Article de méthode

Modèle d’arrêt cardiaque porcin utilisant un défibrillateur implantable

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DOI :

10.3791/69305

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9 janvier 2026

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1Nord University, 2UiT The Arctic University of Norway, 3Nordland Hospital Trust, 4NTNU The Norwegian University of Science and Technology, 5Department of Pain Medicine and Research, Oslo University Hospital and University of Oslo, 6Helgeland Hospital Trust

Dans cet article

Résumé

Ce protocole démontre l’utilisation d’un défibrillateur cardioverteur (DCI) implantable pour induire de manière fiable des arythmies ventriculaires, effectuer une cardioversion interne et obtenir des enregistrements ECG intracardiaques dans un modèle porcin.

Résumé

Cette étude présente un modèle reproductible d’arrêt cardiaque porcine utilisant un défibrillateur cardioverteur implantable (DCI) pour une induction et une cardioversion fiables de la fibrillation ventriculaire (FV), ainsi qu’un suivi ECG intracardiaque pendant la réanimation. Les grands modèles animaux sont essentiels pour la recherche translationnelle en arrêt cardiaque ; cependant, les techniques conventionnelles d’induction et de cardioversion de la FV — principalement utilisant des électrodes externes et de la défibrillation — sont souvent entravées par des artefacts de mouvement, des taux de conversion irréguliers et une forte utilisation des ressources animales. Ce protocole décrit des cycles répétés d’induction et de cardioversion de la FV au sein d’un même animal, offrant un contrôle précis tout en minimisant le stress physiologique et le nombre d’animaux, conformément aux principes des 3R (Remplacement, Réduction et Raffinement). La méthode basée sur la DCI permet un suivi précis du rythme par ECG intracardiaque tout au long de la réanimation, avec une résistance aux artefacts améliorée par rapport à l’ECG de surface. Onze cochons ont subi une induction et une cardioversion répétées de la FV, avec des taux de réussite élevés et une récupération de la circulation spontanée. Le modèle permet une acquisition de données standardisée et fiable pour les études d’arrêt cardiaque, garantissant la cohérence expérimentale et facilitant l’investigation reproductible de la physiopathologie et des stratégies de réanimation tout en minimisant l’utilisation animale.

Introduction

Les cochons et les humains partagent des similitudes anatomiques et physiologiques significatives, ce qui rend les modèles porcins essentiels à la recherche enréanimation 1. Les techniques pour induire la fibrillation ventriculaire (FV) et l’arrêt cardiaque incluent : l’application en courant continu (CC) par des aiguilles spinales insérées dans le myocarde à l’aide d’une pile 9 V, ou un générateurde sinus 2 ; courant alternatif (AC) transcutané ou sous-cutané 3,4 ; application intramyocardique avec une électrode de pacemaker utilisant soit le courant continu (DC) (pile 9 V), le courant alternatif (AC ; oscilloscope/générateur de fonctions), ou un stimulateur cardiaqueexterne 5,6,7,8. Bien que toutes ces méthodes induisent efficacement la FV, la conversion en rythme sinusal (SR) est généralement réalisée par l’application transcutanée externe d’un choc continu et le retour de la circulation spontanée (ROSC) est souvent sous-optimal. De plus, les chocs externes imposent un stress physiologique et tissulaire important ainsi qu’un risque de blessure 9,10, limitant le nombre d’interventions répétées par animal. Par conséquent, les études sur la FV nécessitent souvent qu’un grand nombre d’animaux détectent des différences statistiquement significatives, ce qui entre en conflit avec les impératifs éthiques de réduction de l’utilisation animale.

Des recherches antérieures chez l’humain ont montré que la FV peut être induite à l’aide d’un système de défibrillateur cardioverteur implantable (DCI) 11. À notre connaissance, les inductions et conversions répétées de FV à l’aide d’un système de DCI n’ont pas été étudiées dans un modèle porcin. Un électrocardiogramme (ECG) est utilisé pour détecter la conversion de la fibrillation ventriculaire au rythme sinusal. Lors de la réanimation cardiopulmonaire (RCP), un ECG standard de surface de haute qualité peut être peu fiable ou difficile à obtenir en raison d’artefacts de mouvement et d’artefacts liés à l’interface électrode-peau et aux propriétés électriques desélectrodes 12,13,14.

Conformément aux principes 3R de la recherche animale (Remplacement, Réduction et Raffinement)8, et à nos recherches en cours sur la détection du flux lors d’un arrêt cardiaque15, 16, 17, nous avons visé à développer un modèle prévisible et reproductible d’arrêt cardiaque porcin pour l’induction et la conversion répétées en SR chez un seul animal. De plus, nous avons visé à utiliser le dispositif de DCI pour obtenir des relevés d’ECG intracardiaque pendant la RCP. En réduisant la variabilité et en améliorant le succès de la RCP, cette méthode répond aux principales limites des modèles existants, minimise l’utilisation animale et facilite une recherche plus fiable sur l’arrêt cardiaque. Cette approche affinée assure la cohérence et offre des avantages significatifs par rapport aux techniques traditionnelles, permettant aux chercheurs d’obtenir des résultats fiables tout en respectant des normes éthiques en conception expérimentale. Le modèle présenté est techniquement avancé et nécessite l’accès à un DCI et une unité de programmation, ainsi qu’à une fluoroscopie ou une échographie pour guider l’insertion du muscle du pacemaker. En raison de la taille du DCI, des électrons du stimulateur cardiaque et des introducteurs vasculaires, le modèle est applicable aux porcs pesant au moins 25 kg.

Protocole

Les expériences décrites dans ce protocole ont été approuvées par l’Autorité norvégienne de la recherche animale (FOTS-ID 25415) et réalisées conformément à la directive européenne 2010/63/UE sur la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques. Onze cochons norvégiens de la Landrace (Sus scrofa domesticus), comprenant 10 mâles et une femelle, avec un âge moyen de 56 ans ± 1,5 jour et un poids moyen de 30 ± 3 kg, ont été utilisés. La configuration expérimentale est illustrée à la Figure 1.

1. Prélèvement animal, anesthésie et surveillance

  1. Récupération animale
    1. Coordonnez-vous avec un éleveur local pour obtenir des porcs de taille et de poids appropriés pour l’expérience prévue.
    2. Pour promouvoir le bien-être animal, prélever les animaux immédiatement avant la procédure. Leur fournir un accès à la nourriture et à l’eau à la libité jusqu’à la récupération.
  2. Sédation à la ferme
    1. Administrez un mélange des médicaments intramusculaires suivants pour un porc de 30 kg : Kétamine 2500 mg (25 mL de Belatamine VET 100 mg/mL), Midazolam 10 mg (2 mL de Midazolam 5 mg/mL), Atropine 1 mg (1 mL d’Atropine).
    2. Confirmez une sédation adéquate en vérifiant que le cochon dort, est couché et ne répond pas à la stimulation avant le transport.
  3. Transportez le cochon sédaté dans une cage sécurisée et ventilée. Assurez-vous de vous protéger contre l’hypothermie à l’aide de couvertures chauffantes. Réduisez le temps de transport.
  4. Préparation en laboratoire
    1. Pèse le cochon. Insérez deux cathéters intraveineux périphériques (IV) de 20G dans les oreilles en utilisant la technique aseptique standard. Si nécessaire, placez un gant rempli d’eau tiède sur les veines contractées pour favoriser la vasodilatation. Roulez et placez des bandages élastiques ou en gaze dans la partie externe de l’oreille du porc et fixez-les avec du ruban adhésif pour stabiliser les cathéters intraveineux.
    2. Laver et raser le cou et la mâchoire. Administrez de la kétamine (50 mg IV) ou du thiopental (50-100 mg IV) selon les besoins pour maintenir la sédation. Évitez les doses élevées de thiopental pour garantir une respiration spontanée.
  5. Surveillance initiale et positionnement
    1. Placez le cochon allongé sur la table d’opération. Fixez un oxymètre de pouls néonatal à la queue et des électrodes électrocardiogrammes (ECG) sur le torse. Vérifiez les lectures claires.
    2. Commencez les perfusions IV comme suit :
      Cathéter 1 : Thiopental (Pentocur Abcur) dilué dans 5 % de glucose ou 0,9 % de NaCl pour une concentration finale de 25 mg/mL. Taux d’infusion 0,16 mL/kg/h (équivalent à 4 mg/kg/h)
      Cathéter 2 : Un mélange de midazolam et de morphine dilué dans 5 % de glucose ou 0,9 % de NaCl pour une concentration finale de 0,15 mg/mL et 2 mg/mL (équivalent respectivement à 0,15 mg/kg/h et 2 mg/kg/h). Taux d’infusion : 1 mL/kg/h. Sur le même cathéter, administrez l’acétate de Ringer (acétate de Ringer) 4-10 mL/kg/h.
      ATTENTION : Ne mélangez pas le pentobarbital avec d’autres médicaments pour éviter la formation de cristaux dans les cathéters intraveineux.
  6. Oxygénation et induction par anesthésie profonde
    1. Fournir de l’oxygène (6 L/min) via un masque facial spécifique au cochon relié à une poche de ventilation auto-extensible.
    2. Induire une anesthésie profonde avec pentobarbital (200-300 mg IV) et confirmer l’arrêt de la respiration spontanée. Initiez la ventilation du masque.
  7. Intubation
    1. Utilisez un bâillon buccal pour ouvrir la bouche du cochon. Avec le porc allongé, insérez une lame de laryngoscope Miller droit #5 pour localiser l’épiglotte et ouvrir l’introitus laryngé. Surveillez la saturation (SpO 2) à l’aide de l’oxymètre de pouls rattaché et ventilez si la saturation descend en dessous de 80 %.
    2. Pour l’intubation endotrachéale, insérez le bougie jusqu’à ce qu’un réflexe de toux indique la carine. Avancez un tube endotrachéal de 7,0 mm de diamètre extérieur au-dessus du bougie, en faisant pivoter le tube de 90° dans le sens antihoraire pour faciliter le passage au-delà des cordes vocales. Retirez le bougie et gonflez le bracelet.
    3. Ventilez le cochon à l’aide d’un sac auto-extensible relié au capnographe. Confirmez la pose du tube en observant le retour du CO2 et les sons pulmonaires auscultants. Fixez le tube avec du ruban adhésif.
    4. Si la pose échoue — indiquée par l’absence de bruits de ventilation et l’absence de CO 2 à l’extrémité expiratoire(ETCO 2) — retirez le tube et répétez le processus.
    5. Connecte le tube à un ventilateur. Réglez la ventilation à volume contrôlé comme suit :
      Volume de marée : 8-10 mL/kg
      Fréquence respiratoire : ~17/min
      Fraction d’oxygène inspirée (FiO 2) : 21 %
      Pression expiratoire positive (PEEP) : 5cmH 2O
    6. SurveillezSpO 2 et terminezETCO 2. Ajustez la fréquence de ventilation pour maintenir un pH sanguin de ~7,45. Évitez l’hyperventilation pour éviter l’alcalose. La plupart des porcs ont un excès de base (BE) physiologiquement plus élevé de +5 à +10, visant ainsi unETCO2 supérieur à l’humain pour maintenir la stabilité du pH.

2. Instrumentation

  1. Pose d’un cathéter artériel
    1. Placez le cochon en position couchée et fixez les membres avec un bandage en gaze.
    2. Désinfectez le cou, la mâchoire, l’aine et le ventre avec de la chlorhexidine 5 mg/mL dans de l’éthanol et couvrez avec des rideaux stériles.
    3. Étirer une patte arrière pour étendre l’artère iliaque. Utilisez une échographie pour localiser l’artère iliaque et insérez un cathéter artériel à 5 Pulse Index Continuous Cardiac Output (PiCCO) en utilisant la technique de Seldinger.
    4. Connectez le cathéter à un transducteur de pression prérempli et jetez la course. Mettez le transducteur à zéro et confirmez un bon traçage de la pression artérielle. Relâche la patte arrière.
  2. Cathétérisme vésique
    1. Identifiez la vessie au niveau du mamelon le plus bas à l’aide d’une échographie. Réalisez une mini-laparotomie avec diathermie pour exposer la vessie.
      ATTENTION : Les équipements de diathermie génèrent des températures élevées, présentant un risque de blessure thermique. Évitez le contact avec l’électrode pour éviter les blessures corporelles et assurer un contrôle précis, et évitez le contact avec les tissus environnants pour éviter des dommages involontaires. La diathermie produit une fumée chirurgicale potentiellement cancérigène. Minimisez l’utilisation et assurez une évacuation efficace de la fumée locale ainsi qu’une ventilation des pièces.
    2. Appliquez une suture en forme de cordon à main (0,5 cm de diamètre) sur la vessie. Réaliser une incision de 0,5 cm à l’aide de diathermie dans la suture et insérer un cathéter de 12 Charrière.
    3. Gonflez le ballonnet du cathéter avec de l’eau stérile et resserrez la suture. Fixez le cathéter à un sac de collecte.
    4. Réinsérez la vessie dans la cavité péritonéale et fermez la laparotomie avec des agrafes.
  3. Pose d’un cathéter veineux central (CVC)
    1. Inclinez le cochon en position Trendelenburg et augmentez la PEEP du ventilateur à 10cmH 2O pour distendre les veines du cou.
    2. Utilisez une échographie pour localiser la veine jugulaire externe gauche et insérez un CVC de trois lumens en utilisant la technique de Seldinger.
    3. Vérifiez le reflux veineux sur tous les lumens. Transférez la sédation et les perfusions de liquides dans le CVC.
    4. Connectez un transducteur de pression au troisième lumen et confirmez le traçage à pression veineuse centrale (CVP).
  4. Placement d’électrodes d’introducteur vasculaire et d’électrode cardioverter-défibrillateur implantable (DCI)
    1. Localiser la veine jugulaire externe droite à l’aide d’échographies.
    2. Insérez un introducteur vasculaire à 7 Fr en utilisant la technique de Seldinger. Confirmez le reflux veineux et rincez avec du sérum physiologique. (La taille de l’introducteur peut varier selon le type de dérive de la CIM - consulter le producteur concerné).
    3. Diminuez la PEEP à 5cmH 2O et nivelez la table d’opération. Confirmez la pose de l’embout introducteur par échocardiographie transœsophagienne ou fluoroscopie.
    4. Insérez une électrode ICD simple bobine à travers l’introducteur vasculaire. Avancez l’électrode vers l’apex du ventricule droit.
    5. Observez une position adéquate des électrodes à l’aide d’une échocardiographie transthoracique ou transésophagienne ou d’une fluoroscopie, selon les disponibilités.
    6. Connectez le câble ICD à un analyseur de système de pacing (PSA) en utilisant le câble dédié du connecteur. Confirmez la position dans le ventricule droit en mesurant les ondes R intracardiaques de >6 mV.
    7. Exposez l’hélice pour fixer la pointe du conducteur intercontinental vers l’endocarde du ventricule droit (apex ou septum distal).
    8. Confirmer la position adéquate de la file grâce à des mesures du seuil de pacing (<2,5 V ; 0,4 ms) et de l’impédance (500-1500 Ω pour le pacing, 50-100 Ω pour la bobine de choc). Repositionnez la mine si nécessaire.
    9. Réalisez une incision cutanée horizontale de 4 cm sous la clavicule gauche à l’aide de la diathermie. À l’aide d’une pince et des doigts, créez une petite poche sous-cutanée, assez grande pour contenir le DCI.
    10. Connectez le câble à l’ICD et insérez l’appareil dans la poche. Il est important que le gland de la DCI soit bien positionné dans le ventricule droit et que la vis rétractable soit fermement fixée au myocarde. Si l’onde R mesurée diminue ou si le seuil de pacing augmente considérablement, repositionnez la dérive. De plus, si l’impédance (rythme et/ou choc) est hors plage, vérifiez que l’extrémité du connecteur du câble a été complètement avancée dans le connecteur du CID et que la vis de réglage est bien fixée.

3. Programmation pacemaker/défibrillateur

  1. Passez du mode Analyseur du Système de Pacing (PSA) au mode Programmeur sur le PSA. Connectez le DCI au programmeur à l’aide de l’antenne fournie et confirmez la télémétrie sans fil.
  2. Le logiciel de programmation ICD s’ouvre automatiquement. Répétez les mesures de l’onde R, du seuil et des impédances intracardiaques, puis repositionnez le fil de la CIM si nécessaire.
  3. Programmer le mode de rythme selon les réglages souhaités (par exemple, VVI 60 bpm, sortie 3,5 V ; largeur d’impulsion 0,4 ms ; autodétection activée).
  4. Programme les paramètres de la thérapie pour la tachyarrythmie selon les valeurs souhaitées, y compris le nombre de zones, le nombre d’ondes R nécessaires à la thérapie et le type de traitement, par exemple 2 zones avec tachycardie ventriculaire (TV) 190-240 et fibrillation ventriculaire (FV) > 240. Dans la zone VT, 32 intervalles, deux tentatives de pacing anti-tachycardie avant une cardioversion 30 J, et dans la zone VF, 12 intervalles avant un choc DC.
    REMARQUE : Le temps de détection de l’arythmie dépend des paramètres programmés, notamment la fréquence cardiaque (durée du cycle) et le nombre d’ondes R consécutives nécessaires au diagnostic. Par exemple, si la fréquence cardiaque est de 240 bpm et que 12 ondes R consécutives sont nécessaires pour diagnostiquer la FV, le temps de détection sera nettement plus court que si la fréquence cardiaque est de 180 bpm et que 32 ondes R sont nécessaires. Cela s’applique aux milieux où la thérapie est dispensée automatiquement, comme en pratique clinique. En revanche, lors de l’utilisation du mode test du programmeur, la thérapie peut être administrée après un intervalle de temps prédéfini (jusqu’à 20 s) ou manuellement, sans qu’aucune thérapie n’ait été administrée tant que l’opérateur ne l’a pas activée. Dans ces derniers modes, la détection des arythmies est manuelle plutôt qu’automatique.
  5. Sur le côté droit de l’écran du programmeur, sélectionnez l’icône Test , puis ouvrez les dossiers Fibber et NIPS . Appuyez sur l’icône du Fibber ventriculaire pour permettre l’induction de la VF par différentes méthodes, la plus fiable pour la VF étant la FibberDC 11 — une tension continue continue de 7,5 V pendant 2 s. D’autres options pour la VF sont le choc sur onde T ou le rythme 50 Hz.
  6. Lorsque la FV est induite, il existe trois options pour administrer la thérapie (coin inférieur gauche de l’écran). Utilisez Automatique, dans lequel l’appareil délivrera automatiquement une décharge selon les paramètres programmés de la thérapie tachycardique dans le DCI. D’autres options sont Timed, où le CIM délivre un choc après un intervalle programmable entre 3 s et 20 s, ou Manual, où la thérapie n’est donnée que lorsque l’opérateur appuie sur l’icône Délivrer la thérapie .
  7. La tachycardie ventriculaire peut être induite en cliquant sur l’icône ventriculaire NIPS . Sélectionnez l’icône Burst et la durée de cycle désirée pour l’induction, par exemple 300 ms, ce qui correspond à une fréquence cardiaque de 200. Appuyez sur Maintenir pour appliquer la rafale pendant jusqu’à 20 secondes (maximum) afin d’induire la VT. En cas d’échec, la procédure peut être répétée avec une durée de cycle plus courte, par exemple 280 ms ou 260 ms.
  8. Si une VT ou une FV est induite, la thérapie est administrée selon les réglages programmés dans le dossier Tachycardie. Pour accéder aux paramètres, cliquez sur l’icône Paramètres sur l’appareil. Assurez-vous de la restauration de SR.

4. Établir une surveillance Doppler continue non invasive des carotides

  1. Pour surveiller le flux carotidien, utilisez une combinaison de traçage de la pression intra-artérielle depuis l’artère carotide gauche et, si possible, complétée par une mesure non invasive de la vitesse de flux guidée par ultrasons dans l’artère carotide droite à l’aide d’un Doppler mains libres et continu, par exemple le RescueDoppler15.
  2. Fixez la sonde Doppler perpendiculairement à l’artère carotide gauche. Assurez-vous de bien avoir un contact cutané avec de généreuses quantités de gel à ultrasons.
  3. Vérifiez l’échographie pour vous assurer qu’il y a une bonne trace carotidienne. Fixez soigneusement la sonde avec du ruban adhésif.

5. Réaliser des études sur l’arrêt cardiaque

  1. Pour surveiller le rythme cardiaque, utilisez l’ECG intracardiaque obtenu à partir du pacemaker et les tracés ECG superficiels obtenus sur le moniteur du patient.
  2. Pour surveiller le ROSC, utilisez la pression artérielle invasive dans l’artère carotide gauche obtenue à partir du moniteur du patient et la mesure non invasive de la vitesse de flux guidée par ultrasons dans l’artère carotide droite obtenue via le RescueDoppler.
  3. Induire la VF ou la VT selon le protocole d’étude en utilisant l’une des méthodes disponibles dans le programmeur. Pour les dispositifs Abbott, la méthode la plus fiable pour l’induction VF est le Fibber DC : une tension continue constante de 7,5 V appliquée pendant 2 s. Des méthodes alternatives pour l’induction VF incluent le choc sur l’onde T ou le pacing à 50 Hz. Induire la VT par un rythme de overdrive rapide, généralement à une durée de cycle de 300 à 250 ms (correspondant à une fréquence cardiaque de 200 à 240 bpm).
  4. Observez l’arrêt du flux carotidien sur la trace Doppler carotidienne. Maintenez la période sans flux conformément au protocole d’étude.
  5. Effectuez la RCP manuelle, des compressions mécaniques ou d’autres interventions selon le protocole de l’étude.
  6. Lorsque désiré, convertissez le cochon en rythme sinusal en administrant un choc DC manuel via le défibrillateur implantable. Programmez le niveau d’énergie et ajustez en fonction de la taille de l’animal. Pour les cochons adultes, le réglage d’énergie maximale est généralement de 36 à 41 J, selon le fabricant. Chez les animaux plus petits, 10 à 20 J peuvent suffire.
    REMARQUE : Chez l’humain, un DCI délivre généralement une énergie de 30 à 40 J lors du traitement d’une FV. Chez les porcs de 30 kg, moins d’énergie peut suffire, augmentant la longévité de la DCI, qui peut ensuite être réutilisée chez d’autres animaux. L’énergie délivrée est programmable, mais moins de 15 J n’est pas recommandé, car un manque de succès et la nécessité de chocs répétés avec une énergie plus élevée entraînent une période d’asystole plus longue et une reproductibilité plus faible entre animaux.
  7. Pour garantir un taux de conversion élevé, terminez la VF dans les 120 s. Si l’animal est en VT, la conversion est réalisée soit par stimulation anti-tachycardie (ATP) — délivrant des impulsions basse tension à un rythme supérieur à la tachycardie — soit par un choc continu synchronisé (cardioversion).
    REMARQUE : Les DCI disponibles dans le commerce ne peuvent pas être programmés pour suspendre indéfiniment la thérapie. Pour des raisons de sécurité, ils délivreront automatiquement un choc engagé une fois le temps maximal de détection écoulé, à condition que le rythme reste VF.
    ATTENTION : Évitez le contact direct avec l’animal lors de la délivrance d’un choc DC. Bien que le choc soit administré par électrodes implantées et que le risque de blessure électrique soit minime, des précautions de sécurité standard doivent néanmoins être respectées.
  8. Laissez l’animal se reposer, assurez-vous de normaliser les paramètres physiologiques, y compris la tension artérielle,l’ETCO 2 et le pH. Le temps normal de repos est d’environ 5 à 10 minutes, soit jusqu’à ce que les paramètres vitaux soient revenus aussi proches que possible des valeurs de base.
  9. Répétez les étapes 5.3 à 5.6 autant de fois que nécessaire selon le protocole de l’étude.

6. Euthanasie et élimination des déchets

  1. Après avoir finalisé l’étude, euthanasiez le porc en administrant soit 50 mmol de chlorure de potassium (50 mL de chlorure de potassium 1 mmol/mL), soit 0,1 mg/kg de Pentobarbital (Exagon Vet 400 mg/mL).
    ATTENTION : Les médicaments euthanasiaux sont des agents puissants et mortels. Manipulez avec une attention stricte et respectez les protocoles de sécurité locaux.
  2. Retirez tous les corps étrangers, y compris le pacemaker, les électrodes, les cathéters, les tubes et les lignes du cadavre animal. Jetez tous les instruments tranchants (par exemple, seringues) dans un contenant approuvé pour objets tranchants.
    ATTENTION : Avant d’explanter le DCI, assurez-vous que la thérapie de désactivation est programmée pour prévenir les chocs non intentionnels lors de la manipulation, du stockage et de la préparation à la réutilisation. Considérez le cadavre animal et tout l’équipement à usage unique comme des matières biologiquement dangereuses. Éliminez-les conformément aux réglementations locales sur la biosécurité et la gestion des déchets.

Résultats

L’induction intentionnellement chronométrée de la FV et la cardioversion subséquente vers la SR avec ROSC ont été considérées comme un résultat positif de la méthode. L’échec à induire soit la FV soit le cardioverti, était considéré comme un résultat négatif. L’utilisation du mode FV a provoqué systématiquement la FV ou la VT chez tous les animaux, selon le souhait (Tableau 1). De plus, l’utilisation du mode défibrillateur a systématiquement cardioverti tous les porcs. L’induction de la FV et la cardioversion étaient toutes deux contrôlées à distance depuis l’unité de programmation ; ainsi, aucun générateur de sinus externe ni défibrillateur n’était nécessaire. Tous les animaux ont été cardiovertis à plusieurs reprises au rythme sinusal avec la ROSC à plusieurs reprises au cours de chaque expérience (Tableau 1)15,17. L’intervalle de repos entre chaque séquence de FV était d’au moins 5 minutes. Le taux de réussite pour obtenir la ROSC après une FV induite était de 92 % sur toutes les séquences chez tous les animaux (Tableau 1). La FV nécessitant deux chocs DC pour la conversion en ROSC est survenue deux fois chez un même animal. Chez deux animaux ayant subi un infarctus myocardique intentionnellement important induit par l’injection de microbilles dans les artères coronaires avant l’induction de laFV 15, l’induction de la FV a conduit à la PEA. Chez un animal, le choc de la dévolution a entraîné une transition immédiate vers l’asystolie. La RCP standard a ensuite été initiée chez les trois animaux, mais aucun n’a réussi à obtenir la RCP. Dans cette série de 11 expériences porcines utilisant l’induction basée sur le DCI et la cardioversion de la fibrillation ventriculaire, chaque animal a réussi à subir des cycles répétés de FV et de réanimation. Le protocole CIM a constamment permis de réussir la cardioversion avec un stress physiologique minimal et une récupération rapide de la circulation spontanée. La surveillance ECG intracardiaque a permis de documenter le rythme sans artefact tout au long de la réanimation, permettant une détection précise des arythmies et des interventions. Ces résultats démontrent la fiabilité, la reproductibilité et le potentiel d’analyses détaillées des résultats de la technique, telles que la mesure des taux de conversion, des intervalles de récupération et la qualité du signal ECG, soutenant ainsi une investigation expérimentale rigoureuse des stratégies de réanimation

figure-results-1
Figure 1 : Installation expérimentale. (A) Les animaux expérimentaux ont été intubés avec un tube endotrachéal en position couchée et reliés à un ventilateur. En position couchée, sous guidage par échographie, l’accès vasculaire suivant a été établi : (B) Une ligne artérielle PiCCO a été insérée dans l’artère fémorale, (C) un cathéter veineux central a été placé dans la veine jugulaire externe droite, et (D) un introducteur de gaine vasculaire a été inséré dans la veine jugulaire interne droite. De plus, un cathéter suprapubien a été inséré dans la vessie (non montré ici), et (E) une sonde de flux carotidien RescueDoppler a été placée au-dessus de l’artère carotide gauche. (F) À travers la gaine vasculaire, une électrode pacemaker était avancée dans le ventricule droit et sa position vérifiée par échocardiographie ou fluoroscopie. (G) Une unité cardioverter-défibrillateur (DCI) implantable a été insérée dans une poche sous-cutanée sous la clavicule gauche et connectée à l’électrode du stimulateur cardiaque. (H) Les animaux étaient connectés à un moniteur multimodal enregistrant l’ECG, la pléthysmographie caudale (SpO₂), la pression artérielle, la pression veineuse centrale et le CO₂ de fin de marée. (I) Le capteur RescueDoppler était connecté à un enregistreur RescueDoppler, fournissant des traçages continus du flux carotidien. (J) L’appareil ICD était connecté par télémétrie à un programmeur ICD. Figure créée avec BioRender. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Arythmie induite par un stimulateur cardiaqueProcédures RCP réaliséesTaux de conversion des arythmies ( %)
Cochon*Fibrillation ventriculaire (n)Tachycardie ventriculaire (n)Compression manuelle (n)Compression mécanique (n)
11246291.6
214705100
39709100
48455100
518012594.4
6808087.5
715896100
81809994.4
914295100
102701311100
1119012484.2

Tableau 1 : Résumé de la FV/VT induite par la DCI et de la cardioversion qui en a suivi. *Onze cochons ont subi des expériences. En moyenne, 18 arythmies, dont la fibrillation ventriculaire (FV) et la tachycardie ventriculaire (VT), ont été induites par animal à l’aide d’un défibrillateur cardioverteur implantable (DCI). La durée moyenne de la TV/FV était de 0,75 min. La RCP a été réalisée dans certains épisodes de FV selon les protocoles d’étudeantérieurs 15, 16, 17. Les animaux étaient ensuite convertis en rythme sinusal (SR) par un choc en courant continu (DC) via le DCI. Chaque animal a été stabilisé pendant 5 minutes avant qu’une arrythmie suivante ne soit induite.

Discussion

À notre connaissance, le modèle présenté utilisant un défibrillateur implantable pour induire à la fois la fibrillation ventriculaire cardiovertie (FV) chez les porcs n’a pas été décrit auparavant dans la littérature. La FV est généralement induite à l’aide de générateurs sinusoïdaux ou d’un courant continu provenant d’une batterie externe via des électrodes épicardiques. La cardioversion est généralement réalisée à l’aide de défibrillateurs externes. Bien que ces méthodes puissent induire de manière fiable la FV, l’échec à cardiovertir les animaux par défibrillation externe a été rapporté dans jusqu’à 45 % descas 2.

La surveillance ECG pendant la RCP est difficile en raison d’artefacts liés à la compression qui peuvent masquer le rythmesous-jacent 18. Cependant, un défibrillateur implantable avec ECG intracardiaque permet un suivi continu du rythme pendant les compressions thoraciques, permettant une évaluation du rythme en temps réel plus précise et une analyse post-compression fiable.

En revanche, ce modèle a cardioverti de manière fiable tous les animaux, avec plusieurs conversions réussies par expérience. Cela a permis l’utilisation répétée d’animaux individuels à travers les protocoles expérimentaux, réduisant ainsi le nombre d’animaux sacrifiés et améliorant l’efficacité globale des ressources. De plus, le modèle a éliminé le besoin de patchs de défibrillation externes, libérant de l’espace sur le thorax et améliorant l’accès lors de l’instrumentation.

Le modèle est unique par sa capacité à étudier les effets physiologiques des arrêts circulatoires courts et complets chez des animaux intacts, où le redémarrage cardiaque est obtenu par un choc interne doux et unique. Cette caractéristique permet des investigations contrôlées de la tolérance ischémique dans des organes vitaux tels que les reins et le tube digestif, de la redistribution du flux sanguin après une ischémie globale, ainsi que de l’interaction entre l’activation sympathique endogène, les réponses au stress ischémique et l’administration de médicaments adrénergiques. Le modèle offre donc une plateforme expérimentale précieuse pour explorer les réponses spécifiques et systémiques aux organes face à l’arrêt cardiaque, provoquant une ischémie corporelle dans des conditions fortement standardisées. Au-delà du placement des électrodes, le maintien de la stabilité physiologique est crucial pour la reproductibilité. Une surveillance continue de la température, de la ventilation et de la profondeur d’anesthésie garantit une normothermie, une oxygénation adéquate et une hémodynamique stable tout au long de l’expérience.

Les résultats représentatifs présentés démontrent la fiabilité et la reproductibilité de l’induction et de la cardioversion de la FV contrôlées par CIM dans un cadre expérimental contrôlé. La capacité à induire et terminer la FV à distance permettait un timing rapide et précis, avec un minimum d’interférences externes, ce qui est précieux pour étudier la physiologie de l’arrêt cardiaque et la dynamique de la réanimation. L’analyse des résultats s’est concentrée sur la constance de l’induction de la FV, le nombre de cardioversions réussies et la stabilité de la ROSC.

Dans cette étude, nous avons adhéré au principe des 3R en générant des données statistiquement robustes tout en minimisant le nombre d’animaux utilisés. En raison du taux élevé de réanimations réussies, la fibrillation ventriculaire et la cardioversion pouvaient être induites plusieurs fois chez chaque sujet. En utilisant des statistiques à mesures répétées chez les sujets et des modèles à effets mixtes tenant compte des effets fixes et aléatoires, l’étude n’a pu être menée qu’avec onze animaux.

Limitations
La principale limitation du modèle réside dans la nécessité d’équipements spécialisés et d’expertise de l’opérateur. Un générateur de stimulateur cardiaque, un câble de stimulation transveineux, une unité de programmation et un opérateur formé sont tous indispensables. Le placement précis du dérivé de stimulation est essentiel et nécessite des conseils d’imagerie, généralement par échocardiographie transthoracique ou fluoroscopie.

Par conséquent, la mise en œuvre de ce modèle peut être difficile dans des contextes à ressources limitées. Cependant, une fois établie, elle offre une méthode très efficace et reproductible pour induire et terminer la FV, minimisant la survenue de fibrillation non convertible et améliorant le contrôle expérimental. Ce modèle est largement pertinent pour les groupes de recherche menant des études de réanimation in vivo sur de grands modèles animaux.

Ce modèle porcine a été développé pour évaluer la faisabilité d’un suivi Doppler automatisé des carotides lors de la réanimation cardiaque, et non pour tester des stratégies cliniques de réanimation. L’étude s’est concentrée sur les réponses physiologiques aiguës et a été menée comme un protocole terminal, excluant le suivi à long terme ou l’évaluation histologique. De plus, nous n’avons utilisé que 11 animaux dans cette étude. Bien que plusieurs expériences répétées aient été réalisées sur chaque animal, la variabilité interindividuelle n’a peut-être pas été entièrement capturée. De plus, l’étude n’a pas inclus de groupe témoin utilisant les méthodes traditionnelles. Bien que ces méthodes aient été qualifiées de taux d’échec élevé, l’absence de comparaison directe dans le même cadre expérimental limite la capacité à démontrer les avantages relatifs de la technique proposée. Enfin, le modèle nécessite l’accès à des équipements spécialisés tels qu’un DCI, un programmeur et une échographie Doppler, ce qui peut limiter son applicabilité dans des environnements à ressources limitées. De plus, le protocole chirurgical est techniquement exigeant, impliquant plusieurs points d’accès vasculaire, la création de stomes de vessie et l’implantation d’un DCI, ce qui peut présenter une courbe d’apprentissage abrupte pour les opérateurs inexpérimentés.

Dans cette configuration expérimentale, les enregistrements ECG intracardiaques ne pouvaient pas être exportés depuis l’unité de programmation ; par conséquent, l’interprétation des données reposait uniquement sur la surveillance visuelle. Les études futures devraient intégrer une méthode permettant l’exportation directe des traces ECG pour faciliter l’analyse quantitative.

Déclarations de divulgation

Charlotte Björk Ingul est consultante chez Cimon Medical, la société propriétaire de la technologie associée à RescueDoppler. Les auteurs restants ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Nous avons utilisé Perplexity et Microsoft Copilot pour aider à la relecture en anglais. Tout le contenu a été examiné et approuvé par les auteurs. Ce projet a reçu des financements de l’Université Nord, de l’Université norvégienne des sciences et technologies, ainsi que du Conseil norvégien de la recherche.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Abbott Durata 7120 Lead simple bobinage ICDAbbott, Abbot Park, IL7120
DCI Abbott Gallant VRAbbott, Abbot Park, ILCDVRA500Q
Abbott Merlin ProgrammerAbbott, Abbot Park, IL3650
Cathéter veineux central Certofix trioB. Braun Medical, Melsungen, Allemagne4167408-07
Tube endotrachéal Portex #7.0Smiths Medical, Rockland, MA100/150/070
Exagon VET (Pentobarbital 400 mg/mL)VetViva Richter, Wels, AutricheN/A
Héparine 5000 UI/mLPanpharma, Luitré, FranceETI3M807-1
Kétamine 50 mg/mLAbcur AB, Helsingborg, SuèdeLB-12355-01
Midazolam 5 mg/mLB. Braun Medical, Melsungen, Allemagne753-12612876-0621
MorphineAbcur AB, Helsingborg, SuèdeLB-122184-01
Solution normale de rinçage salineFresenius Kabi, Uppsala, SuèdeB202382-05
PentoCur (Thiopental)Abcur AB, Helsingborg, SuèdeLB-122564-01
Cathéter IV périphale 20G VasofixB. Braun Medical, Melsungen, Allemagne4268113B
PiCCO  ; Kit de surveillance (transducteur de pression, système de rinçage et thermistor)Pulsion, Feldkirchen, AllemagnePV8215
Cathéter PiCCO 5 Fr 20 cmPulsion, Feldkirchen, AllemagnePV2015L20-A
Kit de transducteur de pression et de rinçage TruWaveEdwards Lifesciences, Irvine, CAPX272
RescueDopplerCimon Medical, Trondheim, NorvègeN/APropriétaire, non disponible dans le commerce
Acétate de ringerFresenius Kabi, Uppsala, SuèdeB203150-02
Cather urinaire 12 ChDiversN/A
Introducteur de gaine vasculaire Prélude 7.0 FrMerit Medical, South Jordan, UTPSI-7F-11-035-18G
Gel à ultrasons VueOptimum medical, Leeds, United Kingdim1157

Références

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