Article de méthode

Un protocole rentable et peu invasif pour l’enregistrement chronique d’électroencéphalographie multisite chez des souris se déplaçant librement

DOI :

10.3791/69314

⸱

10 octobre 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cellular Biology and Anatomy, Medical College of Georgia at Augusta University, 2National Institute of Biotechnology, 3Department of Neuroscience and Regenerative Medicine, Medical College of Georgia at Augusta University, 4Department of Neurology, Medical College of Georgia at Augusta University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole a été développé pour créer un système fiable et facilement accessible pour l’enregistrement de l’EEG de rongeurs en mouvement libre.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’électroencéphalographie (EEG) est un outil fondamental pour le suivi de l’activité électrique dans le cerveau et est devenue de plus en plus importante dans les diagnostics cliniques et la recherche préclinique sur les animaux. Alors que l’EEG chez les rongeurs offre une plate-forme puissante pour modéliser les troubles neurologiques humains, les enregistrements à long terme sont souvent limités par le coût élevé, le caractère invasif ou la complexité technique des systèmes existants. Ici, nous présentons un protocole fiable, accessible, économiquement viable et peu intrusif pour l’acquisition chronique d’EEG corticaux multisites chez des souris se déplaçant librement. La technique consiste à fabriquer des fils de platine-iridium avec des électrodes à vis connectées à une interface de type bus série universel (USB), qui sont ancrées épiduralement à l’aide de vis à os et fixées avec de l’adhésif et du ciment dentaire. Le système permet une capture stable du signal sur plusieurs mois, comme démontré chez des souris C57BL/6J de type sauvage avec un taux de survie postopératoire de 85 % (n = 20). L’EEG a été échantillonné à 1 000 Hz et filtré entre 1 Hz et 500 Hz à l’aide d’une configuration d’amplificateur différentiel. Pour valider le système, du pentylènetétrazol (20 mg/kg) a été administré pour induire une activité semblable à celle d’une crise, entraînant une augmentation marquée des décharges interictales - de 2 à 5 au départ à 20 à 51 événements après l’injection - accompagnée d’une augmentation de l’amplitude du signal. Les décharges ont été identifiées sur la base de la morphologie de la forme d’onde et des caractéristiques du signal correspondant aux critères électrophysiologiques reconnus. La configuration est compatible avec le suivi vidéo comportemental et les pipelines d’analyse open source, et prend en charge l’intégration avec des études pharmacologiques, génétiques ou de neuromodulation. Cette méthode fournit une plate-forme stable et adaptable pour étudier la dynamique des réseaux cérébraux dans des modèles de rongeurs, avec des applications dans la recherche sur l’épilepsie et au-delà.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’électroencéphalographie (EEG) fournit une mesure directe de l’activité électrique cérébrale et est largement utilisée dans le diagnostic de l’épilepsie1. Au cours des dernières années, les techniques EEG ont été de plus en plus adaptées pour être utilisées dans des modèles de petits animaux afin d’étudier les troubles neurologiques, la physiologie du sommeil et la dynamique des réseaux cérébraux 2,3,4. Avec l’avènement des modèles de souris génétiquement modifiés et les progrès significatifs des technologies d’enregistrement, l’EEG chez les rongeurs est devenu un outil essentiel pour la recherche préclinique, offrant des informations précieuses sur les mécanismes translationnels pertinents pour la santé du cerveau humain 5,6.

La capture et la manipulation simultanées de l’activité neuronale sont essentielles pour étudier la dynamique cérébrale aux niveaux des macro et des micro-circuits. Cette double approche permet de surveiller en temps réel les réseaux neuronaux impliqués dans l’initiation et la progression des crises. L’épilepsie, caractérisée par des crises récurrentes et souvent imprévisibles, résulte de perturbations de circuits cérébraux complexes4. Malgré des recherches approfondies, les mécanismes régissant la propagation et l’apparition des crises restent incomplètement compris, en partie à cause de l’utilisation limitée des technologies qui permettent des enregistrements simultanés dans plusieurs zones du cerveau7.

L’enregistrement EEG à partir de modèles animaux qui récapitulent les troubles neurologiques humains a révélé des pointes interictales, des décharges de pointes et d’ondes et des modèles d’apparition des crises qui reflètent étroitement ceux observés chez les patients humains 8,9, faisant ainsi progresser notre compréhension des changements électrophysiologiques qui se produisent dans le cerveau humain. De même, les anomalies EEG détectées dans des modèles de maladie d’Alzheimer, de troubles du spectre autistique et de schizophrénie fournissent des informations essentielles sur l’activité oscillatoire neuronale perturbée et mettent en évidence des cibles thérapeutiques potentielles10.

Malgré les différences d’anatomie et d’échelle du cerveau, les EEG de souris et d’homme présentent des similitudes frappantes 2,11. Les deux présentent des bandes de fréquences oscillatoires caractéristiques - delta, thêta, alpha, bêta et gamma - avec des spectres de puissance suivant généralement une distribution 1/f 2,11. Les transitions entre les états cérébraux, telles que l’émergence de l’activité delta pendant le sommeil à mouvements oculaires non rapides (NREM) ou l’augmentation de la synchronisation gamma pendant les tâches d’attention et de mémoire, sont conservées entre les espèces. De plus, l’activité épileptiforme, y compris les oscillations à haute fréquence (HFO) et les motifs ictals, montre des profils temporels et spectraux comparables chez la souris et l’homme7.

Les caractéristiques conservées de l’EEG chez les rongeurs et chez l’homme rendent les modèles murins hautement translationnels pour l’étude des troubles cérébraux. L’EEG de souris permet des enregistrements invasifs à haute résolution permettant une analyse détaillée au niveau du circuit12. Il soutient également la mise à l’essai de stratégies neuromodulatrices, y compris les agents pharmacologiques, le contrôle optogénétique et la stimulation en boucle fermée13,14, qui peuvent être couplées à des outils comportementaux et moléculaires pour interroger avec précision le dysfonctionnement neuronal.

Néanmoins, il faut faire preuve de prudence lors de l’extrapolation des résultats. La taille plus petite et la structure corticale plus simple du cerveau de la souris peuvent affecter la propagation du signal, et les potentiels liés aux événements cognitifs (ERP) peuvent être moins importants que chez les humains15. Il est essentiel d’assurer la cohérence du placement des électrodes, du référencement des signaux et des pipelines analytiques pour améliorer la reproductibilité et la validité interlaboratoires16.

L’enregistrement de l’EEG chez les petits animaux présente à la fois des opportunités et des défis. L’EEG de souris est généralement acquis à l’aide d’électrodes implantées de manière chronique positionnées soit par voie épidurale à la surface du crâne, soit sous forme d’électrodes de profondeur insérées dans des structures sous-corticales17,18. Les électrodes de surface, telles que les électrodes à vis ou à fil placées sur la dure-mère, sont peu invasives et conviennent aux enregistrements longitudinaux à long terme. Ces électrodes se trouvent sous l’os, ce qui constitue une barrière d’impédance élevée pour l’enregistrement. En conséquence, les électrodes durales chez les rongeurs peuvent être considérées comme plus comparables à l’électrocorticographie (eCoG) qu’à l’EEG. Les électrodes de profondeur, en revanche, offrent une résolution spatiale plus élevée et permettent d’accéder à des régions cérébrales profondes telles que l’hippocampe, le thalamus ou l’amygdale, facilitant les études sur les réseaux de crises et le couplage oscillatoire entre les régionsde distribution 2,11.

Les systèmes EEG modernes pour rongeurs prennent en charge l’enregistrement multicanal avec une résolution temporelle élevée et sont souvent couplés à une surveillance vidéo pour la corrélation comportementale18. De plus, les systèmes EEG sans fil permettent une acquisition sans fil et en temps réel chez les animaux qui se comportent librement, minimisant ainsi les contraintes de mouvement et le stress19. Bien qu’avec le temps, ces modernisations aient été rendues disponibles dans le commerce, elles sont soit très coûteuses, soit trop envahissantes pour étudier le modèle des rongeurs sur une longue période de temps.

Pour combler cette lacune, nous présentons un protocole polyvalent et rentable pour l’acquisition d’EEG multi-sites dans des modèles de rongeurs, adapté aux études à long terme avec un caractère invasif minimal. Cette approche d’enregistrement EEG est particulièrement adaptée aux études nécessitant une évaluation à haute résolution de l’activité corticale chez la souris dans des conditions expérimentales contrôlées. Il est préférable de l’appliquer lorsque (i) l’animal peut tolérer une brève anesthésie pendant l’implantation de l’électrode et se rétablir complètement, (ii) un positionnement stable de la tête ou un mouvement minimal est assuré pendant les enregistrements, (iii) une surveillance à long terme ou répétée de l’activité neuronale est souhaitée, et (iv) la conception expérimentale peut permettre un enregistrement unique ou limité de plusieurs animaux en fonction de la capacité de l’amplificateur. Les chercheurs doivent tenir compte de ces contraintes pour déterminer si cette méthode correspond à leurs objectifs expérimentaux.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole a reçu l’approbation du comité de protection et d’utilisation des animaux de l’Université Augusta. Le Guide des National Institutes of Health pour les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire a été suivi à chaque étape de l’expérience. Toutes les mesures possibles ont été mises en œuvre pour minimiser le nombre d’animaux utilisés dans cette étude. Les souris utilisées pour cette étude sont des souris de type sauvage C57Bl6J, âgées de 2 mois. Le temps nécessaire à l’exécution de chaque étape est inclus dans les étapes respectives.

1. Préparation des broches de prise avec des électrodes (5 min)

  1. Utilisez des broches USB femelles de type B à 5 broches pour souder avec un fil de platine-iridium de 0,003 po. Retirez la couche du fil avant de le souder avec la broche. La quatrième broche sur les cinq broches est la broche de terre ; ne l’utilisez pas pour vous connecter aux électrodes (Figure 1A). Utilisez les 4 autres broches pour connecter les électrodes.
  2. Pliez les broches d’environ 45° et enroulez les fils autour de chaque broche deux fois pour vous assurer qu’ils restent correctement connectés et qu’ils ne se détachent pas (Figure 1A).
  3. Ajoutez un peu de pâte de flux de colophane à souder sur chaque broche pour nettoyer la surface de la broche afin qu’elle puisse être soudée efficacement.
  4. Ajoutez un petit morceau de fil de soudure à chaque broche, utilisez un fer à souder pour faire fondre le fil de soudure et fixez définitivement la broche au fil de platine-iridium (Figure 1B-D).
    REMARQUE : Utilisez une pince à 45° pour tenir le fil et utilisez-en une autre pour l’enrouler autour de la goupille. Faites toute la procédure sous un microscope à fond clair. Coupez le fil restant après l’emballage et la soudure, et gardez l’autre extrémité attachée aux électrodes.

2. Implantation d’électrodes (30 min)

  1. Anesthésier la souris avec 0,5 mL de coton imbibé d’isoflurane dans une chambre fermée et monter la souris sur la platine stéréotaxique. Assurez-vous que la souris n’est pas sous-dosée avant de la monter dans la scène en pinçant la patte arrière et en attendant qu’elle cesse de répondre au pincement. Démarrez rapidement le ventilateur isoflurane/oxygène sur le nez à un taux de 1,5 % v/v.
  2. Injectez chez la souris du carprofène (5 mg/kg) pour réduire les réponses inflammatoires et la douleur, et de la dexaméthasone (0,1 mg/kg IM) pour réduire l’inflammation et l’enflure du cerveau. Utilisez une pommade pour les yeux pour garder les yeux humides, car une longue exposition aux anesthésiques pourrait assécher les yeux et les endommager.
  3. Utilisez un épilateur ou rasez le haut du crâne pour exposer la peau. Suivez une technique aseptique pour nettoyer la zone d’incision à l’aide de tampons à 70 % d’éthanol et d’iode.
  4. Faites une incision claire en un seul trait au milieu de la tête avec un scalpel. Coupez autour de l’incision pour exposer le site d’implantation de l’électrode. Assurez-vous que les muscles ne sont pas exposés (Figure 2A).
  5. Laver avec une solution de NaCl à 0,9 % et sécher la surface. Frottez la surface avec des cotons-tiges imbibés ou trempés dans du peroxyde d’hydrogène. Le tissu conjonctif persistant de l’os peut être enlevé à l’aide d’un scalpel. Attendez au moins 1 min après avoir frotté.
  6. Laver avec une solution de NaCl à 0,9 % et sécher la surface avant de commencer à percer.
  7. Utilisez une perceuse dentaire pour rendre la surface du crâne rugueuse afin de favoriser l’adhérence de l’acrylique.
  8. Mesurez et pointez les emplacements d’implantation de l’électrode (AP : +2, -4, ML : ±1,5)20 (Figure 2B).
  9. Percez la surface à l’aide de forets de 1,4 mm et insérez 4 vis à os (1,5 mm) dans le trou à l’aide de tournevis de précision. Assurez-vous que le perçage ne fait pas de trous dans l’os. Les vis ne doivent pas faire de trou dans le cerveau, mais plutôt toucher la surface (Figure 2C).
  10. Lavez avec une solution de NaCl à 0,9 % s’il y a du sang et attendez qu’il sèche. Utilisez un aspirateur si nécessaire.
  11. Enroulez les fils attachés au connecteur USB autour de chacune des vis 2 à 4 fois et coupez les fils restants (Figure 2D).
  12. Mettez une petite goutte de super colle (Loctite) sur le dessus de chaque vis et laissez-la sécher pour rendre la connexion solide. Assurez-vous que le connecteur est placé au milieu du crâne et qu’il ne touche pas le crâne ou l’une des électrodes (Figure 2E).
  13. Utilisez du cyanoacrylate pour construire lentement le chapeau de tête petit à petit. Évitez d’appliquer une couche trop épaisse, car elle peut chauffer l’os. Fixez une grosse vis sur la surface plane du connecteur, qui n’entre pas en contact avec l’os ou l’animal, à l’aide de ciment dentaire pour faciliter le branchement du câble USB (Figure 2F).
  14. Laissez sécher le capuchon de tête pendant au moins 2 min avant de décrocher la souris de la scène stéréotaxique. Observez la souris pendant les prochaines 24 h sur un coussin chauffant.
  15. Traitez la souris avec du carprofène pendant les 7 prochains jours à une dose de 5 mg/kg toutes les 12 h. La souris sera prête pour l’enregistrement EEG après 2 semaines d’attente pour favoriser la croissance osseuse à l’interface acrylique.
    REMARQUE : Essayez de garder le connecteur aussi près que possible du crâne. Assurez-vous qu’il ne touche pas le crâne ou les vis à os. Assurez-vous que les fils ne sont pas connectés les uns aux autres à l’une ou l’autre extrémité. Faites attention à ce que le cyanoacrylate pénètre dans le connecteur USB et les yeux.

3. Enregistrement de l’EEG (65 min)

  1. Enregistrer l’EEG de chaque souris pendant 1 h, 30 min avant le traitement au pentylènetétrazol (PTZ) et 30 min après le traitement PTZ à 20 mg/kg.
  2. Branchez le câble USB dans le connecteur. Connectez le câble USB à un amplificateur différentiel à courant alternatif (AC) à l’aide de pinces crocodiles avec le gain réglé sur 10k et filtré entre 0,1 Hz et 250 Hz21. Exemple de signal EEG à 1000 Hz (Figure 3).
  3. Enregistrez les sorties de l’amplificateur simultanément sur l’ordinateur et affichez-les sur un oscilloscope pour une surveillance en temps réel. Connectez les sorties de l’amplificateur à un périphérique USB d’acquisition de données et de conditionnement de signal (par exemple, NIDAQ) connecté à l’ordinateur (Figure 3).
  4. Utilisez le code Python pour enregistrer le signal EEG (disponible à l’adresse https://github.com/schrodi159/blakelabeeg). Le code filtre numériquement le signal à 0,1 Hz et 250 Hz.
    REMARQUE : L’enregistrement de l’EEG dans une pièce sans interférence électrique améliore la qualité des données et de l’enregistrement.

4. Interprétation des données

  1. Utilisez le code Python pour visualiser les données (disponible à l’https://github.com/schrodi159/blakelabeeg). Identifier les décharges interictales à partir de chaque enregistrement (figure 4A).
    REMARQUE : La décharge interictale a été considérée si la forme d’onde est deux fois supérieure à la ligne de base et a une durée inférieure à 200 ms22 et suit au moins 4 des 5 critères suivants : onde di- ou triphasique avec un pic pointé, durée différente du bruit de fond, asymétrie de la forme d’onde, l’activité de fond est perturbée par la présence, et suivie d’une onde lente8, 20,22.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Des électrodes ont été implantées chez 20 souris sur un fond C57Bl6J, dont 5 souris C57Bl6J de type sauvage, avec un taux de survie postopératoire de 85 % maintenu jusqu’à 6 mois après l’intervention (Figure 4B). Après 6 mois, les capuchons ont commencé à se détacher et toutes les souris ont été euthanasiées à l’âge de 8 mois. Le poids moyen des embouts, y compris le connecteur et les vis, était de 1,13 g (n = 20). Les souris ont repris conscience dans les 3...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dans cette étude, nous avons développé et validé un protocole robuste, rentable et peu invasif pour l’enregistrement EEG chronique et multi-sites chez des souris se déplaçant librement. L’implantation réussie d’électrodes à vis et d’électrodes en platine-iridium fabriquées sur mesure soudées à un connecteur USB, ainsi que le taux de survie observé et la qualité d’enregistrement, démontrent la faisabilité et la fiabilité de la technique dans les enregistrements chroniques. Notamment, ce p...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

DTB est un consultant rémunéré de la Fondation Alfred Mann. Les auteurs n’ont pas d’intérêts financiers concurrents ou d’autres conflits d’intérêts en vertu de ce travail.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

DTB est soutenu par les R01EY036089 de subvention NEI et les RF1AG060754 de subvention NIA. XF a été soutenu par des subventions du Fonds de recherche sur la maladie d’Alzheimer James Fickel, de l’EY028158 et de EY032488.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Fil d’iridium platine 0,003"Systèmes AM777000
Vis d’os de 1,5 mmSpécialités miniatures d’Antrin000-120X1/16 LIAISON SL MS SST
Amplificateur AC   ;AM Systems
CarprofèneCovetrus11695-6935-1
Coldpac Base en acrylique pour prothèsesSociété Motloid Yateshttps://www.yates-motloid.com/collections/coldpac/denture-base
Perceuse dentaire 1,4 mmVolvere GXN/A
DexaméthasoneVEDCO50989-437-12
Lubrifiant pour les yeuxOptix Carehttps://theoptixcare.com/
Peroxyde d’hydrogèneSigma Aldrich7722-84-1
NDAQ USB & NBSP ;Instruments nationauxhttps://www.ni.com/en/shop/data-acquisition/entry-level-usb-daq.htmlAcquisition de données et conditionnement du signal USB  ;
Pentylénététrol.Caymen Chemicals18682
Pâte de flux à la colophane à soudure   ;Wellerhttps://www.weller-tools.com/us/en/consumer/products/soldering-accessories/
Fil de soudure 0,32"Radio ShackN/A
Super glueLoctiteN/A
Prises USB type B femelleVendeur QMX00292ABU9

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Smith, S. J. EEG in the diagnosis, classification, and management of patients with epilepsy. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 76 (Suppl 2), ii2-ii7 (2005).
  2. Buzsaki, G., Draguhn, A. Neuronal oscillations in cortical networks. Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).
  3. Fisher, R. S., et al. ILAE official report: A practical clinical definition of epilepsy. Epilepsia. 55 (4), 475-482 (2014).
  4. Fisher, R. S., Scharfman, H. E., deCurtis, M. How can we identify ictal and interictal abnormal activity. Adv Exp Med Biol. 813, 3-23 (2014).
  5. Vyazovskiy, V. V., Harris, K. D. Sleep and the single neuron: The role of global slow oscillations in individual cell rest. Nat Rev Neurosci. 14 (6), 443-451 (2013).
  6. Wykes, R. C., et al. Optogenetic and potassium channel gene therapy in a rodent model of focal neocortical epilepsy. Sci Transl Med. 4 (161), 161ra152(2012).
  7. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: A powerful state-of-the-art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. 2016, 8213878(2016).
  8. Kyle, J. J., Sharma, S., Tiarks, G., Rodriguez, S., Bassuk, A. G. Fast detection and quantification of interictal spikes and seizures in a rodent model of epilepsy using an automated algorithm. Bio Protoc. 13 (6), e4632(2023).
  9. Petrucci, A. N., et al. Post-ictal generalized EEG suppression is reduced by enhancing dorsal raphe serotonergic neurotransmission. Neuroscience. 453, 206-221 (2021).
  10. Colgin, L. L. Oscillations and hippocampal-prefrontal synchrony. Curr Opin Neurobiol. 21 (3), 467-474 (2011).
  11. Amat-Foraster, M., et al. Temporally dissociable effects of ketamine on neuronal discharge and gamma oscillations in rat thalamo-cortical networks. Neuropharmacology. 137, 13-23 (2018).
  12. Sun, G., et al. Closed-loop stimulation using a multiregion brain-machine interface has analgesic effects in rodents. Sci Transl Med. 14 (651), eabm5868(2022).
  13. Kang, W., et al. Closed-loop direct control of seizure focus in a rodent model of temporal lobe epilepsy via localized electric fields applied sequentially. Nat Commun. 13 (1), 7805(2022).
  14. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  15. Maheshwari, A. Rodent EEG: Expanding the spectrum of analysis. Epilepsy Curr. 20 (3), 149-153 (2020).
  16. Ahuis, T. P., et al. Evaluation of variation in preclinical electroencephalographic spectral power across multiple laboratories and experiments: An EQIPD study. PLoS One. 19 (10), e0309521(2024).
  17. Papazoglou, A., et al. Non-restraining EEG radiotelemetry: Epidural and deep intracerebral stereotaxic EEG electrode placement. J Vis Exp. (112), e54216(2016).
  18. Kadam, S. D., et al. Methodological standards and interpretation of video-electroencephalography in adult control rodents: A TASK1-WG1 report of the AES/ILAE Translational Task Force of the ILAE. Epilepsia. 58 (Suppl 4), 10-27 (2017).
  19. Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. Long-term continuous EEG monitoring in small rodent models of human disease using the Epoch wireless transmitter system. J Vis Exp. (101), e52554(2015).
  20. Kent, B. A., Strittmatter, S. M., Nygaard, H. B. Sleep and EEG power spectral analysis in three transgenic mouse models of Alzheimer's disease APP/PS1, 3xTgAD, and Tg2576. J Alzheimers Dis. 64 (4), 1325-1336 (2018).
  21. Luttjohann, A., Schoffelen, J. M., van Luijtelaar, G. Peri-ictal network dynamics of spike-wave discharges: Phase and spectral characteristics. Exp Neurol. 239, 235-247 (2013).
  22. Oblak, A. L., et al. Comprehensive evaluation of the 5XFAD mouse model for preclinical testing applications: A MODEL-AD study. Front Aging Neurosci. 13, 713726(2021).
  23. Osanai, H., Kitamura, T., Yamamoto, J. Hybrid microdrive system with recoverable opto-silicon probe and tetrode for dual-site high density recording in freely moving mice. J Vis Exp. (150), e60028(2019).
  24. Schroder, T., et al. The DREAM implant: A lightweight, modular, and cost-effective implant system for chronic electrophysiology in head-fixed and freely behaving mice. J Vis Exp. (209), e66867(2024).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Enregistrement de l EEG chez la sourisEEG chroniqueEEG multi sitesimplantation d lectrodeslectrodes en platine iridiumlectrodes vis osseusesamplificateur diff rentielmod le de crises induites par le pentyl net trazolemonitorage neural long terme

Articles connexes