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Étude d’un dispositif LED à lumière bleue pour supprimer les agents pathogènes des plaies à l’aide d’un modèle cutané synthétique à base de collagène

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DOI :

10.3791/69403

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24 février 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Engineering Technology and Applied Sciences (SETAS), Centennial College, 2Cofan Thermal/Violumas

Dans cet article

Résumé

Un dispositif LED à lumière bleue de 405 nm démontre une efficacité antimicrobienne contre un large éventail d’agents pathogènes des plaies lorsqu’il est évalué sur un modèle cutané synthétique à base de collagène. Cette approche in vitro simplifiée offre une alternative reproductible et éthiquement viable pour l’évaluation en phase précoce des thérapies antimicrobiennes à base de lumière.

Résumé

La prise en charge conventionnelle des plaies est de plus en plus mise en difficulté par la montée de la résistance aux antimicrobiens et les effets secondaires cytotoxiques des agents traditionnels. La photothérapie, en particulier utilisant la lumière bleue (BL), offre une alternative prometteuse non invasive et sans contact. Cette étude a évalué l’efficacité et la sécurité antimicrobiennes d’un dispositif BL-LED de 405 nm face à un large spectre de pathogènes médicaux importants à l’aide d’un modèle cutané synthétique à base de collagène, soulignant la nouveauté d’appliquer cette plateforme pour des tests antimicrobiens à base de lumière. Cette peau synthétique offre un environnement plus réaliste, imitant la structure et la topologie de la peau humaine. La cartographie de l’uniformité de la lumière a montré une irradiance constante sur un diamètre de 10 cm (30,14 ± 0,78 mW/cm2). L’appareil a permis de réduire substantiellement le logartharitmie microbienne dépendante de la fluence, allant jusqu’à 3,5 à 27 J/cm2, démontrant une efficacité nettement supérieure à celle rapportée dans des études similaires. Son activité à large spectre a été confirmée contre les agents pathogènes ESKAPE et Candida albicans, un avantage significatif pour la gestion des infections polymicrobiennes des plaies. Une découverte clé fut la sensibilité différentielle entre les espèces, Klebsiella pneumoniae présentant la plus grande susceptibilité tandis que Staphylococcus aureus s’est révélé le plus résistant. Cela est probablement dû à des variations dans la structure de l’enveloppe microbienne et la teneur en molécules photosensibles, qui affectent les espèces réactives de l’oxygène (ROS). Les expériences de transmission optique et les analyses de surface versus colonie encastrée n’ont révélé aucune signification statistique, suggérant une application potentielle de BL pour inhiber les agents pathogènes sous la peau. La spectroscopie infrarouge a confirmé que l’exposition au BL, même à de fortes fluences (108 J/cm 2), ne provoquait aucune dégradation chimique ou conformationnelle détectable de la matrice de collagène, contrairement aux effets dommageables observés avec le contrôle germicide UV-C. Enfin, une évaluation unique dans une chambre d’aérosol a démontré que le traitement BL réduisait le dépôt microbien sur les surfaces de plus de 95 %, soulignant son potentiel pour atténuer les infections nosocomiales. Ces résultats démontrent l’adéquation des substrats imitant la peau comme alternative accessible pour évaluer le BL dans les essais précliniques, éliminant ainsi le besoin de modèles animaux.

Introduction

Les infections des plaies représentent un défi persistant et un fardeau important pour le système de santé mondial et affectent la qualité de vie des patients. La cicatrisation des plaies est souvent compliquée par des infections microbiennes qui retardent la fermeture des plaies cutanées, entraînant des lésions et des plaies chroniques, principalement chez les personnes âgées et diabétiques. Les stratégies conventionnelles de gestion des plaies reposent sur des antibiotiques, des antiseptiques, des produits chimiques et des agents bioactifs naturels qui suppriment principalement les organismes responsables de la plaie. Bien que ces méthodes traditionnelles soient efficaces pour accélérer le processus de guérison en réduisant les cellules inflammatoires et en augmentant le nombre defibroblastes 1, elles sont associées à de nombreux effets secondaires. De nombreux antimicrobiens topiques utilisés dans les pansements des plaies ne sont généralement pas adaptés à la peau et peuvent entraîner des effets indésirables tels que la déshydratation cutanée, l’irritation des tissus et des effets cytotoxiques sur les cellules nécessaires au processus de cicatrisation2. La résistance aux antimicrobiens (RAM), largement rapportée en raison de la surutilisation desantimicrobiens 3, principalement l’utilisation systémique d’antibiotiques, menace la viabilité à long terme des traitements pharmacologiques existants. Compte tenu de ces limites de la pratique clinique existante, la nécessité d’alternatives plus sûres et durables pour la prise en charge des plaies est soulignée, en particulier les méthodes sans contact et sans douleur comme la photothérapie.

La photothérapie, exploitant le spectre visible de la lumière, a progressivement gagné en visibilité comme une intervention prometteuse, non invasive et non pharmacologique pour diverses applications dermatologiques et thérapeutiques. Ses applications vont du rajeunissement généralde la peau 4 et des améliorations esthétiques aux traitements ciblés pour des affections comme l’acné et les thérapies anti-âge. Parmi les longueurs d’onde visibles (400-760 nm), la lumière bleue, généralement allant de 400 nm à 480 nm, a suscité un intérêt scientifique et clinique considérable en raison de son potentiel thérapeutiquemultifacette 5. Contrairement aux rayons ultraviolets (UV), en particulier la bande UV-C (100-280 nm), largement utilisée pour la désinfection de surface en raison de ses propriétés germicides mais comportant des risques bien documentés de dommages à l’ADN, de cancérogenèse et de cancer de la peau, la lumière bleue est classée comme radiation non ionisante. Cette différence fondamentale rend la lumière bleue intrinsèquement plus sûre pour les tissushumains 5, car elle ne possède pas l’énergie nécessaire pour endommager directement l’ADN cellulaire ou induire des effets mutagènes.

L’activité antimicrobienne de la lumière bleue a été rapportée contre les bactériesGram-positive 6 etGram-négatives 7 . Certains essais cliniques ont été menés pour valider l’utilisation de la thérapie par lumière bleue contre les infections ou troublescourants 8, par exemple la suppression de Propionibacterium acne qui cause l’acnévulgaire 9, et le traitement des infections gastriques10 causées par Helicobacter pylori. Cependant, aucun essai clinique n’a été rapporté sur l’efficacité antimicrobienne des infections des plaies. Un nombre croissant d’études récentes in vitro démontrent que la lumière violet-bleu (400-420 nm) est capable d’inactiver plusieurs agents pathogènes ESKAPE tout en maintenant une cytotoxicité minimale pour les cellulesmammifères 11. Récemment, la lumière bleue dans la plage de 410-430 nm a montré qu’elle module l’activité des fibroblastes et le dépôt de collagène, favorise la prolifération cellulaire, régule les réponses inflammatoires et génère des espèces réactives de l’oxygène (ROS) via l’excitation endogène de la porphyrine qui perturbe les cellulesbactériennes 12, en faisant un candidat prometteur pour des applications de cicatrisation.

Cependant, la complexité de la cicatrisation, déterminée par de multiples variables incluant la variance individuelle, le type de plaie, ainsi que les pathologies physiologiques et préexistantes, pose des défis importants pour la recherche. Les tests directs in vivo des thérapies des plaies restent complexes en raison de la variabilité biologique, des considérations éthiques et de la complexité des environnements des plaies. Les modèles animaux, bien que couramment utilisés, ne représentent souvent pas avec précision la physiologie de la peau humaine et sont limités par des exigences réglementairesstrictes 13. Les études de cicatrisation impliquant des essais cliniques sont rares et souvent peu représentatives en raison de leur petite taille d’échantillon, nécessitant de grands échantillons statistiques, des contrôles robustes et des approbations éthiques strictes. Pour surmonter ces obstacles, des modèles in vitro qui reproduisent les propriétés de la peau humaine sont apparus comme des plateformes efficaces pour le dépistageinitial 14. Les systèmes synthétiques à base de collagène, tels que VITRO-Skin, imitent la peau humaine en pH, rétention d’humidité et texture de surface, et sont idéaux pour tester des interventions externes dans des conditionscontrôlées 15. Bien que plusieurs études aient montré des effets antimicrobiens à large spectre de la lumière bleue, la plupart ont utilisé des cultures de bouillon, des plaques d’agar ou des modèles animaux, avec une application limitée sur des substrats semblables à la peau.

S’appuyant sur le potentiel démontré de la lumière bleue et les avantages des modèles in vitro , la présente étude vise à tester l’efficacité d’un dispositif à diode électroluminescente (LED) fonctionnant à une longueur d’onde maximale de 405 nm pour supprimer les agents pathogènes courants des plaies. Nous introduisons une nouvelle méthodologie d’évaluation pour évaluer l’efficacité de la cicatrisation des plaies, basée sur un modèle microbiome simplifié appliqué à la peau synthétique à base de collagène. Il compare également l’efficacité antimicrobienne et l’impact sur la topographie cutanée de la lumière bleue générée par diode électroluminescente (LED-BL) avec la fluidité géricide UV-C. Bien que cette méthode manque de complexité des systèmes biologiques, elle adopte une approche pragmatique qui permet des expériences hautement contrôlées et reproductibles contournant la variabilité et les complexités éthiques associées aux études in vivo et aux essais cliniques, accélérant ainsi l’évaluation préliminaire et le dépistage initial d’interventions thérapeutiques similaires et nouvelles. L’innovation centrale de ce travail réside dans l’application d’un modèle cutané à base de collagène comme plateforme reproductible et contrôlable pour évaluer l’efficacité des antimicrobiens à la lumière bleue, accompagnée d’analyses de pénétration optique, d’uniformité et de sécurité basées sur FTIR.

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Protocole

1. Préparation d’échantillons de peau synthétique

Une feuille de modèle de peau synthétique à base de collagène (VITRO-Skin) a été découpée en échantillons rectangulaires mesurant 5,0 cm × 2,5 cm dans des conditions aseptiques dans un cabinet de biosécurité. Chaque échantillon était placé dans une boîte de Petri stérile et conservé à 4 °C jusqu’à utilisation. Avant l’inoculation, les échantillons étaient équilibrés à température ambiante et hydratés dans une chambre d’humidité selon les instructions du fabricant pour imiter le niveau d’hydratation de la peau humaine.

2. Préparation de cultures microbiennes

Souches de référence de l’American Type Culture Collection (ATCC), incluant Staphylococcus aureus (ATCC 25923), Escherichia coli (ATCC 25922), Enterobacter aerogenes (ATCC 13048), Pseudomonas aeruginosa (ATCC 27853), Acinetobacter baumannii (ATCC 19606), Klebsiella pneumoniae (ATCC 13883) et Candida albicans (ATCC 10231), ont été utilisés. Les colonies individuelles ont été inoculées dans un bouillon de soja tryptique (TSB) de 5 mL dans des conditions aseptiques. Les cultures bactériennes ont été incubées à 35 °C pendant 24 heures, et les cultures fongiques à 22 °C pendant 5 jours. Après l’incubation, la turbidité a été ajustée à 0,5 standard McFarland (environ 1,5 × 10⁸ UFC/mL) à l’aide de solution stérile au phosphate tamponné (PBS) pour des tests antimicrobiens.

3. Inoculation de modèles cutanés synthétiques

Chaque section de peau synthétique hydratée a été inoculée avec 100 μL de suspension microbienne et répartie uniformément à l’aide d’un évacuateur jetable stérile. Les surfaces inoculées ont été séchées à l’air pendant 15 minutes dans une chambre stérile dans des conditions de laboratoire ambiantes (22-24 °C, 60 %-70 % d’humidité humeur). Les échantillons ont été répartis en trois groupes : témoins non traités (Groupe A), source lumineuse (LED lumineuse bleue, 405 nm), irradiation (Groupe B) et irradiation LED UV-C (265 nm) (Groupe C). La figure 1 montre la représentation schématique des expériences d’évaluation de l’efficacité antimicrobienne de la source lumineuse à l’aide du modèle cutané synthétique.

4. Configuration de la source lumineuse et irradiation

Un dispositif LED à lumière bleue de 405 nm était monté sur un dissipateur thermique en aluminium pour éviter l’accumulation de chaleur et garantir une irradiation thermiquement sûre des échantillons de peau synthétique (Figure 2). L’irradiance était mesurée au plan de traitement exact à l’aide d’un photomètre calibré, la hauteur de la sonde étant ajustée pour tenir compte de l’épaisseur du capteur. L’irradiance de travail a été standardisée à 30 mW/cm² en ajustant la distance de projection de la LED.

L’uniformité de l’illumination sur le champ de traitement a été vérifiée en mesurant l’irradiance à 16 points espacés régulièrement, donnant une moyenne de 30,14 ± 0,78 mW/cm² (Figure 3). Pour une comparaison de base des effets germicides, des traitements UV-C ont été réalisés à l’aide d’une source LED de 265 nm délivrant 3 mW/cm² à une distance de 20 cm pendant 2 minutes.

La fluence était calculée comme l’irradiance × temps d’exposition et correspondait à 27 J/cm² pour la lumière bleue (30 mW/cm² × 900 s) et 3,6 J/cm² pour les UV-C.

Pour les tests antimicrobiens, des échantillons de peau synthétique hydratée inoculés avec des suspensions microbiennes étaient placés de façon aseptique dans des boîtes de Petri stériles (couvercles retirés) et placés directement sous la LED à lumière bleue. Les échantillons assignés au groupe d’irradiation (Groupe B) étaient exposés en continu jusqu’à ce que la fluidité cible soit atteinte (15 min). La durée d’exposition de 15 minutes (27 J/cm²) a été sélectionnée sur la base d’expériences préliminaires de time-kill, qui ont démontré une efficacité antimicrobienne constante entre espèces tout en représentant une durée d’exposition pratique pour des applications cliniques ou au point de soins. La température de chaque échantillon était surveillée toutes les 5 minutes à l’aide d’un thermomètre infrarouge sans contact pour confirmer qu’aucun chauffage significatif n’a eu lieu lors de l’illumination. La surveillance de la température n’a révélé aucune augmentation mesurable de la température de surface (>2 °C) lors de l’irradiation à la lumière bleue, confirmant que les effets antimicrobiens observés étaient non thermiques.

5. Efficacité antimicrobienne de la lumière bleue, des LED et des UV-C contre les agents pathogènes des plaies

Après le traitement, chaque échantillon de peau synthétique a été transféré dans un tube stérile de 15 mL contenant 9,0 mL de PBS (pH 7,4). Les tubes ont été délicatement tourbillonnés pendant 1 minute pour déloger les microbes adhérents à la surface. Des dilutions dix fois multipliées par sérinettes ont été préparées, et des aliquotes de 100 μL ont été placées sur l’agar tryptique de soja (TSA) pour les bactéries et l’agar Sabouraud dextrose (SDA) pour les champignons. Des plaques ont été incubées (bactéries à 35 °C pendant 24 heures ; champignons à 22 °C pendant 5 jours), et des unités formant des colonies (UFC) ont été recensées. La réduction microbienne a été quantifiée à l’aide des équations suivantes :

Réduction logarithmique = log10(A) - log10(B)

Réduction en pourcentage = ((A - B)/A) × 100

Où A = nombre d’unités de CFU provenant du contrôle ; B = Nombre d’UFC provenant d’échantillons traités.

Les témoins négatifs comprenaient des plaques uniquement à base de milieu et du PBS pour vérifier la stérilité, tandis que des échantillons inoculés non traités ont été utilisés pour comparer l’efficacité du traitement. Les plaques témoins positives consistaient en des suspensions microbiennes ATCC inoculées pour confirmer la viabilité des cultures. Toutes les étapes expérimentales ont été réalisées dans des conditions aseptiques.

6. Efficacité antimicrobienne dépendante du temps de l’irradiation à la lumière bleue

Pour évaluer l’effet dépendant de la fluidité, les durées d’exposition à la lumière bleue ont été fixées à 2 min, 5 min, 10 min, 15 min, 20 min et 30 min. L’activité antimicrobienne a été évaluée par énumération des UFC comme ci-dessus, permettant d’analyser les relations dose-dépendantes.

7. Efficacité des LED à lumière bleue dans une chambre aérosolisée simulant des conditions nosocomiales

Une chambre aérosol acrylique personnalisée, dans des conditions environnementales contrôlées, a été utilisée pour simuler une exposition nosocomiale en suspension aérienne (Figure 4). Des suspensions microbiennes aérosolisées (~1,5 x 106 UFC/mL) ont été introduites à l’aide d’un nébuliseur, et des échantillons synthétiques de peau ont été exposés pendant 30 minutes. La lumière bleue était dirigée vers les échantillons pendant toute l’exposition (10 μW/cm², distance de 20 cm). Dans l’expérience témoin, des conditions d’exposition identiques ont été appliquées, mais le dispositif BL-LED est resté éteint. Les densités cellulaires microbiennes dans la chambre aérosols ont été surveillées à l’aide de mesures d’activité de retombée, dans lesquelles les plaques d’agar ont été placées à l’intérieur de la chambre avant l’exposition. Des cellules microbiennes viables adhérées aux échantillons synthétiques de peau (2 cm x 2 cm) ont été quantifiées à l’aide d’une analyse standard du nombre de plaques comme décrit ci-dessus. Cette faible irradiance (10 μW/cm²) a été sélectionnée pour imiter les conditions d’éclairage ambiant réelles dans les établissements de santé, où une irradiation continue à haute intensité n’est pas envisageable.

8. Transmission optique et tests de colonies embarquées

  1. Transmission optique via un substrat de peau synthétique
    Pour quantifier la pénétration de la lumière bleue à travers la peau synthétique, l’irradiance a été mesurée à l’aide d’un photomètre calibré placé au niveau du plan de traitement. L’intensité BL (405 nm, 30 mW/cm²) a été enregistrée avec ou sans échantillons synthétiques hydratés placés horizontalement entre la LED et le détecteur. La transmission ( %) était calculée comme le rapport entre l’irradiance transmise (avec la peau) et l’irradiance incidente (sans la peau).
    La transmission en conditions aqueuses a été évaluée à l’aide d’un spectrophotomètre UV-Visible. Une bande synthétique hydratée était insérée verticalement dans une cuvette standard en polystyrène remplie d’eau déionisée. La cuvette remplie d’eau seule servait de blanc. Une absorbance à 405 nm a été enregistrée, et le pourcentage de transmission a été calculé en utilisant % T = 10(-A) × 100.
  2. Validation fonctionnelle à l’aide d’un test de colonie embarquée
    Des tests de réduction microbienne en surface et en colonie enfoncée ont été réalisés comme corrélat fonctionnel de transmission, où des échantillons étaient inoculés sur une surface mais irradiés du côté opposé (inférieur) pour simuler la présence de microbes sous la surface cutanée. Les UFC ont été quantifiées comme décrit ci-dessus dans la section efficacité antimicrobienne.

9. Spectroscopie FT-IR pour la dégradation de la peau synthétique après exposition à la lumière bleue et aux UV-C

Pour évaluer les changements chimiques et structurels potentiels de la matrice cutanée synthétique à base de collagène dus à l’exposition à la lumière, une spectroscopie infrarouge par transformée de Fourier (FT-IR) a été réalisée. Les échantillons synthétiques (2 cm × 2 cm) ont été hydratés selon les instructions du fabricant, identiquement aux échantillons utilisés dans les tests de réduction microbienne. Les échantillons hydratés ont été exposés soit à une lumière bleue de 405 nm (30 mW/cm²), soit à 265 nm UV-C (3 mW/cm²) pendant 15 minutes (exposition standard, 27 J/cm²) ou 60 minutes (pire des cas de contrainte). Après irradiation, les échantillons ont été doucement absorbés pour éliminer l’humidité de surface et immédiatement analysés par FT-IR.

10. Mesure ATR-FTIR

Les spectres étaient acquis à l’aide d’un spectrophotomètre IR équipé d’un logiciel d’analyse compatible. Tous les échantillons ont été analysés à l’aide du module Attenuated Total Reflectance (ATR) iD7. Pour isoler les changements spectraux attribuables à l’irradiation, (1) Une comparaison spectrale directe a été réalisée entre des témoins non traités et des échantillons irradiés. (2) Les comparaisons soustraites de base ont été réalisées en utilisant l’échantillon témoin non traité comme référence de fond avant de scanner les échantillons irradiés, permettant de visualiser uniquement les pics nouveaux ou modifiés.

Cette approche double réduit le bruit topographique et améliore la détection de changements subtils dans les régions amide et empreintes digitales. Le niveau d’hydratation, l’épaisseur de l’échantillon et l’orientation ont été standardisés sur tous les échantillons afin de réduire la variabilité spectrale. Chaque condition d’exposition (témoin, BL-15 min, BL-60 min, UV-15 min, UV-60 min) était scannée en triple exemplaire.

11. Analyse statistique

Toutes les expériences ont été réalisées en utilisant des triplicates biologiques indépendants, sauf indication contraire. Les données sont présentées en moyenne ± écart-type (SD) ou en moyenne avec intervalles de confiance (IC) à 95 %, comme indiqué dans les légendes des figures. La normalité de la distribution des données a été évaluée à l’aide du test de Shapiro-Wilk. Des comparaisons par paires entre deux groupes (par exemple, lumière bleue vs. UV-C, colonies de surface vs. colonies plongées) ont été réalisées à l’aide de tests t de Student à deux queues non appariés. Pour les comparaisons impliquant plus de deux conditions ou points temporels, une analyse unidirectionnelle de la variance (ANOVA) suivie de tests post-hoc appropriés a été appliquée. Le test statistique spécifique utilisé pour chaque comparaison est indiqué dans la légende correspondante de la figure. Une valeur p <0,05 était considérée comme statistiquement significative.

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Résultats

Efficacité antimicrobienne des LED à lumière bleue et des UV-C contre les agents pathogènes des plaies
Le dispositif LED à lumière bleue (405 nm), fonctionnant à une intensité de 30 mW/cm² pendant 15 minutes, a démontré une efficacité antimicrobienne significative contre tous les agents pathogènes des plaies testés sur des modèles cutanés synthétiques (Figure 5). Parmi les espèces testées, Klebsiella pneumoniae a montré la plus g...

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Discussion

Cette étude démontre le potentiel antimicrobien significatif d’un dispositif LED à lumière bleue (BL-LED) de 405 nm face à un panel de pathogènes de plaie cliniquement pertinents testés sur des modèles cutanés synthétiques à base de collagène. L’exposition aux BL-LED à une fluence de 27 J/cm² a permis d’atteindre une réduction de 3,5 logarthèmes de la charge microbienne (Figure 6), dépassant la performance antimicrobienne rapportée dans plusieurs études anté...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Cette étude a été financée (W24-21) par « Applied Research, Innovation and Entrepreneurship Services » (ARIES), Centennial College, Canada. Les fournitures microbiennes et les installations BSL-2 ont été fournies par « Sciences biologiques et environnementales appliquées (ABES) », Centennial College, Canada. Les auteurs apprécient les conseils fournis par Andrew Baer et Gillian Goring en spectroscopie FT-IR ainsi que par le personnel de la salle de préparation pour leur aide dans la préparation des médias et la stérilisation.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Acinetobacter baumannii  ; ATCC Le Centre mondial de bioressourcesATCC 19606
Lumière bleue - Diode d’émission de lumière   ;ViolumasN/ABL-LED est un prototype et n’a donc pas de numéro de catalogue & nbsp ;
Candida albicans  ; ATCC Le Centre mondial de bioressourcesATCC 10231
Enterobacter aerogenesATCC Le Centre mondial de bioressourcesATCC 13048
Escherichia coliATCC Le Centre mondial de bioressourcesATCC 25922
Transformée de Fourier infrarouge   ; (FT-IR) Spectrophotomètre Nicolet iS5Thermo ScientificIQLAADGAAGFAHDMAZALe logiciel OMNIC est utilisé pour l’analyse
Module de transmission à faisceau direct FT-IR Nicolet iS5 iD1 (adaptateur de base)Thermo ScientificIQLAADGAAGFAJAMAYX
Module de réfraction interne atténué par diamant FT-IR Nicolet iS5 iD7Thermo ScientificIQLAADGAAGFAJAMBFN
Incubateur  ;Percival Scientific & nbsp ;9330.01.06L
Théromomètre IRThermo Fisher Scientific & nbsp ;   ;06-664-254
Klebsiella pneumonia  ; ATCC Le Centre mondial de bioressourcesATCC 13883
Solution physiologique tamponnée au phosphateThermo Fisher Scientific & nbsp ;   ;AM9624Numéro de catalogue PBS (Thermo Fisher Scientific) & nbsp ;
Pseudomonas aeruginosaATCC Le Centre mondial de bioressourcesATCC 27853
Sabouraud Dextrose AgarBD Difco & nbsp ;DF0109-17-1Numéro de catalogue SAB (BD Difco)
Staphylococcus aureus  ; ATCC Le Centre mondial de bioressourcesATCC 25923
Agar de soja tryptiqueBD DifcoDF0369-17-6Numéro de catalogue TSA (BD Difco)
Bouillon de soja tryptiqueBD Difco & nbsp ;DF0370-17-3Numéro de catalogue TSB (BD Difco)
UV-LEDViolumasN/AUV-LED est un prototype et n’a donc pas de numéro de catalogue & nbsp ;
Spectrophomètre UV-VIZ (Genesys 10 UV Scanning)Thermo Scientific & nbsp ;335907P
Vitro-SkinMEDELINKSKU24000Vitro-Skin

Références

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