Installation reproductible pour l’imagerie à deux photons in vivo de la contractilité des vaisseaux lymphatiques cervicaux et du flux lymphatique chez la souris

Résumé

Le manuscrit démontre une méthode innovante pour l’étude in vivo de la contractilité des vaisseaux lymphatiques cervicaux et du flux lymphatique chez la souris, afin de tester diverses fonctions physiologiques des vaisseaux lymphatiques cervicaux (cLV) et des stratégies thérapeutiques pour la modulation des mécanismes régulateurs lymphatiques du drainage et du dégagement cérébraux.

Résumé

La contractilité des cLV est la force motrice du flux lymphatique et un mécanisme clé sous-jacent au nettoyage des toxines cérébrales. Ici, nous présentons une méthode innovante pour l’imagerie à deux photons in vivo de la contractilité des cLV et l’observation à long terme de l’élimination des globules rouges par flux lymphatique dans les cLV chez la souris. Les composants de l’installation incluent une mini-bouillotte adaptée au cou de la souris qui permet d’augmenter la fenêtre d’imagerie jusqu’à 5 heures tout en préservant la contractilité du cLV et le flux lymphatique ; contrôle de l’humidité ; une coque protectrice ; et un système de positionnement permettant de maintenir une visualisation optique stable des cLV. La méthode assure la reproductibilité et la compatibilité avec d’autres types de microscopes à deux photons et une large gamme d’objectifs, maintenant des images de haute qualité avec une profondeur allant jusqu’à 500 μm. Le protocole comprend des étapes détaillées de la préparation chirurgicale des cLV pour maintenir l’environnement physiologique, en fournissant la contractilité normale du cLV.

Introduction

La contractilité des vaisseaux lymphatiques cervicaux (cLV) joue un rôle clé dans le drainage cérébral et l’élimination lymphatique de ses tissus des métabolites et ^{toxines 1,2,3}. La réduction de cette fonction principale des cLV conduit à la suppression du nettoyage des toxines cérébrales, accompagnée de nombreuses maladies cérébrales, notamment la maladie d’Alzheimer, les traumatismes crâniens et^{le cancer du cerveau} 4,5,6,7,8,9. Par conséquent, l’étude de la contractilité du cLV est une approche importante dans le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour la modulation des mécanismes régulateurs lymphatiques du drainage et du dégagement du^cerveau 10,11,12.

Cette étude présente une méthode innovante pour l’imagerie à deux photons en temps réel de la contractilité du cLV et du flux lymphatique chez des souris de différents âges. Les composants importants de l’installation incluent un micro coussin chauffant qui, une fois fixé au cou de l’animal, permet un temps d’imagerie prolongé allant jusqu’à 5 heures tout en maintenant l’activité contractile des vaisseaux lymphatiques collecteurs et la stabilité du flux lymphatique.

Il convient de noter que, contrairement au système circulatoire sanguin, rempli de sang qui circule à une certaine vitesse (de 10 mm/s dans les artérioles à 13 cm/s dans le sinus sagittal chez l’humain) à travers divers types de vaisseaux sanguins, le remplissage des vaisseaux lymphatiques dépend du gradient de pression croissant entre les vaisseaux lymphatiques vides et du volume de liquide interstitiel généré pendant le^{métabolisme 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19}. Parallèlement, le flux lymphatique dans les vaisseaux lymphatiques est intermittent, variant de 0 à 1 mm/^s 20,21,22^. Des études récentes d’IRM chez l’humain ont montré que le flux lymphatique dans les vaisseaux lymphatiques méningés (MLV) est de 1 à 3 mm²³. Cependant, il convient de noter que même chez une seule personne, le flux lymphatique dans les VLM varie selon les moments de la journée et peut tomber jusqu’à 0. Ainsi, le flux lymphatique dans les vaisseaux lymphatiques est incohérent car il dépend du rythme des processus métaboliques, qui à son tour dépend de la température²⁴. En effet, la vitesse d’une réaction biochimique est profondément et directement influencée par la température, ce qui pourrait donc aussi exercer un effet significatif sur les contractions spontanées des vaisseaux lymphatiques et ainsi modifier le drainage et le transport^lymphatiques 24,25,26.

Par conséquent, maintenir la température corporelle est une condition importante pour préserver l’environnement physiologique des vaisseaux lymphatiques afin de soutenir une contractilité normale et un flux lymphatique. Cependant, l’utilisation de plaques chauffantes disponibles dans le commerce ne garantit pas le maintien de la température nécessaire dans les zones profondes et optiquement accessibles du cou où se trouvent les cLV. Cela est particulièrement important pour l’imagerie à deux photons de la contractilité du cLV et du flux lymphatique, car cela se fait dans des salles expérimentales froides avec une température ambiante de 19 °C, requise pour cette technique^{optique 27}.

À cet égard, dans la grande majorité des études in vivo, la contractilité des vaisseaux collecteurs lymphatiques utilisant des plaques chauffantes commerciales est limitée à 3 à 5 minutes (l’effet maximal est généralement observé en quelques^secondes 3,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37 ^,38, après quoi le remplissage lymphatique et la contractilité diminuent. Cette approche limite considérablement le temps d’observation de la physiologie des vaisseaux lymphatiques et rend impossible l’évaluation des effets à long terme sur leur contractilité et leur flux lymphatique, ce qui nous a motivés à développer un mini-coussin chauffant adapté au cou de la souris dans le but d’augmenter la fenêtre de temps pour l’imagerie jusqu’à 5 heures en préservant la contractilité du cLV et la stabilité du flux lymphatique.

Un autre élément de la configuration est le boîtier protecteur avec système de contrôle et de positionnement de l’humidité qui permet de maintenir une visualisation stable des cLV sans immersion dans l’eau, et de préserver des images haute résolution lorsque des lentilles à immersion aérienne à longue distance corrigées pour le verre de couverture de 0,17 mm (par exemple, CFI Plan Apochromat Lambda D 10x (MRD70170) et CFI Plan Apochromat Lambda D 20x (MRD70270) sont utilisés).

La méthode proposée garantit la reproductibilité et la compatibilité avec d’autres types de microscopes à deux photons et diverses plages d’objectifs compatibles avec le boîtier, en tenant compte des caractéristiques environnementales, y compris le contrôle de la température/humidité et la distance de travail depuis la lentille, tout en maintenant des images de haute qualité avec une profondeur allant jusqu’à 500 μm et une fenêtre temporelle (jusqu’à 5 h), ce qui permet une analyse à long terme de la contractilité des cLV et du flux lymphatique de haute qualité chez la souris.

Il est important de prendre en compte la localisation anatomique des cLV près de la bifurcation de l’artère carotide, où se trouvent les barorécepteurs. L’impact mécanique sur les barorécepteurs conduit à une déstabilisation de la pression artérielle et du rythme cardiaque. Cela peut provoquer des variations significatives de la pression hydrostatique et, par conséquent, une perturbation du flux^{lymphatique 39}. Par conséquent, la méthode proposée inclut une description détaillée du protocole chirurgical pour l’isolement doux des cLV dans la zone profonde du cou afin d’éviter un impact mécanique sur la bifurcation de l’artère carotide voisine et les variations de la pression artérielle, ce qui peut entraîner un altération du flux lymphatique dans le cerveau et, par conséquent, un altération du flux lymphatique dans les cLV ainsi que leur contractilité.

Les résultats montrent la diminution de la contractilité du cLV liée à l’âge et sa sensibilité aux effets photostimulants thérapeutiques chez la souris. De plus, pour la première fois en observation à long terme (sur 5 heures), nous démontrons clairement que les cLV agissent comme des tunnels pour l’élimination des globules rouges du ventricule latéral droit, qui constitue une voie lymphatique importante pour le nettoyage des toxines ^{cérébrales 1,2,3}. Dans l’ensemble, la méthode d’imagerie in vivo à deux photons de la contractilité et du flux lymphatique du cLV est destinée aux études précliniques de diverses fonctions physiologiques des cLV, notamment la régulation du drainage et du dégagement du cerveau, l’élimination des métabolites et des toxines du cerveau, ainsi que pour les tests des nouvelles technologies thérapeutiques de modulation de la physiologie du cLV.

Protocole

Toutes les procédures ont été réalisées conformément au Guide sur la prise en charge et l’utilisation des animaux de laboratoire, la directive 2010/63/UE sur la protection des animaux à des fins scientifiques, ainsi qu’aux directives du Ministère des Sciences et de l’Enseignement supérieur de la Fédération de Russie (n° 742 du 13.11.1984), qui ont été approuvés par la Commission de bioéthique de l’Université d’État de Saratov (Protocole n° 7, 22.09.2022).

REMARQUE : Consultez le Tableau des Matériaux pour les détails concernant tous les documents utilisés dans ce protocole.

1. Dispositif technique pour réparer la souris

1. Utilisez un rail optique en acier (SOR, longueur 270 mm, largeur 43 mm ; Figure 1A) comme base de l’installation.
2. Installez deux porte-poteaux (3PH-25) au-dessus du SOR à une distance de 175 mm l’un de l’autre (Figure 1B). Placez les bornes de fixation (3MP, diamètre 12 mm) à l’intérieur du 3PH-25 puis fixez-les fermement avec la vis M6 (Figure 1C).
3. Fixez le collier de poteau (3PC) aux deux montants (3MP ; Figure 1D). Un post-collier est nécessaire pour la fixation ultérieure du cathéter avec un apport constant de solution saline lors de la surveillance optique du vaisseau lymphatique cervical.
   REMARQUE : Cela est nécessaire pour rincer périodiquement la zone d’étude afin d’éliminer le sang accumulé après les interventions chirurgicales, ce qui peut compliquer la surveillance optique.
4. Fixez la serre fixe de poste à angle droit (3RPC-12) à l’un des supports de fixation 3MP et fixez-la fermement avec la vis M6 (Figure 1H).
   1. Insérez le support de fixation (diamètre 12 mm) dans le trou latéral du 3RPC-12 (Figure 2B).
      REMARQUE : Le support de montage est nécessaire pour la fixation ultérieure du couvercle protecteur d’une lentille à deux photons non immersive dans l’eau.
   2. Fixez le support imprimé sur une imprimante 3D au support de fixation latéral et fixez-le fermement à l’aide de deux paires de vis M3 (Figure 2C).
   3. À l’aide de colle UV, fixez un verre de couverture de 12 mm de diamètre sous le boîtier de protection imprimé sur une imprimante 3D (Figure 2D,F). Ensuite, utilisez la paire vis-écrou M4 pour fixer le couvercle protecteur au support (Figure 2).
5. Installez la table pantographe de précision pour mouvement vertical 02TV004 (Figure 1E) sur la base SOR à l’aide de deux clips de table (3TC5) et des ensembles de vis, écrous et rondelles M6 (Figure 1F).
6. Placez un boîtier imprimé en 3D (155 mm de long, 110 mm de large) sur la table, qui sert de réservoir pour l’accumulation de solution saline (Figure 1G).

2. Élément chauffant

1. Assemblage des périphériques.
   1. Couvrez le point de connexion des fils à l’élément chauffant 1 avec une fine couche de silicone (Figure 3). Fixez le capteur de température 1 au tapis et scellez-le avec du silicone (Figure 3B).
   2. Soudez les fils de l’élément chauffant et des capteurs de température sur un câble multi-fils, remplissez le point de connexion avec du silicone, puis fermez avec du film rétractable (Figure 3).
   3. Placez l’élément chauffant 2 et le capteur de température 2 dans le rouleau en mousse (Figure 4).
2. Assemblage de l’unité de contrôle
   REMARQUE : Lien vers les fichiers de téléchargement pour imprimer la boîte de la https://disk.yandex.ru/d/06BURfMlQpl0Jg de contrôle.
   1. Imprimez le boîtier de l’unité de contrôle sur une imprimante 3D (Figure 5B).
   2. Fixez les connecteurs pour connecter le câble d’alimentation et le bouton d’alimentation sur les parois du boîtier, comme montré à la figure 5C,D).
3. Installez une alimentation 24 V DC, un convertisseur ACC et 2 modules MOSFET à l’intérieur du boîtier (Figure 5A, G, H, I).
4. Pour assembler le circuit, suivez ces étapes (Figure 6).
   1. Connectez le convertisseur abaisseur à la source et réglez la tension à 9 V (Figure 6).
   2. Connectez respectivement la broche VIN de l’Arduino UNO au connecteur OUT+ du convertisseur et le GND au connecteur OUT, respectivement (Figure 6).
   3. Connectez respectivement la broche V+ de l’alimentation aux broches VIN+ des modules MOSFET, et la broche V aux broches VIN, respectivement (Figure 6).
   4. Connectez la broche V+ sur l’élément chauffant 1 à VOUT+ sur le module MOSFET 1 et V- à VOUT, respectivement (Figure 6).
   5. Répétez les étapes pour l’élément chauffant 2 et le MOSFET 2 (Figure 6).
   6. Connectez la broche GND des modules MOSFET 1 et 2 au GND de l’Arduino UNO, et le PWM MOSFET 1 au connecteur D11 de l’Arduino UNO, et le MOSFET PWM 2 au connecteur D10, respectivement (Figure 6).
   7. Connectez la broche VIN du capteur de température 1 au connecteur GND de l’Arduino UNO, le VIN+ au connecteur 5 V de l’Arduino UNO, et le SIG au D3 (Figure 6).
   8. Connectez le contact SIG du capteur de température 2 à A1 sur l’Arduino UNO, connectez le capteur GND au GND de l’Arduino UNO, et connectez également la résistance pull-up de 100 kΩ (Figure 6).
5. Réparez l’Arduino UNO et l’écran du clavier dans le boîtier du couvercle (Figure 7I).

3. Guide logiciel de contrôle de la température

1. Téléchargez le sketch Arduino (fichier .ino) et ouvrez-le dans l’environnement de développement Arduino (version IDE : 2.3.5-nightly-20241212).
2. Sélectionnez le bon port COM et téléchargez le firmware. L’interface contient deux boutons. Pour passer d’un à l’autre, utilisez les boutons gauche et droit (Figure 7B,D). L’indicateur de sélection est situé à gauche de la colonne (Figure 7F).
3. Le champ de sélection de température est situé dans la colonne de gauche de l’écran (Figure 7H). Utilisez les boutons Haut et Bas pour ajuster (Figure 7C).
4. Le champ START/shutdown se trouve dans la colonne de droite de l’écran (Figure 7G). Pour sélectionner cette colonne, appuyez sur le bouton droit du clavier, puis appuyez sur Select (Figure 7A). Lorsque le processus est en cours, l’indicateur d’activité clignote, et l’étiquette sur le bouton RUN passe à OFF.

4. Fixer l’animal dans le dispositif technique

REMARQUE : Les expériences ont été menées sur des souris mâles BALB/c (25-28 g, 2, 18 et 24 mois) ; Dans chaque groupe, il y avait 7 animaux.

1. Préparez un mélange de kétamine et de xylazine (100 mg/kg ; 10-156 mg/kg, respectivement) et injectez-le par injection intrapéritonéale selon le poids de la souris.
2. Appliquez une pommade oculaire sur les paupières pour éviter que les globes oculaires ne sèchent pendant l’opération. Répétez cette procédure si nécessaire.
3. Lorsque les réflexes consistent à retirer les pattes arrière et à rentrer la queue, placez la souris sur l’élément chauffant du dos afin d’accéder à la partie abdominale du corps.
4. Branchez l’unité de commande sur une prise (plage de tension d’entrée 175-240 V CA, plage de fréquences 50-60 Hz, courant alternatif 1,8A/230 V CA). Réglez la température de fonctionnement de l’appareil à 37-38 °C.
5. À l’aide d’un ruban médical, fixez l’animal de façon à ce que le corps soit parallèle à la surface de la table, et positionnez la tête en angle par rapport à l’axe sagittal du corps de sorte que le côté droit ou gauche du cou repose sur le rouleau (Figure 8A).
   REMARQUE : Cette fixation de la tête de la souris est nécessaire afin que le côté droit ou gauche du cou (selon les conditions expérimentales) soit élevé à une hauteur d’environ 5 mm en direction de la lentille du microscope. Ainsi, la surface de dcLN et cLV sera presque au même niveau que la trachée.
6. Enroulez la ligature autour des incisives supérieures et fixez-la à l’arrière de l’appareil pour maintenir la température corporelle de l’animal à l’aide d’un ruban médical.
7. À l’aide d’une machine à raser, rasez la zone de la racine des cheveux au niveau du cou. Enlevez les poils restants après le rasage, puis couvrez l’animal pour protéger le champ stérile. Pour les interventions chirurgicales et le contrôle optique ultérieur, injectez 0,5 à 1 mL de lidocaïne/bupivacaïne (respectivement 1 mg/mL et 0,25 mg/mL) dans le site de l’incision.
   1. Pour la désinfection primaire, dégraisser et désinfecter partiellement la peau avec un coton-écouvillon d’alcool, puis, pour un traitement antiseptique, appliquer une solution de chlorhexidine 0,5 % ou d’iode à 2 % sur la peau. Répétez toutes les étapes de stérilisation deux fois de plus.
8. À l’aide de ciseaux disséquables droits, réalisez une dermatotomie de la peau du cou avec une incision longitudinale de la mâchoire inférieure jusqu’à la clavicule, d’environ 2 cm de long (Figure 8B).
9. La fasciotomie avec des ciseaux courbés microchirurgicaux, à l’aide d’une pince courbée, écartez les glandes salivaires et les muscles superficiels du cou, exposant ainsi le muscle sternocléidomastoïdien. Évitez d’endommager les vaisseaux sanguins visibles pour éviter les saignements. Humidifiez constamment la zone chirurgicale avec une solution saline pour éviter des lésions tissulaires excessives.
10. À l’aide de ciseaux microchirurgicaux, réalisez une myotomie du muscle sternocléidomastoïdien afin de permettre l’accès à la zone entre la trachée et l’artère carotide de l’animal.
11. En continuant à disperser les muscles et le fascia et en pratiquant la myo- et la fasciotomie, on trouve le ganglion lymphatique profond du col et les vaisseaux afférents et efférents à une profondeur de 5 à 7 mm (Figure 8C).

5. Fixer la souris sous un microscope

1. Placez l’appareil avec l’animal fixé sur la table mobile du microscope et fixez-les fermement à l’aide de la vis M6. Cela est nécessaire pour garantir une position d’installation permanente sur la table mobile.
2. Branchez l’unité de commande sur une prise (plage de tension d’entrée 175-240 V CA, plage de fréquences 50-60 Hz, courant alternatif 1,8A/230 V CA). Réglez la température de fonctionnement de l’appareil à 36-37 °C.
3. Fixez le cathéter rempli de solution saline au poteau de fixation à l’aide de ruban médical.
4. Placez un rouleau de 1 cm de diamètre sous l’élément chauffant sur le côté de la tête de l’animal pour assurer un angle d’inclinaison de 45° par rapport à la table mobile du microscope. Cela est nécessaire afin de placer le vaisseau lymphatique cervical en position horizontale et de réduire la pression ultérieure sur la trachée.
5. Placez le cathéter fixe dans la zone du cou ouvert après l’intervention chirurgicale afin qu’il soit situé sur le côté des clavicules de l’animal.
   1. Ouvrez l’apport en solution saline, attendez que la zone ouverte du col soit complètement remplie de solution saline.
   2. Abaissez la coque protectrice sur la zone du cou remplie de solution saline afin que la zone du vaisseau lymphatique soit située en son centre et que la trachée de l’animal ne soit pas comprimée (Figure 9A).
   3. Pour installer le boîtier protecteur, il est recommandé d’utiliser une jumelle reliée à un microscope à deux photons. Placez le boîtier protecteur sur la trachée pour qu’elle ne la presse pas. Assurez-vous qu’aucune bulle d’air ne s’accumule sous le boîtier protecteur lors de son descente. Assurez-vous que la plaque de protection est située sur les muscles supérieurs du cou et ne presse pas les cLVs, permettant ainsi à la solution saline chauffée de s’écouler dans le vaisseau et empêchant la déformation mécanique des cLV.
6. Abaissez la lentille à deux photons non immersive dans l’eau dans le boîtier protecteur à une profondeur correspondant à la distance de travail de cette lentille, puis effectuez une visualisation à deux photons du vaisseau lymphatique cervical (Figure 9B).
   REMARQUE : Lors de la réalisation du premier scan, il est nécessaire de s’assurer que le vaisseau lymphatique possède une structure complète sur toute sa longueur et qu’il est mobile lorsque la souris respire. Cela signifie qu’il n’est ni déformé ni pincé par un boîtier protecteur.

6. Surveillance in vivo à deux photons de la contractilité du cLV

REMARQUE : Les images à 2 photons ont été obtenues à l’aide d’un microscope multiphotonique (laser pulsé, longueur d’onde d’excitation 970 nm). L’image a été obtenue avec une résolution de 20x (f/0,75). Chaque image se composait d’un zoom de champ de vision x 3,0 (212,13 × 212,13 μm), composé de 512 x 512 points. Les images des cLV ont été obtenues en filmant une vidéo à 30 images par seconde, d’une durée d'1 minute. Les images à 2 photons ont été obtenues dans un canal avec une excitation de LYVE-1 fluorescente en cLV à une longueur d’onde de 488 nm et son émission à une longueur d’onde de 525 nm.

1. Analyse du diamètre de cLV et évaluation automatisée de la contractilité
   1. Mesurez le diamètre des cLV dans la région d’intérêt (ROI) à l’aide de films de 30 minutes à 30 images/s et un grossissement 3x. À l’aide d’un code Python personnalisé, mesurez le profil temporel du diamètre du cLV pour les mêmes segments utilisés pour le calcul du flux lymphatique.
   2. Sélectionnez manuellement deux points correspondant aux parois opposées des сLV. Déterminez leur position dans les images suivantes à l’aide de l’algorithme optique de flux Lucas-Kanade (fonction calcOpticalFlowPyrLK dans OpenCV), qui fournit une précision sub-pixel pour les mesures. Calculez le diamètre comme la distance entre les points suivis, convertis de pixels en micromètres. Utilisez un filtre central à fenêtre coulissante pour éliminer les artefacts de mouvement. Il devrait y avoir au moins 20 mesures de diamètre dans un ROI.
   3. Pour déterminer la fréquence interne des pulsations, utilisez la série temporelle lissée du diamètre. Détectez automatiquement les maxima et minima du signal à l’aide de la fonction find_peaks de la bibliothèque SciPy, qui identifie les extrêmes locaux du signal temporel en fonction des seuils d’amplitude et de la distance minimale entre les pics.
   4. Excluez de l’analyse les contractions du cLV avec une amplitude inférieure à 3 % du diamètre moyen et un intervalle inférieur à 2 s. Calculez la fréquence moyenne sur des intervalles de 30 minutes comme la fréquence des contractions par minute.

7. Analyse à deux photons du flux lymphatique dans les cLV

REMARQUE : L’analyse du flux lymphatique a été évaluée par le mouvement des globules rouges dans les cLV pendant 5 heures suivant l’introduction du sang autologue dans le ventricule latéral droit via le cathéter chronique.

1. Anesthésiez la souris avec 1 % d’isoflurane (voir le protocole publié dans^{la page 40}). Implantez le cathéter dans le ventricule latéral droit selon le protocole décrit à^{la section 40}.
2. Préparez la souris à l’imagerie in vivo à deux photons des cLV conformément aux étapes 7.1, 7.3-7.5.
3. Prélever le sang de la veine caudale par perforation à l’aiguille en quantité de 10 μL dans un tube micro-centrifuge stérile préalablement rincé à l’héparine afin d’éviter la coagulation lors du prélèvement sanguin et de l’injection.
4. Injecter du sang dans le ventricule latéral droit (AP = −0,5 mm ; ML= −1,06 mm ; DV = 2,5 mm) utilisant une pompe à microinjection à un débit de 0,1 μL/min.
5. Effectuer une analyse à deux photons du mouvement des globules rouges dans les cLV. Calculer le débit lymphatique à l’aide de protocoles publiés dans^41,22.

8. Photobiomodulation de la contractilité du cLV

1. Pour le PBM des cLV, utilisez la technologie et les protocoles précédemment publiés dans⁴⁰.

Résultats

L’utilisation d’un enveloppe protectrice offre les avantages les plus importants pour la surveillance à long terme des vaisseaux lymphatiques cervicaux in vivo, tels que l’isolement de la zone chirurgicale de l’environnement externe, permettant le maintien de l’immersion du vaisseau lymphatique et des tissus environnants dans une solution saline avec un apport constant de solution saline via un cathéter fixé au corps. De plus, grâce à son attachement à la lame du microscope et a...

Discussion

L’étude de la physiologie des vaisseaux lymphatiques nécessite l’utilisation de méthodes non invasives tout en maintenant des conditions environnementales particulières permettant une contractilité normale et un flux lymphatique stable. La grande majorité des méthodes d’étude des fonctions des vaisseaux lymphatiques reposent sur la surveillance optique de leur contractilité et l’évaluation de la vitesse du flux^lymphatique 3,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
3D printer	Bambu Lab, Chine	P1S
Connecteur 5 broches	Connfly electronic (Zhenqin), Chine	DS1110-01
Un ensemble de tubes thermorétractables	Jupiter, Chine	JP7230-01
Arduino IDE	Arduino LLC	2.3.5-nightly-20241212
Souris BALB/c	Branche « Andreevka » FSBIS SCBT FMBA, Russie	3-15-16	Mâle, âgé de 6 mois
Chlorhexidine	USINE BIOPHARMACEUTIQUE, Russie	N/A
Pinces Dumont	Stoelting, USA	52100-07
Colorant Evans Blue	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA	N/A
Pinces fines	Stoelting, USA	52102-02P
Hamilton	Hamilton Bonaduz AG, Suisse	Aiguille 29 G
Élément chauffant	Chine	LFH-9415sg
Aiguille pour insuline	INSUPEN, Italie	31G, 0,25 mm*6 mm
Kétanine	USINE ENDOGINE DE MOSCOU, FSUE, Russie		Anesthésie générale
Écran de clavier	diymore, Chine	1602 LCD Keypad Shield
Lidocaïne	ORGANICA, Russie	N/A	Médicament analgésique
Bouton d’interrupteur verrouillable	Chine	N/A
Résistances à film métallique	TZT, Chine	N/A
Ciseaux de dissection micro à ressort Vannas	Stoelting, USA	52130-00P
Module MOSFET	Chine	Module MOSFET D4184
Pigeonnier	Standa, Lituanie	3MP, diamètre 12 mm
Fil de montage	AB retail, Russie	HB-1
Pince à épiler non tranchante	Stoelting, USA	52108-83P
Matière plastique pour imprimante 3D	Bambu Lab, Chine	A00-D0-1.75-1000-SPL.
Collier de montant	Standa, Lituanie	3PC
Support de montant	Standa, Lituanie	3PH-25
Connecteur d’alimentation	RUICHI, Chine	AC-015
Alimentation	SANPU, Chine	PS200-H1V24
Table de pantagraphe de précision pour le mouvement vertical	« Composants laser », Russie	02TV004
Pince de montant fixe à angle droit	Standa, Lituanie	3RPC-12
Vis M3	Standa, Lituanie	N/A
Vis M4	Standa, Lituanie	N/A
Vis M6	Standa, Lituanie	N/A
Rasoir	Braun,	Série 3310s
Chlorure de sodium	Kraspharma, Russie	N/A
Soudure	Production de poudres métalliques, Russie	Soudure plomb-étain 61
Flux de soudure	Solins, Russie	LTI-120 22 ml avec brosse
Station de soudure	AOYUE, Chine	N/A
Station de soudure	AOYUE, Chine	N/A
Rails optiques en acier (SOR)	Standa, Lituanie	N/A
Convertisseur de tension	RUICHI, Chine	EM-825
Ciseaux droits de dissection	Stoelting, USA	52132-10P
Capteur de température	Liludin, Chine	DS1820
Tétracycline	JSC Tatkhimfarmpreparaty, Russie		Pommade pour les yeux
Le contrôleur	Arduino, Chine	UNO R3
Pince à épiler	Stoelting, USA	52100-03
Microscope à deux photons	Nikon, Japon	A1R MP
Fil	Partner-Electro, Russie	P020G-0305-C050
Xylasine	« Alfasan International B.V. », Pays-Bas		Relaxant musculaire
Cathéter	Scientific Commodities Inc., USA	PE-10, 0,28 mm ID × 0,61 mm OD