Dispositifs microfluidiques imprimés en 3D à faible coût pour le prototypage rapide et les applications biologiques

Résumé

Nous avons développé un dispositif microfluidique à faible coût imprimé en 3D ainsi qu’un logiciel open source basé sur Python capable de générer des gradients de concentration programmables. Nous avons validé cette plateforme personnalisable grâce à l’osmométrie et à l’analyse colorimétrique, permettant des études d’exposition osmotique reproductibles et des analyses biomédicales avec des matériaux coûtant moins de 5 $ ainsi que l’impression 3D grand public.

Résumé

Les dispositifs microfluidiques offrent un contrôle précis du mélange de la solution et de la génération de gradients, essentiels pour les tests cellulaires en cryobiologie et en recherche biomédicale. Cependant, les méthodes de fabrication traditionnelles sont chronophages, coûteuses et nécessitent une expertise spécialisée, ce qui limite l’accessibilité. Pour relever ces défis, nous avons développé un flux de travail microfluidique rentable, fiable et entièrement imprimé en 3D afin de faciliter un prototypage rapide et peu coûteux à l’aide d’une imprimante grand public et de résines plastiques biocompatibles. Ici, nous démontrons ce flux de travail avec un dispositif de mélange fluidique capable de générer des gradients de concentration programmables et des combinaisons de solutions. Les dispositifs de mixage commerciaux coûtent plus de 300 $ chacun et ne peuvent pas être personnalisés. En utilisant des matériaux en résine abordables et un design innovant à canal ouvert scellé avec un ruban adhésif transparent, nous avons surmonté des problèmes courants de fabrication tels que le bouchon des canaux, permettant une fabrication rapide et reproductible d’architectures microfluidiques complexes, le tout pour un coût des matériaux inférieur à 5 $. Nous démontrons ici ce flux de travail, intégrant des pompes à double seringue pour créer des gradients osmotiques linéaires, allant de conditions iso-osmotiques (~300 mOsm/kg) à hyperosmotiques (~9 000 mOsm/kg), suivies d’un retour à l’isotonicité sur des intervalles définis. Pour garantir l’automatisation et la reproductibilité, nous avons développé un outil logiciel open source basé sur Python qui régule précisément l’activation de la pompe à seringue, les débits et le timing des gradients. Les performances de l’appareil ont été validées par des mesures osmométriques continues, qui ont confirmé à la fois la linéarité et la précision de la génération de gradient, ainsi que par des mesures colorimétriques pour confirmer l’efficacité du mélange. Cette plateforme microfluidique accessible et économique améliore considérablement la reproductibilité des études d’exposition osmotique et montre un potentiel pour diverses applications biomédicales, notamment le dépistage des médicaments et la modulation chimique précise.

Introduction

Les dispositifs microfluidiques sont devenus essentiels pour contrôler les concentrations et les environnements chimiques dans les tests cellulaires, les études sur le stress osmotique et les expériences d’administration pharmaceutique en recherche biomédicale, en cryobiologie et d’autres applications^{diagnostiques 1,2}. Ces dispositifs permettent un contrôle précis du débit et de la concentration des fluides à l’échelle micrométrique. Par exemple, des dispositifs microfluidiques ont été utilisés pour l’ajout et le retrait d’agents cryoprotecteurs lors de la cryoconservation des cellules afin de prévenir les dommages osmotiques³. De même, ces dispositifs microfluidiques sont également utilisés pour établir des dilutions en série d’antibiotiques afin de tester la susceptibilité antimicrobienne contre les organismes^{résistants 4}. Cela permet d’identifier les combinaisons optimales de médicaments pour traiter les infections antimicrobiennes résistantes (RAM). De plus, elle permet l’imagerie et la surveillance des cellules vivantes, réduit la consommation de réactifs et facilite la précision des gradients de concentration, contrairement aux techniques macroscopiques telles que la chambre de Boyden, qui fournissent des gradients plus grossiers et statiques sans surveillance cellulaire en^{temps réel 1,5}. Ces capacités permettent d’imiter des environnements chimiques in vivo in vitro pour des études à haute résolution du comportement cellulaire, de la migration cellulaire, des essais d’invasion cellulaire, de la réponse aux médicaments et des tests de toxicité.

Malgré les avantages des dispositifs microfluidiques, les techniques traditionnelles de microfabrication pour ces dispositifs (par exemple, la photolithographie et le moulage du polydiméthylsiloxane (PDMS)) sont souvent chronophages, coûteuses et nécessitent un équipement spécialisé^{et une expertise 6}. Par conséquent, créer un nouvel appareil par lithographie douce peut prendre plusieurs jours de travail, et les modifications itératives de conception sont également^{laborieuses 6}. Récemment, l’impression 3D est devenue une alternative rapide au prototypage pour surmonter ces limites. Cependant, l’adoption précoce de la microfluidique imprimée en 3D a été limitée par le coût des imprimantes haute résolution (souvent ≥ 10 000 $), et les unités peu coûteuses n’offrent pas une résolution^{suffisante 7}. L’amélioration de la stéréolithographie à faible coût basée sur des LCD a considérablement fait progresser ce domaine, car les imprimantes grand public (souvent ~150-500 $) offrent désormais une résolution microéchelle (~20-50 μm), suffisante pour de nombreuses applications^{microfluidiques 5}. Compte tenu de ces avancées, l’objectif global de notre travail était d’établir un flux de travail rentable et efficace pour des dispositifs microfluidiques entièrement imprimés en 3D capables de générer des gradients de concentration contrôlés sans les barrières typiques de complexité^{de fabrication 8}. Nous avons visé à développer une méthode rapide et fiable pour produire des systèmes de modèles microfluidiques personnalisés en utilisant une imprimante LCD 3D grand public et une résine biocompatible, rendant la console accessible à un large éventail de laboratoires.

Ici, nous présentons un dispositif microfluidique imprimé en 3D capable de mélanger des solutions, de générer des gradients de concentration continus et programmables, et de former des combinaisons de solutions et des gradients de concentration programmables. L’appareil est fabriqué par stéréolithographie de bureau et assemblé intégralement, utilisant un design à canal ouvert entièrement scellé par un film adhésif transparent induit par la résine qui est un défi largement rapporté en stéréolithographie^{microfluidique 9,10} ; Cependant, cette approche développe un dispositif microfluidique robuste et étanche sans nécessiter d’équipement spécialisé de traitement ou de collage de surface, et permet de résoudre le problème courant de la résine non durcie obstruant les petits canaux lors de^{l’impression 11}. De plus, en utilisant des résines peu coûteuses et polyvalentes aux UV, chaque appareil peut être rapidement produit pour seulement quelques dollars en matériaux. Un autre avantage est que sa conception n’est pas fixe ; Il peut être facilement modifié et réimprimé, contrairement aux appareils commerciaux qui coûtent des centaines de dollars chacun et ne peuvent pas être^{personnalisés 12, 13, 14}.

Pour contrôler la concentration de la solution, l’appareil imprimé en 3D était intégré à deux pompes à seringues (une pour chaque solution d’entrée) contrôlées par un script Python open source, comme décrit précédemment pour les applications^{microfluidiques 15}. Cela permet une régulation précise des débits, des dégradés de gradient et du timing de manière automatisée. ¹⁵ débits dans notre système varient généralement de quelques microlitres à 30 μl/min par entrée, dans lequel un mélange uniforme a été maintenu de manière constante, tout en maintenant une contrainte de cisaillement minimale. Grâce à ce système, nous avons généré des profils de concentration linéaires allant d’une période approximativement iso-osmotique (~300 mOsm/kg) à des conditions hyperosmotiques extrêmes (~9 000 mOsm/kg), puis revenant à des périodes isotoniques, sur des intervalles de temps définis. Les relevés continus de l’osmomètre ont confirmé que les gradients générés étaient linéaires et précis, et un simple test colorimétrique a confirmé un mélange efficace des solutions d’entrée. Ces résultats valident que des gradients de concentration complexes et variables dans le temps peuvent être réalisés de manière reproductible avec notre plateforme entièrement imprimée en 3D, soulignant son potentiel à améliorer le débit et la standardisation des études d’exposition osmotique à une fraction du coût habituel.

Cette plateforme microfluidique imprimée en 3D illustre les avancées récentes vers des solutions « lab-on-a-chip » qui offrent une résolution suffisante pour de nombreuses applications microfluidiques ^{cellulaires 16,17}. De plus, les experts prévoient que la fabrication additive devrait devenir une méthode de premier plan pour la fabrication de microdispositifs à mesure que les avancées en technologie et matériaux d’imprimante^{se poursuivent 6}. Un avantage clé de notre approche est que l’accessibilité ne se fait pas au détriment de la performance. Conformément à des études antérieures démontrant des stratégies de fabrication microfluidique à faible^{coût 18,19}, ces imprimantes abordables produisent des caractéristiques d’appareils comparables à de nombreux systèmes industriels commerciaux en termes de fiabilité et^{de précision.} Les chercheurs peuvent ainsi adopter cette méthode en ayant confiance qu’elle répondra aux exigences de précision de la plupart des applications. Cette plateforme peut être adaptée à une variété de besoins, allant de l’automatisation de l’ajout/retrait de cryoprotecteurs en plusieurs étapes, au dépistage des réponses aux médicaments dans différentes plages de concentration, en passant par la modulation chimique précise dans les modèles organe sur^{puce 16}. En particulier, les dimensions de résolution imprimée (autour de 100 μm pour les dimensions du canal) sont suffisantes pour de nombreux essais^{biologiques 16}, offrant une bonne plage pour les échelles typiques de longueur de cellules ou de particules. En résumé, en réduisant significativement le temps de fabrication, le coût et les besoins en expertise, cette plateforme microfluidique entièrement imprimée en 3D permet aux chercheurs de prototyper et de mettre en œuvre efficacement des solutions microfluidiques personnalisées. Bien que des étapes manuelles de post-traitement comme le polissage de surface et le scellement du ruban adhésif restent nécessaires, le flux de travail global reste accessible et gagne en temps par rapport aux méthodes de microfabrication conventionnelles.

Protocole

1. Conception de la lame de mélange microfluidique

1. À l’aide d’un logiciel de CAO adapté (par exemple, AutoCAD 3D ou TinkerCAD, AutoDesk, Inc), concevez un microcanal serpentin avec deux entrées et une jonction en forme de Y de mélange, suivie d’un passage permettant un mélange efficace et d’assurer une longueur de canal suffisante pour la diffusion. Combinez les éléments du canal en une seule région.
2. Créez une glissière rectangulaire (85 mm x 28 mm x 3 mm) pour servir de support de base. Ensuite, soustrayez le microcanal serpentin précédemment conçu de la surface supérieure de la lame pour former une structure de canal ouvert avec la profondeur et la largeur appropriées.
3. Créer chaque port de connecteur fileté (1/4 »-28 UNF) pour tubulure OD 1/16 » comme élément distinct et fusionner avec le corps de glissière, en veillant à ce que le filetage interne UNF corresponde précisément aux raccords.

2. Préparation du design pour l’impression

1. Pour préparer le procédé d’impression 3D, importez les fichiers STL conçus pour assemblage microfluidique de lames dans un logiciel de découpage open source, tel que CHITUBOX Basic v2.3.1 (Shenzhen CBD Technology Co. Ltd, Chine).
2. Chargez les paramètres de configuration prédéfinis et de profils de résine spécifiques à chaque imprimante (Phrozen_Sonic_Mini_8K_Power_Resin_SG_00.cfgx) dans le logiciel de trancheur. Importez l’imprimante complète et le fichier de paramètres de résine depuis le dépôt GitHub associé via : Paramètres de tranche > Paramètres d’importation.
   REMARQUE : Un guide complet de l’impression 3D à la résine dépasse le cadre de ce travail ; cependant, la plupart des fabricants d’imprimantes 3D fournissent des guides pour ajuster les réglages de résine et positionner les impressions pour réussir, c’est-à-dire https://phrozen3d.com/blogs/tutorials/resin-print-failures.
3. Ajustez l’orientation du modèle à environ 45-50° par rapport à la plaque de construction (46,67° utilisé ici), pour obtenir les meilleurs résultats d’impression. Cette position évite les problèmes d’aspiration lors de l’impression et garde les petits canaux et trous dégagés.
   REMARQUE : Une fois la culasse de mélange STL importée, la culasse est placée à plat sur la surface d’impression. L’orientation de la culasse doit ensuite être tournée pour permettre à la résine de s’écouler et minimiser le risque de différences de pression pouvant être causées par la formation de structures creuses sur une surface plane.
4. Ajoutez le support structurel de la glissière en utilisant la fonction de support automatique dans le logiciel de découpage. Assurez-vous que le canal est orienté à l’opposé de la tête d’impression visible dans la fenêtre principale de Chitubox. Ensuite, augmentez la distance entre la culasse et la plaque d’impression à 5 mm en utilisant le bouton de translation et le menu situés sur le côté gauche de l’écran principal de Chitubox. Cet espace permettra d’installer des structures de soutien et un radeau de soutien pour la partie princée.
5. Ensuite, ajoutez manuellement les supports supplémentaires, augmentant la densité des pièces de support au point le plus proche de la tête d’impression et ajoutant des supports de chaque côté de la culasse pour garantir que la pièce reste en position statique pendant qu’elle est relevée à travers la résine visqueuse.
6. Examinez attentivement les supports générés automatiquement et ajoutez manuellement des supports supplémentaires supplémentaires pour améliorer la stabilité, en particulier autour de fonctionnalités complexes comme les arêtes et les canaux.
7. Découpez le modèle et examinez soigneusement chaque couche, en veillant à ne pas laisser de trous visibles entre les tranches.
8. Cliquez sur le bouton de détection d’île via : Découper > détection d’îles pour trouver des régions non prises en charge pouvant provoquer des erreurs d’impression. Si des régions isolées sont détectées, il faut répéter le processus de découpage.
9. Une fois que le modèle a réussi l’inspection de l’île sans détection de zones isolées, il faut enregistrer le fichier du modèle préparé sous forme de fichier « .ctb » sur une clé USB, le rendant ainsi prêt à l’impression 3D.
   REMARQUE : Les réglages de résine ont été importés sur recommandation du fabricant et testés à l’aide du modèle XP Finder fourni par le fabricant, et peuvent être consultés sur https://phrozen3d.com/pages/phrozens-xp-finder-and-rp-tester-test-model-download-and-tutorials. Comme les réglages peuvent varier selon les conditions ambiantes du laboratoire et entre les imprimantes, il est important de tester ces réglages et, dans certains cas, d’effectuer des ajustements pour tenir compte des conditions intra-laboratoire. Un fichier de paramètres complet pour l’imprimante et la résine se trouve dans le dépôt GitHub qui accompagne ce texte, ainsi que tout le code et tout fichier .stl mentionné. Notez que le rétrécissement et la déformation peuvent également survenir lors de l’impression. Cela peut être compensé dans une certaine mesure en ajustant à la fois les réglages de la résine, l’angle d’impression et la répartition des supports pour s’adapter aux conditions ambiantes du laboratoire. Notez que la transparence de la diapositive est fortement influencée par l’angle auquel les couches se forment ; Cependant, comme cette lame est uniquement utilisée pour le mélange, pas pour l’imagerie, cela ne concernait que la clarté suffisante pour la colorimétrie du mélange. Cela était réalisé en veillant à ce que le bas de la culasse soit entre 20 et 60 degrés par rapport à la tête d’impression. Dans ce cas, l’angle de 46,67 degrés a été utilisé, car cet angle offrait un haut degré de clarté optique basé sur l’alignement des couches, tout en n’étant pas trop raide pour entraîner des éléments non pris en charge pendant le processus d’impression, comme cela a été vérifié par le bouton Chitubox pour vérifier les îlots que l’on trouve dans l’écran de tranche qui apparaît après avoir cliqué sur le bouton Tranche .

3. Impression et post-traitement

1. Sélectionnez le fichier .ctb correspondant à l’assemblage de la culasse microfluidique et du connecteur et lancez le travail d’impression.
   ATTENTION : Bien que les imprimantes 3D à base de résine grand public soient conçues pour être utilisées dans les environnements domestiques, les matériaux en résine peuvent émettre des composés organiques volatils (COV) potentiellement dangereux. Il est donc recommandé de faire fonctionner l’imprimante 3D à l’intérieur d’une hotte chimique ou dans un endroit bien ventilé.
2. Surveillez périodiquement le processus d’impression. Une impression typique de ce modèle prend environ 3 à 4 heures selon les propriétés de la résine et la vitesse de l’imprimante.
3. Après l’impression, retirez soigneusement l’appareil imprimé de la plaque de construction à l’aide d’un racleur en plastique et vaporisez immédiatement le modèle imprimé avec 90 % d’éthanol pour enlever la résine non durcie.
   ATTENTION : La résine non durcie peut provoquer de graves brûlures chimiques. Assurez-vous que l’équipement de protection individuelle (EPI) approprié est porté, y compris les gants, une blouse de laboratoire et des lunettes de protection, lors de la manipulation des appareils jusqu’à ce qu’ils soient complètement durcis et nettoyés. L’éthanol utilisé pour laver les échantillons imprimés doit être manipulé dans un endroit bien ventilé. Assurez-vous de porter des EPI, y compris des gants et des protections oculaires.
4. Tant que l’impression est encore tendre, vérifiez que tous les petits trous, canaux et zones filetées sont dégagés et accessibles. Si nécessaire, utilisez délicatement de petits outils, comme une pointe de pipette ou une aiguille à calibre fin, pour dégager les zones partiellement obstruées ou obstruées. Utilisez de l’air comprimé ou une seringue remplie d’éthanol pour rincer les canaux et confirmer la perpétuité.
5. Immergez complètement le modèle imprimé dans de l’éthanol à 99 % pendant 2 à 3 minutes, dissoudant la résine résiduelle non durcie et assurant un nettoyage complet de tous les microcanaux et crevasses.
6. Placez l’impression nettoyée dans une chambre de durcissement UV. Exposez chaque côté de la lame imprimée de manière homogène à la lumière UV pendant environ 30 secondes de chaque côté. Une exposition uniforme évite la déformation et assure la stabilité dimensionnelle.
   ATTENTION : Portez toujours des lunettes de sécurité contre les UV lors des procédures de durcissement UV pour prévenir les dommages oculaires.
   REMARQUE : La boîte de durcissement contient une lampe haute intensité de 405 nm. Comme la pièce est en grande partie transparente et que la lampe est maintenue à 10 cm au-dessus de la pièce, le durcissement se produit rapidement. Des essais avec différentes durées d’exposition de lampe ont montré que 6 secondes de temps de lampe, suivies de 3 secondes avec la pièce tournée, sont efficaces. Le fabricant recommande de le sécher avec soit une station de médicure, réglée respectivement pour 30 minutes et des minutes blanches.
7. Après le durcissement du durciment, immergez brièvement ou rincez l’impression dans de l’éthanol, puis placez-la dans un sac Ziplock scellé contenant de l’éthanol pour éviter le séchage et le durcissement de la résine dans des zones non désirées.
8. Placez le sac scellé avec de l’éthanol et le modèle durci dans un nettoyant ultrasonique. Sonicez pendant 180 s pour éliminer efficacement toute résine résiduelle non durcie ou contaminant.
   REMARQUE : Alternativement, des stations de lavage et de durcissement commercialement disponibles peuvent être utilisées pour standardiser le post-traitement entre les laboratoires.
9. Après la sonication, rincez soigneusement l’appareil imprimé à l’eau distillée.
10. Effectuez une dernière étape de nettoyage en pulvérisant et en plongeant à nouveau l’appareil dans 90 % d’éthanol. Si nécessaire, répétez le nettoyage ultrasonore pendant 180 secondes supplémentaires pour garantir une propreté totale.
11. Après le post-durcissement de la pièce, polissez soigneusement la surface de la pièce avec du papier sablé de grain 440. Pos-durcir les connecteurs filetés qui seront insérés dans la culasse de mélange en utilisant le même procédé, avec la réserve que 3 connecteurs sont imprimés, lavés et post-durcissés simultanément en les plaçant côte à côte sur l’imprimante, dans la boîte post-durcissement et à l’intérieur des ziplocks contenant de l’éthanol. Rincez à nouveau avec de l’eau distillée et laissez sécher à l’air libre ou séchez doucement avec de l’air comprimé pour éliminer l’eau restante.
    REMARQUE : Des images étape par étape du processus d’impression sont présentées dans la Figure supplémentaire 1.

4. Polissage de surface et scellement du canal microfluidique

1. Pour obtenir une fluidité et une visualisation claire et une bonne étanchéité, utilisez une pierre de verre pour polir la surface de la lame microfluidique.
2. Tout d’abord, utilisez une pierre en verre de 2,45 microns (6 000 mailles) (plage de grain ~1,5-2,3 μm) pour polir la surface supérieure jusqu’à obtenir une lissure uniforme. Ensuite, il est encore plus important de rehausser la finition de surface en polissant avec une pierre plus fine de 0,92 micron (16 000 micros) (plage de grains ~0,76-1,5 μm). Cela garantira une finition encore plus lisse (Figure 2 supplémentaire).
3. Scellez le microcanal avec un patch étanche transparent et un ruban de scellage. Assurez-vous que le ruban couvre entièrement toute la surface du canal tout en gardant les trous et ports des connecteurs dégagés (voir Figure 1).
4. D’abord, appliquez le ruban d’un côté de la culise, puis appuyez doucement mais fermement avec le pouce pour assurer une adhérence uniforme et éliminer les bulles d’air.
5. Utilisez des ciseaux tranchants ou un couteau pour couper l’excès de ruban sur les bords de la glissière, afin de garantir que le connecteur soit bien coupé et reste fonctionnel.
6. Faites cuire la lame scotchée à 60 °C pendant 30 minutes pour renforcer la résistance de la liaison.
7. Après refroidissement, appliquez du gel super glue pour fixer les connecteurs au bord de la glissière. Appliquez une pression douce sur chaque connecteur pendant que la colle prend pour assurer un alignement correct, facilitant ainsi des connexions fiables des tubes pour la manipulation des fluides.
   REMARQUE : L’image représentative de l’appareil imprimé présentant une transparence optique suffisante est présentée dans la Figure Supplémentaire 3.

5. Installation et essais de flux de fluide

1. Chargez les solutions de test souhaitées dans deux seringues distinctes (étiquetées Syringe A et Syringe B ; Figure 1). Pour la génération de gradient, utilisez deux solutions : (i) une solution isosmotique composée de solution saline tamponnée phosphate (PBS), et (ii) une solution hyperosmotique composée de 40 % (v/v) de diméthylsulfoxyde (DMSO) avec 1,2 M de chlorure de sodium (NaCl) préparé dans PBS.
   REMARQUE : L’appareil a créé des gradients de concentration linéaires allant d’environ iso-osmotiques (~300 mOsm/kg) à des conditions hyperosmotiques extrêmes (~9 000 mOsm/kg), puis revenant à des intervalles isotoniques sur des intervalles de temps définis.
2. Utilisez des seringues en verre étanche de précision pour un contrôle précis du débit des fluides et une régulation de la pression. Fixez les seringues à la culasse à l’aide de raccords 1/4 »-28 », de virules et de tubes 1/16 » OD PEEK.
3. Après avoir fixé solidement les seringues et le tube au dispositif microfluidique, montez les seringues sur des pompes à seringues de précision programmables.
4. Connectez les deux pompes à seringues (Pompe A et Pompe B) entre elles à l’aide du câble réseau fourni, assurant ainsi un fonctionnement synchronisé.
5. Connectez la pompe A à un ordinateur avec un câble RS232 branché sur le port série de l’ordinateur.
6. Installez la pompe C en aval du dispositif microfluidique en mode retrait pour maintenir un débit stable et éviter l’accumulation de pression.
7. Exécutez le script basé sur Python pour contrôler précisément l’écoulement des fluides des pompes à seringues. Il gérera la pompe A et la pompe B pour créer un gradient osmotique linéaire de l’ISO aux conditions hyper-osmotiques, suivi d’un retour aux conditions iso-osmotiques sur des intervalles de temps définis par l’utilisateur.
8. Ajustez les paramètres expérimentaux tels que le débit, les intervalles de gradient et le temps d’exécution total dans le logiciel Python pour adapter les conditions expérimentales aux besoins spécifiques du test.

Résultats

La figure 1 illustre la configuration globale de notre appareil

Figure 1 : Configuration du système.De gauche à droite, un logiciel de contrôle basé sur Python permet de créer des courbes précises temps en fonction de la concentration en variant les débits de pompage des pompes à seringues A et B. Le ...

Discussion

Les chambres de mélange microfluidiques sont généralement des composants coûteux fabriqués avec des configurations prédéfinies. Ce manuscrit démontre comment le prototypage rapide et le code personnalisé permettent aux laboratoires de développer rapidement des chambres de mélange, facilitant ainsi une grande variété de configurations expérimentales.

Nous validons le mélange complet à l’aide d’analyse colorimétrique et d’osmométrie. Les mesures osmotiques ont é...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
1/16" OD PEEK Tubulure capillaire &ndash ; 65 & micro ; m diamètre intérieur	IDEX Santé et Sciences, États-Unis	SKU : ID-1560	1,5 m, coupé en sections plus petites. Acheté à Darwin Microfluidics
Lumière de durcissement à la résine UV d’imprimante 3D &ndash ; 230 V 405 nm	Skouphy, Chine		Utilisé comme station de post-durcissement en la plaçant dans une boîte en polystyrène blanc avec une partie en résine pendant ~6 S
3 seringues en verre UNF étanches 1/4-28 & ndash ; 5 mL	Hamilton, États-Unis	SKU : HM-10103664	Le raccord 1/4-28 permet une connexion à 1/16" TUBAGE DE JEU. Acheté à Darwin Microfluidics
Diméthyl Sulfoxyde (DMSO), certifié ACS	Fisher Scientific, États-Unis	Cat.No : D128-1	Acheté à Fisher Scientific
NORME D’ÉTALONNAGE ELITechGroup, 850 MOSM/K	ELITechGroup, USA	VCAT : SS-277, Cat. Non : NC1876875	Acheté à Fisher Scientific
NORME D’ÉTALONNAGE ELITechGroup, 300 MOSM/K	ELITechGroup, USA	VCAT : SS-276, Cat. Non : NC1876872	Acheté à Fisher Scientific
Raccords et raccords PFA sans bride Ferrules ETFE 1/4 »-28 à 1/16 »   ;	IDEX Santé et Sciences, États-Unis	SKU : ID-XP-245X	Pack de 10, acheté chez Darwin Microfluidics
Colorant alimentaire	Club-house, Canada
Osmomètre FreezePoint 6000P à point de congélation	ELITechGroup, USA	Modèle : 6000P
Récipients de mesure FreezePoint	ELITechGroup, USA	VCAT : SS-279, Cat. Non : NC1876881	Acheté à Fisher Scientific
Gel de Super Colle Gorilla & nbsp ;	La société Gorilla Glue, États-Unis	https://gorillatough.com/product/gorilla-super-glue-gel/
Mélangeur en arête de poisson - Éclat de verre	Usine de Petites Choses	SKU : LTF-012.00-4264	Acheté à Darwin Microfluidics
Milieux hyperosmotiques - 40 % de DMSO (v/v) avec 1,2 M de NaCl			Made in Lab
Ibidi µ ;-Slide VI 0.4 &ndash ; ibiTreat	Ibidi, Allemagne	Cat.No : 80606
Médias isosmotiques - Cytiva HyClone Phosphate Tamponé (PBS)	Cytiva, États-Unis	Cat.No : SH3025601	Acheté à Fisher Scientific
Stéréoscope motique	Motic, Hong Kong	Modèle :   ; SMZ-168 TLED
Pompes à seringue NE1000 SyringONE	New Era Pump Systems Inc., États-Unis	Modèle : 1010-US	Acheté auprès de New Era Pump Systems Inc.
Imprimante 3D Phrozen Sonic Mini 8k	Phrozen Tech Co., LTD. Taïwan (R.O.C.)		Phrozen Sonic Mini 8k
Câble réseau primaire RS-232 de la pompe au PC	New Era Pump Systems Inc., États-Unis	Modèle : CBL-PC-PUMP-7 (câble de 7 pieds)	Convertisseur série 9 broches vers RS232, acheté auprès de New Era Pump Systems Inc.
Câble secondaire pompe-à-pompe	New Era Pump Systems Inc., États-Unis	Modèle : CBL-NET-7 (câble de 7 pieds)	Câble RS232, acheté auprès de New Era Pump Systems Inc.
Résine - PowerResins Sugical Guide Résine 1000 GR	PowerResins, 3BFab Inc, Tü ; Rkiye	RÉF : PSG-03-C
Câble convertisseur RS-232 vers USB	Technologie prolifique, Taïwan (R.O.C.)	Modèle : CBL-USB232	Acheté auprès de New Era Pump Systems Inc.
Ruban d’étanchéité coulissante - Ruban Gorilla cristallin 1,88" x 9 yards	La société Gorilla Glue, États-Unis
Chlorure de sodium (NaCl)	EMD Millipore, MilliporeSigma, Allemagne	Cat. Non : M1064041000	Acheté à Fisher Scientific