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ML385 atténue la progression maligne des cellules d’adénocarcinome pulmonaire induites par la silice par la voie de l’axe ROS/NRF2-autophagie

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DOI :

10.3791/69382

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31 octobre 2025

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1School of Medicine, Anhui University of Science and Technology, 2Department of Medical Laboratory, Huaian Hospital of Huaian City, 3Department of Pathology, The Affiliated Huai'an NO.1 People's Hospital of Nanjing Medical University, 4Department of Medical Laboratory, The Affiliated Huai'an NO.1 People's Hospital of Nanjing Medical University, 5Department of Pediatrics, The Affiliated Huai'an NO.1 People's Hospital of Nanjing Medical University, 6Department of Anesthesiology, The Affiliated Huai'an NO.1 People's Hospital of Nanjing Medical University, 7Key Laboratory of Industrial Dust Deep Reduction and Occupational Health and Safety of Anhui Higher Education Institutes, 8Department of Blood Transfusion, Shanghai Pudong New Area People's Hospital

Dans cet article

Résumé

Cette étude utilise des modèles animaux et cellulaires pour déterminer si l’inhibiteur de NRF2 ML385 atténue la progression maligne de l’adénocarcinome pulmonaire induite par la silice par la voie de l’axe ROS/NRF2-autophagie.

Résumé

L’exposition à la silice est associée à un risque accru d’adénocarcinome pulmonaire, mais son mécanisme moléculaire reste incertain. Cette étude vise à établir un protocole expérimental reproductible pour explorer comment l’inhibiteur du facteur nucléaire érythroïde 2 lié au facteur 2 (NRF2) ML385 inhibe la progression maligne de l’adénocarcinome pulmonaire induite par la silice en régulant la voie de l’axe ROS/NRF2-autophagie. Tout d’abord, un modèle de silicose a été établi par perfusion intranasale d’une suspension de silice chez des souris C57BL/6. Le degré de fibrose pulmonaire a été évalué par coloration de Masson, l’infiltration des cellules immunitaires a été analysée par immunofluorescence et les expressions de NRF2, de la kinase dépendante de la cycline 1 (CDK1) et du canal anionique voltage-dépendant 1 (VDAC1) dans le tissu pulmonaire ont été détectées par immunohistochimie. Par la suite, dans des expériences in vitro , la lignée cellulaire de macrophages RAW264.7 a été traitée avec de la silice. Le flux autophagique et les niveaux de stress oxydatif ont été évalués par des sondes de colocalisation des lysosomes LC3 et ROS, et une intervention a été réalisée avec l’inhibiteur de NRF2 ML385. Enfin, les effets de ML38 sur la migration, l’invasion et l’apoptose des cellules d’adénocarcinome pulmonaire ont été analysés par test de grattage, de cellules passant à travers des pores d’une taille spécifique et de cytométrie en flux. Les résultats ont montré que la silice pouvait induire une fibrose pulmonaire, une infiltration de cellules immunitaires et une régulation positive de NRF2, CDK1 et VDAC1 chez la souris (p < 0,001), et inhiber le flux autophagique des macrophages et réduire les niveaux de ROS. Le ML385 peut inverser ces effets (p < 0,05). Ce protocole fournit un processus expérimental complet allant de la construction de modèles in vivo à la recherche de mécanismes in vitro , offrant une voie technique opérationnelle pour l’étude du mécanisme moléculaire de l’adénocarcinome pulmonaire lié à la silice et des stratégies thérapeutiques ciblant NRF2.

Introduction

L’adénocarcinome pulmonaire est la principale cause de décès liés au cancer dans le monde, avec environ 2 millions de nouveaux cas et 1,76 million de décès chaque année1. Ces dernières années, l’incidence de l’adénocarcinome pulmonaire chez les personnes qui n’ont jamais fumé a augmenté, ce qui peut être lié à des facteurs environnementaux tels que la pollution de l’air2. La silice est un polluant environnemental courant et a été identifiée comme un facteur pathogène potentiel pour l’adénocarcinome pulmonairehumain 3. La silice peut provoquer une inflammation chronique persistante, entraînant l’infiltration de macrophages, de lymphocytes et de neutrophiles, et la libération d’espèces réactives de l’oxygène et de facteurs inflammatoires4. Ce microenvironnement inflammatoire à long terme favorise l’apparition d’un adénocarcinome pulmonaire 5,6. Bien que l’association entre l’exposition à la silice et l’adénocarcinome pulmonaire ait été confirmée, son mécanisme moléculaire spécifique n’a pas été entièrement élucidé.

Le facteur de transcription NRF2, codé par le gène NFE2L2, joue un rôle crucial en tant que régulateur principal dans le maintien de l’homéostasie redox cellulaire en réponse au stress oxydatif 7,8. Dans des circonstances normales, NRF2 est marqué et dégradé par le complexe ubiquitine ligase KEAP1-CUL3. Sous la stimulation d’un stress oxydatif ou de substances électrophiles, l’activité de KEAP1 est inhibée, ce qui permet à NRF2 de s’accumuler de manière stable et de pénétrer dans le noyau, exerçant ainsi le rôle de défense et de régulation du noyau9. Néanmoins, une activation excessive de NRF2 dans le microenvironnement tumoral peut améliorer la glycolyse et la survie des cellules tumorales en arrêtant l’accumulation de ROS et en stimulant la résistance apoptotique10,11. Des études ont prouvé que l’exposition à la silice peut entraîner une activation anormale de la voie de signalisation NRF2 12,13. Par conséquent, le ciblage de NRF2 peut être une stratégie efficace pour intervenir dans la progression maligne de l’adénocarcinome pulmonaire induit par la silice14.

Cette étude vise à clarifier si l’inhibiteur de NRF2 ML385 inhibe la progression maligne de l’adénocarcinome pulmonaire induite par la silice en régulant la voie de l’axe ROS/NRF2-autophagie. Nous avons établi un modèle murin induit par la silice pour reproduire les principales caractéristiques de la maladie et utilisé des méthodes expérimentales in vitro pour étudier l’interaction entre les macrophages et les cellules tumorales. Nous avons constaté que la silice induisait l’expression de molécules inflammatoires et immunitaires et favorisait davantage la formation de tumeurs par la voie de l’axe ROS/NRF2-autophagie. Lorsque l’inhibiteur de NRF2 (ML385) a été utilisé, l’effet promoteur de la silice sur la formation tumorale a ralenti, ce qui suggère que l’inhibiteur de NRF2 pourrait jouer un rôle dans le traitement des tumeurs pulmonaires induites par la silice.

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Protocole

Tous les blocs de donneurs ont été obtenus à partir d’échantillons pathologiques d’archives collectés entre 2016 et 2018 à l’hôpital populaire affilié Huai’an NO.1 de l’Université de médecine de Nanjing. Les échantillons ont été anonymisés avant d’être utilisés et traités conformément aux protocoles approuvés. Le comité d’éthique de l’hôpital populaire affilié Huai’an n° 1 de l’Université de médecine de Nanjing, KY-2024-250-01. L’élevage, l’élimination et l’utilisation de souris expérimentales respectent strictement le Règlement sur l’administration des animaux de laboratoire et les directives internationales.

Construction d’un modèle murin induit par la silice
Préparation des souris et de la suspension de silice : Élever des souris C57BL/6 mâles, âgées de 6 à 8 semaines, dans une salle d’animaux à température ambiante de 20-25 °C et un cycle de 12 h de lumière / 12 h d’obscurité. Pour préparer la suspension de poussière de silicium, 300 mg de poudre de poussière de silicium ont été pesés avec précision et mis en suspension dans 10 ml de solution saline stérile tamponnée au phosphate 1x. Par la suite, le mélange a été vigoureusement vortex et oscillé pendant 5 min, puis traité par ultrasons dans une machine à ultrasons à bain d’eau pendant 30 min pour assurer une dispersion uniforme des particules et empêcher l’agrégation. La concentration finale de cette suspension de réserve est de 30 mg/mL. Stérilisez-le en autoclave à 121 °C pendant 30 min. Avant chaque utilisation, il est nécessaire de vortex et d’agiter à nouveau pendant 2-3 min pour remettre en suspension les particules déposées.

Les souris ont inhalé une suspension de silice par le nez. La micropipette a été utilisée pour introduire lentement et goutte à goutte la solution dans la cavité nasale des souris. Les souris ont été divisées en 6 groupes avec 20 souris dans chaque groupe. Le volume d’inhalation de chaque groupe était de 10 μL, 30 μL, 50 μL, 70 μL, 90 μL et 200 μL, avec une concentration de 30 mg/mL, une fois par jour pendant 40 jours consécutifs. Lorsque vous perplexez, saisissez la peau derrière l’oreille de la souris avec le pouce et l’index de la main gauche, et fixez le corps et la queue de la souris avec les autres doigts. Assurez-vous que la souris est en position couchée avec la tête légèrement inclinée vers l’arrière pour permettre à la suspension d’être naturellement inhalée dans les voies respiratoires. Nous avons constaté qu’il n’y avait pas eu de décès après le deuxième jour d’inhalation de suspension de silice de 10 μL, 30 μL, 50 μL et 70 μL chez la souris, tandis qu’il y avait eu un événement de décès après le deuxième jour d’inhalation de suspension de silice de 90 μL et 200 μL chez la souris. Par conséquent, le volume maximal d’inhalation de silice chez la souris était de 70 μL par jour.

Lors de la manipulation de la silice cristalline, elle doit être effectuée dans une enceinte de biosécurité ou une hotte, et des masques N95, des lunettes anti-poussière, des gants en nitrile et des vêtements de protection doivent être portés tout au long du processus. Lors de la préparation de la suspension, les mouvements doivent être doux et une chambre de pesée doit être utilisée pour éviter la génération d’aérosols. Tous les déchets en contact avec la silice doivent être collectés dans des récipients scellés résistants à la perforation et éliminés conformément à la réglementation sur les déchets chimiques dangereux. Il est strictement interdit de le mélanger avec les ordures ménagères ou de le jeter dans les égouts. Les déchets biologiques, tels que les milieux de culture cellulaire, doivent être collectés dans des poubelles spéciales contenant des désinfectants et stérilisés sous haute pression. Les carcasses et les tissus d’animaux doivent être placés dans des sacs de déchets biologiques et stérilisés sous haute pression pour un traitement inoffensif.

Évaluer le succès du modèle murin induit par la silice. Évaluez les animaux à différents moments après l’inhalation de silice, à savoir les 3e, 14e et 40e jours. Les souris ont été placées dans des dispositifs d’euthanasie animaux professionnels, et le dioxyde de carbone a été introduit à un taux de remplissage de 30 % à 50 % de volume / min. Ils ont été exposés en permanence jusqu’à ce qu’ils cessent de respirer. Après confirmation du décès, des opérations ultérieures ont été effectuées. Le tissu pulmonaire a été enlevé. Le tissu pulmonaire a été fixé dans une solution de paraformaldéhyde à 4 % à température ambiante pendant 48 h. Après fixation, le tissu a été déshydraté avec de l’alcool à gradient, rendu transparent avec du xylène, puis incorporé dans de la paraffine. Des coupes continues ont été réalisées à l’aide d’une machine à sectionner la paraffine d’une épaisseur de 4 à 5 μm pour la coloration histologique ultérieure et l’analyse immunohistochimique. Le tissu pulmonaire ne nécessite pas de traitement de décalcification. Un examen pathologique du tissu pulmonaire a été effectué pour évaluer la réussite de la génération de modèles. Les critères de succès de la construction du modèle de silicose étaient les suivants : inflammation pulmonaire importante, fibrose et apparition de nodules de silicose.

Analyse de l’infiltration de cellules immunitaires dans le modèle murin induit par la silice
Au 14e jour après l’inhalation de silice, les tissus pulmonaires de souris ont été colorés avec des marqueurs fluorescents contenant CD3e (taux de dilution de 1:200), CD8a (taux de dilution de 1:200), CD86 (taux de dilution de 1:200), F4/80 (taux de dilution de 1:200) et Nk1.1 (taux de dilution de 1:200) pour visualiser les cellules immunitaires. Fixer des coupes de cellules ou de tissus et bloquer avec 5 % d’albumine sérique bovine (BSA) pendant 1 h pour réduire la liaison non spécifique. Utilisez du sérum normal de la même espèce que l’anticorps bloquant, diluez le sérum avec du PBS dans un rapport de 1:10 et ajoutez 100 μL de sérum dilué dans l’échantillon. Ensuite, bloquez à température ambiante pendant 30 min pour permettre au sérum de bloquer les anticorps endogènes. Après le scellement, rincez doucement 2 fois avec du PBS. Les anticorps primaires contenant des anticorps CD3e (taux de dilution de 1:200), CD8a (taux de dilution de 1:200), CD86 (taux de dilution de 1:200), F4/80 (taux de dilution de 1:200) et Nk1.1 (taux de dilution de 1:200) ont été incubés pendant la nuit à 4 °C ou à température ambiante pendant 1 à 2 h. Après le lavage avec du PBS, l’anticorps secondaire fluorescent a été ajouté et incubé dans l’obscurité pendant 1 h.

Coloration Masson et analyse immunohistochimique
Les sections de paraffine ont été déparaffinées avec du xylène et hydratées avec de l’alcool à gradient, puis la récupération de l’antigène a été effectuée dans un tampon de citrate de sodium avec un pH de 6,0 par assainissement thermique à haute pression. Pour l’assainissement thermique à haute pression, placez les tranches de tissu trempées dans un tampon de réparation dans un four à micro-ondes à feu moyen pendant 8 à 12 minutes. L’activité endogène de la peroxydase a été bloquée avec une solution de peroxyde d’hydrogène à 3 % pendant 20 min, puis le site de liaison non spécifique a été bloqué avec de la BSA à 5 % à température ambiante pendant 30 min. Ajoutez les anticorps primaires NRF2 (1:200), CDK1 (1:400) et VDAC1 (1:500) et incubez pendant une nuit à 4 °C. Après avoir lavé 3 fois avec du PBS, ajoutez l’anticorps secondaire anti-lapin de chèvre marqué HRP (1:500) et incubez à température ambiante pendant 1 h. Des coupes de paraffine ont été soumises à une coloration DAB, à une contre-coloration à l’hématoxyline, à une transparence de déshydratation et à un scellement en gel neutre pour obtenir les résultats d’immunohistochimie moléculaire correspondants. Lorsque DAB est utilisé pour le développement des couleurs, le développement modéré des couleurs doit être jaune brunâtre à brun brunâtre et l’arrière-plan doit être clair. Le développement excessif (brun foncé) et insuffisant (jaune clair) nécessite une optimisation du temps de développement des couleurs.

Le degré de fibrose pulmonaire a été analysé de manière semi-quantitative à l’aide de la méthode de notation d’Ashcroft15 : des coupes colorées par Masson ont été observées sous un microscope à grossissement 100x, et le tissu pulmonaire a été divisé au hasard en 8 régions. Chaque région a été notée en fonction du degré de fibrose (0-8 points), le score final étant la moyenne de toutes les régions : 0 point (tissu pulmonaire normal), 1-2 points (fibrose légère), 3-4 points (fibrose modérée), 5-8 points (fibrose sévère).

Les résultats immunohistochimiques ont été analysés quantitativement à l’aide du logiciel Image. Cinq champs à fort grossissement ont été sélectionnés au hasard, et la valeur moyenne de densité optique (MOD) de chaque champ a été mesurée comme indicateur du niveau d’expression des protéines.

Examen de l’impact de la silice et du ML385 sur l’autophagie et les ROS dans les cellules RAW264.7
Les cellules RAW264.7 et A549 (fournies par l’Université des sciences et technologies d’Anhui) ont été cultivées à l’aide d’un milieu riche en glucose DMEM complété par 10 % de sérum fœtal bovin (FBS) et une solution d’anticorps bispécifiques pénicilline-streptomycine à 1 %. Les cellules 1 x 107 ont été cultivées uniformément dans un incubateur à température constante à 37 °C et 5 % de CO2. 5 μL de suspension de silice à 30 mg/mL ont été ajoutés à 1 x 105 cellules/mL de cellules RAW264.7. Après une incubation de 24 h, les cellules ont été rincées avec du PBS 3x, et l’autophagie et le stress oxydatif ont été détectés par les sondes ROS, LC3 et lysosomes. Dans le même temps, ML38516, un inhibiteur de NRF2, a été utilisé pour inhiber l’expression de NRF2 (concentration finale de ML385 : 5 mM/L). L’autophagie et le stress oxydatif ont été détectés selon les étapes expérimentales ci-dessus. Le stress oxydatif et le flux d’autophagie des deux groupes ont été analysés statistiquement.

Analyse immunohistochimique des expressions de VDAC1, CDK1, p62 et NRF2 dans le tissu de l’adénocarcinome pulmonaire
Les expressions de VDAC1, CDK1, p62 et NRF2 ont été vérifiées chez 30 patients. Des tissus présentant un adénocarcinome pulmonaire et des tissus sains adjacents ont été obtenus de l’hôpital populaire affilié Huai’an NO.1 de l’Université de médecine de Nanjing et ont été analysés par immunohistochimie (IHC). Les résultats de l’IHC et de la fibrose pulmonaire ont été analysés statistiquement. Collectez les données des patients en fonction des informations sur les patients dans le système hospitalier. Les étapes expérimentales spécifiques sont les suivantes : des sections de paraffine ont été déparaffinées avec du xylène et hydratées avec de l’alcool à gradient, puis l’assainissement de l’antigène a été effectué dans un tampon de citrate de sodium avec un pH de 6,0 par assainissement thermique à haute pression. L’activité endogène de la peroxydase a été bloquée avec une solution de peroxyde d’hydrogène à 3 % pendant 20 min, puis le site de liaison non spécifique a été bloqué avec de la BSA à 5 % à température ambiante pendant 30 min. Ajoutez les anticorps primaires NRF2 (1:200), CDK1 (1:400), p62 (1:500) et VDAC1 (1:500), et incubez pendant une nuit à 4 °C. Après avoir lavé 3 fois avec du PBS, ajoutez l’anticorps secondaire anti-lapin de chèvre marqué HRP (1:500) et incubez à température ambiante pendant 1 h. Développement de la couleur DAB, contre-coloration à l’hématoxyline, transparent déshydraté, étanchéité neutre de la gomme. Lorsque DAB est utilisé pour le développement des couleurs, le développement modéré des couleurs doit être jaune brunâtre à brun brunâtre et l’arrière-plan doit être clair. Le développement excessif (brun foncé) et insuffisant (jaune clair) nécessite une optimisation du temps de développement des couleurs.

Analyse de la migration cellulaire et de l’invasion
L’effet du ML385 et du surnageant issu de la co-incubation de la silice avec les cellules RAW264.7 sur la migration et l’invasion cellulaires après avoir été incubées avec la lignée cellulaire d’adénocarcinome pulmonaire A549 a été étudié. Le surnageant de cellules RAW264.7 co-cultivées avec de la silice pendant 24 h a été ajouté aux cellules A549. Les cellules ont été divisées en deux groupes : silice+ML385 et PBS. Le groupe silice : 5 μL de suspension de silice à 30 mg/mL ont été ajoutés à 1 x 105 cellules/mL de cellules RAW264.7. Après une incubation de 24 h, prélever le surnageant cellulaire pour une utilisation ultérieure. Le groupe silice+ML385 : 5 μL de suspension de silice à 30 mg/mL et une concentration finale de 5 mM/L de ML385 ont été ajoutés à 1 x 105 cellules/mL de cellules RAW264.7. Après une incubation de 24 h, prélever le surnageant cellulaire pour une utilisation ultérieure. Groupe PBS : 5 μL de PBS ont été ajoutés à 1 x 105 cellules/mL de cellules RAW264.7. Après une incubation de 24 h, prélever le surnageant cellulaire pour une utilisation ultérieure. Au cours de l’essai de grattage, les cellules A549 ont d’abord été ensemencées dans des plaques de 12 puits à une densité de 5 x 105 par puits. Après que les cellules aient atteint une fusion de 95 % à 100 %, des égratignures ont été faites sur les cellules monocouches à l’aide de la pointe d’une pipette stérile de 200 μL. Les cellules exfoliées ont été doucement lavées avec du PBS. Par la suite, les conditions de culture ont été modifiées pour inclure 1 % de milieu de base FBS et les surnageants de chaque groupe de traitement afin de maintenir la viabilité cellulaire pendant la période expérimentale de 7 jours. Des images de la même position ont été recueillies au microscope inversé à 0 h (jour 0) et au 7e jour (jour 7) après la rayure, respectivement. Enfin, la zone de l’égratignure a été analysée quantitativement, et le taux de fermeture de l’égratignure a été calculé à l’aide du logiciel ImageJ pour évaluer l’effet du surnageant de différents groupes de traitement sur la capacité de migration des cellules A549.

Dans le test d’invasion de pores de taille spécifique des cellules, une chambre à membrane en polycarbonate de 8 μm a été utilisée, la membrane de la chambre supérieure étant pré-recouverte de gel simulant l’environnement extracellulaire dilué dans un rapport de 1:8 pour construire une barrière à membrane basale. Les cellules A549 ont été remises en suspension dans une suspension obtenue en mélangeant un milieu sans sérum avec les surnageants de chaque groupe de traitement dans un rapport de 1:1, puis inoculées dans la chambre supérieure (2 x 10,4 cellules par chambre). Dans la chambre inférieure, une solution obtenue en mélangeant un milieu contenant 20 % de FBS avec les surnageants des groupes de traitement correspondants (groupe Silice + ML385, groupe Silice et groupe PBS) dans la même proportion a été ajoutée comme attractif chimique. Les surnageants des groupes de traitement correspondants ont été collectés par aspiration à l’aide d’un pistolet à pipette dans RAW264.7 Phagocytose cellulaire de la silice. Après que les cellules aient été incubées en continu à 37 °C et à 5 % de CO2 pendant 7 jours, les cellules non invasives de la chambre supérieure ont été retirées avec des cotons-tiges, et les cellules qui avaient pénétré la membrane et atteint la chambre inférieure ont été fixées avec 4 % de paraformaldéhyde et colorées avec 0,1 % de violet cristallin. Enfin, le nombre de cellules invasives a été sélectionné au hasard dans 5 champs de vision par un microscope optique.

Analyse de l’impact de la silice et du ML385 sur l’apoptose des cellules A549 par cytométrie en flux
Préparation et regroupement des cellules : Des cellules A549 traitées avec les surnageants de chaque groupe de traitement (groupe PBS, groupe silice, groupe silice + groupe ML385) ont été collectées. Les cellules ont été lavées doucement 2 fois avec du PBS pré-refroidi, puis remises en suspension dans 1 tampon de liaison, et la densité cellulaire a été ajustée à 1 x 106 cellules par tube/100 μL. Ensuite, 5 μL d’Annexine V-FITC et 5 μL de solution de coloration PI ont été ajoutés à la suspension cellulaire, doucement mélangés et incubés à température ambiante dans l’obscurité pendant 15 min. Après l’incubation, 400 μL de 1x tampon de liaison ont été ajoutés à chaque tube et immédiatement testés sur la machine. La détection a été effectuée à l’aide d’un cytomètre en flux. Excité par un laser de 488 nm, le signal de fluorescence d’Annexin V-FITC a été collecté via le canal FITC, et le signal de fluorescence de PI a été collecté via le canal PE. Avant l’expérience, des échantillons monocolorants étaient utilisés pour l’ajustement de la compensation de fluorescence afin d’éliminer le chevauchement spectral. Lors de l’analyse des données, délimitez d’abord la population cellulaire cible dans le nuage de points FSC-A/SSC-A et éliminez les fragments. Par la suite, les adhérences cellulaires ont été exclues à l’aide du nuage de points FSC-H/FSC-A ; Enfin, une porte a été mise en place pour distinguer les cellules vivantes, les cellules apoptotiques précoces, les cellules apoptotiques/nécrotiques tardives et les cellules endommagées mécaniquement. Les données ont été obtenues et analysées à l’aide du logiciel FlowJo V10.

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Résultats

Modèle de souris en silice
Dans la figure 1, les souris ont reçu de la silice par voie intranasale à une dose de 30 mg/mL et 70 μL pendant 40 jours consécutifs, ce qui a permis de s’assurer qu’aucun événement de décès ne s’est produit chez les souris et que le modèle murin de silice a pu être établi avec succès. Pendant ce temps, des souris gavage avec PBS ont été utilisées comme témoins négatifs. L’objectif était d’éliminer l’influence de l’opération et du solvant lui-mê...

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Discussion

L’adénocarcinome pulmonaire est l’une des principales causes de décès liés au cancer dans le monde, et son incidence et ses taux de mortalité augmentent d’année enannée. La silice est classée comme cancérogène de classe 1 pour l’homme par le Centre international de recherche sur le cancer, et le risque d’adénocarcinome pulmonaire augmente avec l’exposition professionnelle cumulée 18,19,20,21.

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Merci aux membres de l’équipe pour leur soutien et leur contribution à cette étude. Cette étude a été financée par le Key Laboratory of Industrial Dust Deep Reduction and Occupational Health and Safety Occupational Institutes (NO. AYZJSGXLK202202006), Shanghai Pudong New Area People’s Hospital Talent Introduction Start-up Fund (NO. PRYYH202501).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
BeyoGold TranswellBeyotime Biotechnology & nbsp ;FTW067-48lnsTranswell
CD3eBD Biosciences561827FITC Hamster Anti-Souris CD3e (145-2C11)
CD86BD Biosciences105013CD86
CD8aBD Biosciences100713CD8a
CDK1Abcamab133327Anti-CDK1
Kit de détection de l’apoptose cellulaireBeyotime Biotechnology & nbsp ;C1062LDétection de l’apoptose
DAPIBeyotime Biotechnology & nbsp ;P0131-25mlDAPI
Machine d’intégrationP.S.J MÉDICALBM450AMachine d’intégration
F4/80BD Biosciences123109F4/80
Déshydrateur de tissus entièrement automatiqueLeica BiosystemsASP3005Déshydrateur de tissus entièrement automatique
Lames de microscope en verreCitotest250124A1Lames de microscope en verre
H& Colorant EBeyotime Biotechnology & nbsp ;C0105MH& Colorant E
IHC KitBiotechnologie de l’absinabs996-5mlIHC Kit
Sonde LC3Beyotime Biotechnology & nbsp ;C3018MSonde LC3
Lames microtomes à profil basThermo Fisher3052835Lames microtomes à profil bas
Sonde lysosomeBeyotime Biotechnology & nbsp ;C1046Sonde lysosome
MarqueurDeliSK109Marqueur
Colorant MassonBeyotime Biotechnology & nbsp ;C0189MColorant Masson
Matrix-GelBeyotime Biotechnology & nbsp ;C0371-5mlAdhésif matriciel
MicrotomeLeica BiosystemsHistoCore BIOCUTMicrotome
ML385Abcamab287109Inhibiteur de NRF2
NK1.1BD Biosciences561117NK1.1
NRF2Abcamab1809YAnti-NRF2
p62Abcamab20735Anti-p62
ParaffineSolarbioYA0012Paraffine
Espèces réactives à oxygène Kit de testBeyotime Biotechnology & nbsp ;S0033MSonde ROS
SiliceSigma AldrichS5631Silice cristalline
VDAC1Abcamab34726Anti-VDAC1

Références

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