Étude pilote in vitro pour évaluer la capacité de nettoyage et les effets de différentes méthodes de décontamination sur les surfaces d’implants

Summary

La présente étude pilote in vitro visait à évaluer l’efficacité du nettoyage de trois outils de décontamination différents et les modifications possibles de surface après traitement, en utilisant de l’encre rouge permanente pour imiter la présence de biofilm oral.

Abstract

Un élément essentiel du traitement de la péri-implantite est la décontamination efficace des surfaces implantaires. La technique idéale de décontamination doit retirer le biofilm de manière sûre et efficace sans endommager la surface de l’implant. Cette étude pilote visait à évaluer l’efficacité du nettoyage et les modifications de surface associées à trois protocoles de décontamination mécanique. Ici, 12 implants ont été tachés d’encre rouge indélébile et montés dans des blocs d’acrylique pour simuler des défauts péri-implantaux horizontaux. La décontamination de surface a été effectuée pendant 2 minutes par le même examinateur à l’aide de l’un des dispositifs suivants : brosse en titane (TiB), brosse de chitosan (ChB) ou curette en titane (TiC). Aucun agent chimique de décontamination n’a été utilisé en combinaison avec les outils mécaniques. Des photographies standardisées ont été prises avant et après la décontamination à partir des vues buccales et orales frontales, ainsi qu’aux angles de 30° et 60°. La surface non nettoyée de l’implant a été calculée numériquement. La microscopie électronique à balayage (MEB) a été utilisée pour évaluer la morphologie de surface. Aucune des méthodes testées n’a permis d’éliminer complètement la tache d’encre. Bien que 75,98 % ± 2,42 % de la coloration soient restés, le TiB a montré la plus grande efficacité nettoyante aux vues buccale et orale frontale (p = 0,027), suivi du TiC (80,3 % ± 0,86 % de la coloration restante) et du ChB (90,34 % ± 6,07 % de la coloration restante). Des différences significatives ont été observées entre les groupes ChB et TiB (p = 0,022). L’analyse SEM a révélé que le TiC causait le plus de dégâts de surface, tandis que le TiB produisait des modifications minimales. Dans les limites de cette étude pilote, le TiB a démontré un nettoyage efficace tout en préservant la morphologie de la surface de l’implant. Ces résultats suggèrent que les brosses en titane pourraient représenter une option de décontamination mécanique plus sûre et plus efficace lors du traitement de la péri-implantite. Cependant, d’autres études sont nécessaires pour évaluer les combinaisons de techniques mécaniques et chimiques afin d’améliorer l’efficacité du nettoyage.

Introduction

La péri-implantite est définie comme une inflammation de la muqueuse péri-implantaire accompagnée d’une perte osseuse progressive. Il s’agit d’une affection associée au biofilm affectant les tissus entourant les implants^{dentaires 1}. Les patients ayant des antécédents de parodontite sévère, d’une mauvaise hygiène buccale ou d’un manque d’entretien régulier après la thérapie par implantation présentent un risque plus élevé de développer une^{péri-implantite 1,2}. La prévalence moyenne de la péri-implantite a été rapportée par Diaz et al. à 19,53 % au niveau du patient, alors qu’elle était de 4,8 % à 23,0 % au niveau³ de l’implant, et ces données étaient très variables même après les restrictions à la définition clinique^{du cas 2}. Les antécédents de diabète et de parodontite sont considérés comme des indicateurs de risque de péri-implantite. Cependant, il n’existe pas de consensus concernant les liens entre la peri-implantite et le tabagisme, la superstructure de l’implant et la quantité de muqueuse^{kératinisée 2,3}. Bien qu’il n’existe actuellement aucune méthode standardisée et éprouvée pour prévenir la péri-implantite, la prophylaxie, une hygiène bucco-dentaire adéquate et le respect d’un entretien régulier sont considérés comme les étapes les plus cruciales pour y^{parvenir 3,4}.

Compte tenu des caractéristiques histopathologiques complexes et de la progression rapide et imprévisible de la maladie, la péri-implantite représente un défi pour chaque^{clinicien 4,5}. L’objectif principal du traitement de la péri-implantite est de supprimer l’inflammation et d’arrêter la perte osseuse péri-implantaire. Cliniquement, l’objectif est de réduire la profondeur de sonde (DP), d’éliminer les saignements lors du sondage (BoP) et/ou le drainage du^{pus 6}. Une partie essentielle du traitement de la péri-implantite consiste à décontaminer les surfaces des implants. La technique de décontamination idéale doit être sûre à utiliser sans causer de blessure aux patients ni de dommages à l’implant, même si elle doit être efficace pour retirer le^{biofilm 7}. Cependant, la morphologie et les caractéristiques de la surface de l’implant entravent une décontamination idéale, limitant le succès du traitement, puisque l’accès total aux sites concernés est principalement limité par les caractéristiques de surface de l’implant ^5,8. Ces situations nécessitent de nouveaux matériaux ou techniques pour une décontamination appropriée dans le traitement de la péri-implantite.

À ce jour, de nombreux agents/méthodes de décontamination de surface implantée ont été introduits, et leur efficacité ainsi que leurs modes d’application font encore l’objet d’études⁹. Les techniques utilisées pour la décontamination de surface péri-implant sont généralement classées sous les méthodes mécaniques/physiques et chimiques, et des preuves scientifiques claires quant à la supériorité de ces techniques ne sont pas encore disponibles ^7,8. Les résultats d’une méta-analyse récente ont indiqué que les curettes recouvertes de titane, spécifiquement produites pour le débridement de surface de l’implant, ne provoquent pas de rayures car elles ont une dureté similaire à celle de l’implant et peuvent être utilisées en toute sécurité pour la décontamination⁷. Dans la même méta-analyse, l’utilisation seule de brosses rotatives en titane pour la décontamination de la surface de l’implant a montré une amélioration significative des paramètres parodontaux cliniques, tels que la réduction de la MP et de la BoP. Dans une étude clinique randomisée comparant l’efficacité du retrait du biofilm des curettes en acier et en plastique, des ultrasons et des brosses rotatives en titane à partir des surfaces implantées, Toma et al. ont rapporté que les brosses rotatives étaient cliniquement plus efficaces et préservaient la morphologie de surface¹⁰. La brosse en titane (TiB), composée de poils nickel-titane (NiTi), présente un module élastique plus faible que celui de la surface de l’implant, ce qui confère à la brosse une souplesse et réduit le risque de rayure de la surface^{de l’implant 11}. Un autre agent de décontamination prometteur est une brosse biodégradable non toxique fabriquée à partir du polysaccharide naturel chitosan, dérivé de la chitine, apprécié pour sa biocompatibilité, sa biodégradabilité, ses propriétés bactériostatiques et anti-inflammatoires. Le chitosan a été rapporté comme présentant des propriétés bactériostatiques et anti-inflammatoires et induisant des améliorations significatives des paramètres cliniques dans le traitement des maladies^{péri-implantaires 12}. Contrairement aux instruments métalliques, il est non abrasif et destiné à réduire la charge bactérienne biologiquement et^{mécaniquement 5,12}. Cependant, il n’existe toujours pas de consensus clair sur l’agent idéal de décontamination^{de l’implant 13}, et d’autres études sont nécessaires pour évaluer l’efficacité de ces nouvelles brosses au chitosan durant la phase de décontamination du traitement péri-implantaire.

Malgré des recherches approfondies sur la décontamination des surfaces d’implant, l’identification d’une méthode/agent de décontamination qui permet d’obtenir une efficacité optimale du nettoyage tout en préservant l’intégrité de surface reste un défi clinique important. Dans ce contexte, l’objectif de la présente étude est d’évaluer la capacité de nettoyage et la modification de surface de trois protocoles mécaniques de décontamination différents. L’hypothèse nulle est que le TiB, la brosse de chitosan (ChB) et la curette en titane (TiC) ne présentent aucune différence significative en termes de performance de nettoyage ou de modifications de surface sur les surfaces de l’implant après décontamination mécanique.

Protocol

REMARQUE : Les procédures de cette étude ont été menées conformément aux critères recommandés pour la standardisation des expériences in vitro ¹⁴. Aucune approbation éthique n’était nécessaire, car l’étude utilisait des surfaces d’implant disponibles dans le commerce. L’étude comprenait des implants d’un diamètre de 3,2 mm et d’une longueur de 10 mm, présentant une surface sablée, à gros grain, gravée à l’acide (SLA). Les implants de dimensions et de caractéristiques de surface différentes étaient exclus. Le calcul de la taille de l’échantillon a été effectué selon Khalil et ^al.15. La taille de l’effet a été prise à 0,90, l’erreur alpha à 0,05, et la puissance statistique à 95 % a donné huit sujets pour chaque groupe.

1. Préparation des échantillons d’étude

1. Immerger les implants dans un receveur avec de l’encre permanente rouge recouvrant complètement la surface de l’implant pendant 10 secondes, puis les faire sécher à l’air libre pour obtenir une répartition uniforme de l’encre sur les surfaces de l’implant décrites par Sanz-Martin et ^al.16 avec une pièce à main de conduite.
2. Une fois séché pendant 48 h à température^{ambiante à 17} h, confirmez une couverture uniforme de l’encre rouge sans accumulation après séchage.
3. Insérez manuellement les implants 5 mm dans les blocs d’acrylique de 20 x 20 x 20 mm à l’aide d’un conducteur d’implant pour assurer une insertion contrôlée et un positionnement uniforme jusqu’à la marque de profondeur de 5 mm sur le corps de l’implant, imitant les défauts péri-implantaux horizontaux^{de classe I 18} (Figure 1A).
4. Pour maintenir une angulation et un positionnement vertical constants, utilisez un guide parallélométrique sur mesure pour aligner l’axe long de l’implant perpendiculairement (90°) à la surface du bloc acrylique lors de la pose.
   REMARQUE : Les surfaces d’implant doivent être protégées du contact des mains et isolées avec les pièces à main du conducteur pendant le séchage.

2. Création du cadre pour la standardisation des photographies

1. Réglez les paramètres de l’appareil : ISO 100, ouverture f/32 et exposition 1/80 s. En mode mise au point manuelle, utilisez un objectif macro avec une focale de 100 mm.
2. Positionnez le flash annulaire (flash macro à double point, équilibré à la lumière du jour 5500 K) à un angle de 45° par rapport à la surface de l’implant afin d’assurer une illumination uniforme et de minimiser les réflexions. Utilisez un diffuseur pour adoucir la lumière et réduire l’éblouissement de la surface métallique.
3. Placez la caméra à 15 cm de la surface de l’implant et prenez des photographies standardisées en vue frontale (0°) depuis l’axe longitudinal de l’implant aux surfaces buccale et buccale de chaque implant (Figure 1B).
4. Vérifiez l’alignement de la caméra avec une règle d’étalonnage avant chaque séance d’imagerie.
5. Préparez une attelle acrylique sur mesure pour positionner la caméra avec des angulations de 30° (vue supérieure) et 60° (vue inférieure) par rapport à l’axe long de l’implant afin d’évaluer les filets coronal et apical de manière standardisée (Figure 1C).

3. Application des traitements et obtention de photographies

1. Appliquer trois méthodes de décontamination différentes (voir Tableau des matériaux) sur les surfaces buccales et orales exposées par implant (8 surfaces sur 4 implants) couramment utilisées dans le traitement de la péri-implantite pendant 2 minutes par un seul opérateur afin d’éliminer les biais (Figure 2). Contrôlez le temps de l’instrumentation avec un chronomètre.
2. Effectuer toutes les procédures sous irrigation saline stérile uniquement pour éliminer les effets potentiels de confusion des agents chimiques sur l’efficacité du nettoyage ou l’intégrité de la surface.
   1. Pour le TiC, appliquez une mini curette Gracey de type 11/12 avec une pression latérale à un angle de 60° par rapport à la surface.
   2. Appliquez du ChB, trempé dans une solution saline stérile avant le traitement, placé dans un appareil à main à basse vitesse réglé à 800 tr/min, avec un mouvement de sonde doux en cercle.
   3. Appliquez du TiB, placé dans un appareil à main à basse vitesse réglé à 800 tr/min, avec un mouvement doux de sonde circulaire.
3. Obtenez à nouveau des photographies standardisées post-traitement, comme décrit à l’étape 2 (Figure 3).

4. Analyse des photographies

1. Une fois toutes les photographies obtenues, numérisez-les et calibrez-les avec un logiciel d’imagerie (ImageJ v 1.54f). Comme les implants étaient intégrés verticalement de 5 mm dans l’acrylique, la pièce restante de 5 mm visible sur les photographies, ainsi que le diamètre standard de 3,2 mm, a été introduite dans le programme en utilisant l’outil Straight-Line pour assurer l’étalonnage.
2. Recadrez les photographies pour n’inclure que les 5 mm restants de la surface exposée de l’implant, représentant la région d’intérêt (ROI).
3. Traitez les images en mode rouge, vert et bleu (RGB). Convertir en piles de couleurs en cliquant sur Image > Type > RGB Stack pour isoler les régions teintées de rouge, représentant l’encre résiduelle.
4. Sélectionnez la chaîne rouge. Appliquez un seuil de couleur en cliquant sur Image > Ajuster > seuil de couleur, en utilisant la teinte 0°-25° et 330°-360°, la saturation 50-255 et la luminosité 30-255. Activez l’option Fond sombre pour assurer une détection précise de la tache.
5. Délimitez manuellement le corps de l’implant à l’aide de l’outil de sélection de polygones, en excluant l’arrière-plan. Enregistrez la zone sélectionnée dans le ROI Manager en cliquant sur Analyser > Outils > ROI Manager pour garantir que la même surface est analysée de manière cohérente.
6. Calculez la surface totale de l’implant et les restes d’encre rouge en cliquant sur Analyser > Mesurer > Surface.
7. Référez-vous à l’élimination complète de l’encre à l’absence totale de pixels teintés de rouge dans le ROI. Gardez les réglages constants lors de l’analyse d’image pour la standardisation.
8. Calculez le pourcentage de coloration résiduelle comme : coloration résiduelle x 100/surface totale de l’implant à l’aide d’ImageJ (Figure 4).

5. Analyse de la morphologie de la surface de l’implant

1. Codez les échantillons, déshydratez-les dans de l’éthanol, montez-les sur les moignons en aluminium avec du ruban carbone, puis placez-les dans le dispositif de sputtering ionique.
2. Définissez le tiers central de la surface exposée de l’implant comme le ROI pour l’analyse du MEB.
3. Enduisez les échantillons d’une couche d’or de 20 nm dans un coater à sputter pendant 90 secondes et placez-les dans la chambre à vide à 10-3 torr sous pression et 10 mA de puissance. Portez toujours un équipement de laboratoire de protection et assurez-vous d’assurer une ventilation adéquate lors de la préparation de l’échantillon.
4. Placez les échantillons recouverts d’or dans la chambre à vide du microscope électronique à balayage et examinez-les à un angle d’inclinaison de 0° à une tension d’accélération de 5 kV avec une distance de travail de 9 mm.
5. Capturez des micrographies SEM à 20x, 500x, 1000x et 5000x pour évaluer les changements topographiques.

6. Analyse statistique

1. Effectuer l’analyse statistique à l’aide du logiciel SPSS (version 27). Exprimez les variables catégorielles comme moyenne ± écart-type, médiane, ainsi que des valeurs minimales et maximales.
2. Évaluer la normalité de la distribution à l’aide du test de Shapiro-Wilk. Utilisez le test de Kruskal-Wallis pour comparer trois groupes. Appliquer le test Mann-Whitney U corrigé par Bonferroni pour les comparaisons par paires lorsque les données sont distribuées de manière non normale. Fixez la signification à p < 0,05.

Results

Après les traitements, aucune des surfaces traitées n’a présenté un retrait complet de taches d’encre. Le pourcentage d’encre résiduelle variait selon le type d’appareil utilisé, ainsi que l’angulation de la photographie. La comparaison des pourcentages de coloration résiduelle pour chaque groupe de décontamination est présentée dans le tableau 1.

À la vue buccale et buccale frontale, la plus grande efficacité de nettoyage a été obtenue dans chaque méthode de décontamination. ...

Discussion

Dans la présente étude, le débridement de surface de l’implant avec trois méthodes d’instrumentation différentes a été testé. Parmi les trois méthodes de décontamination mécanique testées, le TiB a démontré la plus grande efficacité de nettoyage et une altération minimale de surface sur les surfaces de l’implant. L’analyse SEM a confirmé que le TiB préservait plus efficacement la morphologie de la surface de l’implant, tandis que le TiC causait le plus de dommages à la surface, et l’hypo...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Acrylique	Imicryl	Konya, Turkiye	Utilisé pour la production de supports pour photographies et des défauts horizontaux expérimentaux
Caméra & nbsp ;	Canon EOS 80D	Tokyo, Japon	Utilisé pour obtenir des photographies standardisées d’implants
Brosse chitosan & nbsp ;	Labrida BioClean, Institut Straumann AG	Bâle, Suisse	Utilisé pour la décontamination de la surface de l’implant & nbsp ;
Système d’éclairage flash   ;	Sigma	Roedermark, Allemagne	Utilisé pour obtenir des photographies standardisées d’implants
Logiciel d’image	ImageJ	NIH, MD, USA	Utilisé pour l’analyse d’images
Implants	Bilimplant, PBL 3210	Istanbul, Turkiye	Matériel principal d’étude
Pièce à main basse vitesse	NSK AR-Y	Nippon, Japon	Utilisé lors de la décontamination réalisée avec des balais rotatifs
Encre permanente rouge   ;	Staedtler Lumocolor	Nuernberg, Allemagne	Coloration de l’implant pour imiter le biofilm oral
Microscope électronique à balayage	Jeol, JSM 6335F	Peabody, MA, États-Unis	Utilisation pour l’analyse de surface
Coater sputter	Polaron Emitech, SC7640	East Essex, Royaume-Uni	Réduire la charge électrique des échantillons de MEB afin d’obtenir la meilleure qualité d’imagerie possible
Logiciels statistiques	SPSS 27, IBM	New York, États-Unis	Utilisé pour l’analyse statistique des résultats
Solution physiologique stérile   ;	Polifarma, % 0,9 % ;	Istanbul, Turkiye	Utilisé pour l’irrigation lors de la décontamination   ;
Ti Brush	NiTi Brush, Hans Corée	Gyeonggi, Corée	Utilisé pour la décontamination de la surface de l’implant & nbsp ;
Ti curette (11/12T mini)	Hu-Friedy	Chicago, États-Unis	Utilisé pour la décontamination de la surface de l’implant & nbsp ;