numérique 7 joursBN-LINK  ;EGPH020028Disponible sur Amazon
Moteur AC/DC   ;Dayton  ;Modèle 12W368 avec couple 80 IN-LBS
Régime de formulation de Bloomington   ;Nutri-Fly  ; 66-112Disponible chez Genesee Scientific Inc., San Diego, CA
Kim-wipesFisher Scientific06-666Kimberly-Clark Professionnelle 34120
Minuterie programmable multifonctionnelle à prise avec compte à rebours et cycle court infiniNEARPOW  ;SPM10188153502Disponible sur Amazon

Références

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