Ce protocole propose une instruction étape par étape pour créer une lésion néonatale du plexus brachial chez les rats, à utiliser comme modèle dans la recherche sur les lésions à la naissance du plexus brachial.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
Développement d’un modèle néonal de rat pour la lésion du plexus brachial
Dans cet article
Résumé
Résumé
L’étude des lésions congénitales du plexus brachial (IBP) a été difficile en raison de présentations cliniques hétérogènes et de modèles animaux fiables limités. À cette fin, nous avons développé un protocole chirurgical qui induit de manière reproductible une lésion panplexale du plexus brachial néonatal chez les rats Sprague-Dawley âgés de 5 jours. Dans cet article, des instructions étape par étape sont fournies pour approcher le plexus brachial chez un chiot rat. La technique a été réalisée sur 15 rats Sprague Dawley. À l’aide d’une approche dorsale sous microscopie opératoire, une incision dorsale de 5 mm a été réalisée à partir de la base du crâne jusqu’au niveau de la transition vertébrale C7-T1. La dissection contondante descend jusqu’au muscle trapèze, suivie d’une dissection à travers les muscles losangien et élevateur des omoplates sous-jacentes. Après avoir identifié des repères anatomiques tels que la colonne vertébrale et l’omoplate, l’angle supérieur de l’omoplate a été doucement rétracté pour visualiser le plexus brachial. Le plexus brachial était localisé et cautérisé, comme en témoignent des spasmes observables dans le membre supérieur. Pour prévenir la régénération nerveuse, un petit bloc d’une éponge gélatineuse absorbable était placé entre les extrémités proximale et distale des nerfs blessés. Cette procédure a été réalisée avec succès sur les 15 rats avec 87 % de survie. Après l’opération et au sacrifice, tous les rats survivants ont montré des lésions panplexales complètes, validant ce modèle comme efficace et reproductible pour la recherche sur les lésions à la naissance du plexus brachial.
Introduction
La lésion à la naissance du plexus brachial (IBP) est une lésion nerveuse traumatique qui survient lors de l’accouchement. Les forces de traction lors d’un accouchement complexe, souvent dues à une dystocie de l’épaule, un travail prolongé ou une macrosomie fœtale, entraînent une faiblesse ou une paralysie du brasaffecté 1. L’incidence varie de 1 à 2 pour 1 000 naissancesvivantes 2, 3, 4. Alors que la plupart des bébés retrouvent leur pleine fonction, 30 % présentent des symptômes résiduels à mesure qu’ils atteignent l’âge adulte, tels que des limitations fonctionnelles, des inégalités de longueur des membres, des déformations et des contracturesarticulaires 5,6,7,8.
Le modèle BPBI présente différents schémas de lésions avec des implications pour le traitement et le pronostic. Les lésions du plexus supérieur (C5-C6, paralysie d’Erb) sont les plus fréquentes et impliquent principalement une rupture plutôt que desavulsions 9. En revanche, les lésions pan-plexales (C5-T1) présentent fréquemment un schéma mixte de ruptures racinaires crâniennes et d’avulsionscaudales 10. Les avulsions sont des lésions préganglionnaires qui perturbent le ganglion de la racine dorsale sans possibilité de récupérationspontanée 11.
Les stratégies cliniques actuelles de prise en compte vont de la kinésithérapie conservatrice à la reconstruction nerveuse microchirurgicale précoce, selon la gravité de lablessure 12,13. Les patients nécessitent souvent des interventions chirurgicales secondaires, notamment des libérations de tissus mous, des transferts de tendons et des ostéotomies, afin d’améliorer davantage la fonction motrice, la qualité de vie et les séquelles musculosquelettiques secondaires. Cependant, l’efficacité de ces interventions précoces et tardivesvarie 14, 15, 16. De plus, le développement musculosquelettique altéré contribue à des limitations fonctionnelles, des inégalités de longueur des membres et d’autres déformations actuellement non adaptées au traitement, soulignant la nécessité de recherchessupplémentaires 17,18. Par conséquent, il reste crucial de disposer d’un modèle animal fiable, réalisable et reproductible pour étudier ces blessures.
Les modèles de rongeurs sont couramment utilisés dans les modèles de blessures du plexus brachial, les souris étant le choix le plus courant en raison de leur rapport qualité-prix et de leur facilité de manipulation. Cependant, créer une lésion reproductible du plexus brachial néonatal peut être anatomiquement difficile en raison de leur petite taille. Les grands modèles animaux tels que les lapins, les cochons et les primates offrent plusieurs avantages pour la création de modèles, mais à un coût nettement plusélevé 19. Les rats, en revanche, sont plus grands et génétiquement plus proches des humains que les souris, tout en restant nettement plus rentables et accessibles que les modèles animaux plus grands. Par conséquent, il reste nécessaire d’avoir un animal réalisable et reproductible pour étudier le BPBI. Cette étude décrit un modèle de création de BPBI pan-plexal étape par étape chez des rats nouveau-nés, qui peut être utilisé pour étudier les mécanismes de lésion, les interventions thérapeutiques et les séquelles à court et long terme.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
Toutes les procédures animales ont été réalisées avec l’approbation du Comité Institutionnel de Soins et d’Utilisation des Animaux (IACUC A0007335). La technique a été réalisée chez 15 petits rats Sprague-Dawley afin d’évaluer la faisabilité et les résultats fonctionnels à long terme.
1. Élevage
- Héberger un rat Sprague Dawley naissant multipare (âge gestationnel : 14 jours) dans une boîte de reproduction (1354cm 2) contenant une literie à base de papier cellulose, enrichie de matériaux de nidification et d’enrichissements de cage ; Maintenir la température ambiante à 21 °C avec une humidité relative à 28 % et un cycle clair/obscurité de 12:12 h. Fournissez de la nourriture et de l’eau à volonté pour rats.
- Nettoyer les cages chaque semaine ; Laissez la cage intacte pendant 48 heures après l’accouchement des chiots. Pour favoriser l’habituation et réduire le stress, apportez une assurance auditive par une manipulation douce et une parole. Lors de la gestation tardive, assurez-vous que la mère est habituée à l’examinateur grâce à une manipulation quotidienne douce et à un conditionnement olfactif en plaçant des boules de coton parfumées à l’éthanol et à la bétadine dans la cage de la mère.
- Après l’accouchement des chiots, placez les friandises dans la cage sans déranger la mère pendant 48 heures ni ouvrir la cage.
2. Préparation des matériaux
- Assurez-vous que tous les instruments chirurgicaux nécessaires sont préparés avant l’opération (voir le tableau des matériaux). Stérilisez tous les fournitures chirurgicales à l’aide d’un autoclave à vapeur à 121 °C pendant 1 heure.
- Créez un lit chirurgical en polystyrène expansé. (Figure 1)
3. Préparation chirurgicale
- Effectuer des interventions chirurgicales sur des rats âgés de 5 jours [intervalle entre 3 et 9 jours].
- Induire l’anesthésie en plaçant le rat dans une chambre d’induction contenant 2 % d’isoflurane dans 2 L/min d’oxygène jusqu’à ce que le stade d’anesthésie moyenne à profonde soit atteint. Confirmez une anesthésie adéquate avec une légère pincée sur l’orteil à l’aide de pinces. Placez le chiot rat sur un coussin chauffant préchauffé. Maintenir l’anesthésie à 1,5-2 % d’isoflurane en oxygène et surveiller en continu la fréquence respiratoire.
- Déterminez la dose appropriée d’analgésique en fonction du poids du chiot. Administrez de la buprénorphine à libération prolongée (1 mg/kg de s.c.) pour gérer la douleur.
- Préparez un site chirurgical aseptique en appliquant trois frottements alternés de bétadine et d’éthanol.
- Placez le chiot anesthésié en position allongée sur le lit chirurgical préfabriqué, avec le nez et la bouche solidement placés dans le cône de nez du vaporisateur d’isoflurane (Figure 1B).
- Pour minimiser les mouvements pendant la procédure, collez la tête du chiot rat sur le vaporisateur d’isoflurane et couvrez la partie inférieure de son corps, juste sous les membres supérieurs, le feuille de suspension.
4. Approche chirurgicale du plexus brachial
- Réaliser une incision cutanée de 5 mm à l’aide d’une lame n°11, en commençant à la base du crâne et s’étendant caudalement jusqu’à la transition vertébrale C7-T1 (Figure 1C).
- Cautérisez soigneusement les artères superficielles tout en évitant les bords cutanés.
- Effectuez une dissection contondante jusqu’à atteindre le muscle trapézien.
- Disséquer le trapèze et les muscles losangien et élevateur sous-jacents à l’aide de cautérisation. Placez les pinces de cautérisation perpendiculaires au tissu pour éviter toute lésion thermique des bords cutanés.
- Rétractez doucement l’angle supérieur de l’omoplate pour exposer le plexus brachial. Identifier et isoler le plexus brachial par dissection contondante (Figure 1D et Figure 2A).
- Cauterisez les nerfs identifiés du plexus brachial à l’aide d’une électrocautérisation bipolaire réglée à 15, et confirmez la blessure réussie en observant les contractions musculaires des membres supérieurs.
- Placez un petit morceau d’une éponge gélatineuse absorbable (environ 2 mm sur 2 mm) entre les segments proximal et distal du plexus brachial pour empêcher la régénération nerveuse (Figure 2B).
- Fermez la peau à l’aide d’une suture 7-0 absorbable en continu et appliquez un adhésif vétérinaire pour éviter la déhiscence de la plaie (Figure 3).
5. Prise en main postopératoire
- Placez le chiot rat sur un coussin chauffant avec du matériau de nidification provenant de la cage de la dame-rat (Figure 4). Surveillez la fréquence respiratoire et les mouvements du chiot rat jusqu’à ce qu’il retrouve des schémas respiratoires normaux.
- Pour éviter le rejet maternel, frottez doucement le chiot rat avec le matériau de nidification de la cage avant de le replacer avec la mère.
- Inspectez le chiot rat trois fois par jour pendant les 48 premières heures après l’opération. Si des signes de douleur ou l’absence d’une tache laitière sont observés, administrez des analgésiques supplémentaires (buprénorphine 0,05 mg/kg s.c.).
- Surveillez de près les complications postopératoires, y compris la déhiscence de la plaie, une infection de la plaie, une diminution de la sensation des membres avec une possible automutilation, et le cannibalisme maternel.
- Pese le chiot rat tous les jours. Si le chiot rat montre une perte de poids ou aucune prise de poids pendant deux jours consécutifs, considérez cela comme un échec de la prospérité et procédez à l’euthanasie par injection de pentobarbital (390 mg/mL) intrapéritonéal.
- Évaluer la fonction motrice 1 jour après l’opération et suivre la fonction motrice chaque semaine à l’aide d’une échelle de mouvement des membres : 0 = fonction absente, 1 = fonction partielle, 2 = fonction symétrique normale.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
L’efficacité de la technique chirurgicale peut être évaluée par l’absence de mouvement du membre affecté, la présence de contractures, une diminution de l’amplitude de mouvement et, en cas de sacrifice, le degré d’atrophie musculaire, le raccourcissement du membre et les différences morphologiques entre os et muscles par rapport au membre non affecté. Un total de 15 petits rats ont été inclus dans cette étude. Pendant la période de survie, deux des rats n’ont pas réussi à s’épanouir aprè...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
Ce protocole détaille le développement d’une lésion du plexus brachial chez un rat nouveau-né afin de mener des recherches sur les résultats à court et long terme de l’IBP, d’explorer les options de traitement et de comprendre les séquelles.
L’utilisation d’un modèle de rongeur non invasif pour étudier les lésions du plexus brachial a déjà été décrite ; Cependant, ces modèles n’ont pas été spécifiquement adaptés pour reproduire un type spécifique de lésion
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.
Remerciements
Nous remercions chaleureusement la Dre Felicia Boynton, DVM, et le Dr Chris Gow, DVM, pour leurs conseils d’expert sur la gestion des chiots rats et des mères rat, les soins périopératoires et postopératoires des chiots rats, qui ont largement contribué à l’optimisation de ce protocole.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| 1 mL de seringue Luer-Lok Tip ; | BD ; | 309628 | |
| Vicryl enrobé 7-0 (Polyglactine 910) | Ethicon | J576G | |
| 70 % d’alcool isopropylétique | Vet-One | 13985-598-01 | |
| Éponge à la gélatine absorbable ; | Surgifoam ; | ETH1972 | |
| Solution de bétadine à 5 % Microbicide antiseptique Povidone-Iode ; | PBS Santé animale & nbsp ; | 11205 | |
| Matériau de nidification ; | Bed 'r Nest | BRN8SR | |
| Cordes bipolaires | ASSI ; | ASSI. ATK26426 | |
| Buprénorphine (base 0,5 mg/mL) à libération prolongée ; | Connexion en bois en coin | 49426-0517-1 | |
| Enrichissements en cage | Twist 'n Rich | 10003949 | |
| Literie à base de cellulose & nbsp ; | Alpha Dri | NC2193839 | |
| Polystyrène expansé (polystyrène) | Fisher ; | 22-130-407 | |
| Crochet de peau FREER | Plus libre | MI2152 | |
| Crochet en peau de Gillies Semi-tranchant | DTR | GHB2001 | |
| Machine d’anesthésie à flux automatique d’isoflurane | E-Z Systems ; | EZ-190F | |
| Isoflurane, USP ; | Patterson Veterinary ; | 1403-704-06 | |
| Pinces bipolaires antiadhésives Jewelers, 11 cm, pointe droite, 0,25 mm, diamètre de pointe | ASSI ; | ASSI. BPNS11223 | |
| Micro ciseaux style baïonnette | ASSI ; | ASSI. SNS21 | |
| Microscope (chirurgie) & nbsp ; | Leica ; | M525 F40 | |
| Pinces microchirurgicales Dumont #4 Dumont Swiss fabriquées 1708-4TM-PO | Ambler Chirurgical ; | 31-906 | |
| Porte-aiguille microchirurgical & nbsp ; | ASSI ; | B-14-8 | |
| Cône de nez, 9 mm, souris, longueur 2 cm | VetEquip | 921609 | |
| Fiole pentobarbital-euthanasie (390 mg/mL) 250 mL | Fatal plus | 9373 | |
| Papier aluminium plastique | Press 'n Seal ; | Press’n-70-1-no3 | |
| Aiguilles à usage unique, 30 G | BD ; | 14-821-13A | |
| Table d’opération chauffée pour petits animaux (réglable) | Peco Services Ltd ; | 69023 | |
| Lame en acier inoxydable n° 11 & nbsp ; | Bard Parker | 371211 | |
| Drape-dessus stérile de serviette & nbsp ; | Dynarex Corporation & nbsp ; | 4410 | |
| Adhésif de tissu | Vetbond 3M | NC9259532 | |
| Coton-tigeons et applicateurs à manche en bois | Fisher ; | 22-363-157 |
Références
- Johnson, G. J., Denning, S., Clark, S. L., Davidson, C. Pathophysiologic origins of brachial plexus injury. Obstet Gynecol. 136 (4), 725-730 (2020).
- Abzug, J. M., Mehlman, C. T., Ying, J. Assessment of current epidemiology and risk factors surrounding brachial plexus birth palsy. J Hand Surg Am. 44 (6), e1-e515 (2019).
- Foad, S. L., Mehlman, C. T., Ying, J. The epidemiology of neonatal brachial plexus palsy in the United States. J Bone Joint Surg Am. 90 (6), 1258-1264 (2008).
- Walsh, J. M., et al. Neonatal brachial plexus injury: Comparison of incidence and antecedents between 2 decades. Am J Obstet Gynecol. 204 (4), e1-e324 (2011).
- Pondaag, W., Malessy, M. J., van Dijk, J. G., Thomeer, R. T. Natural history of obstetric brachial plexus palsy: A systematic review. Dev Med Child Neurol. 46 (2), 138-144 (2004).
- Foad, S. L., Mehlman, C. T., Foad, M. B., Lippert, W. C. Prognosis following neonatal brachial plexus palsy: An evidence-based review. J Child Orthop. 3 (6), 459-463 (2009).
- Hoeksma, A. F., ter Steeg, A. M., Nelissen, R. G., van Ouwerkerk, W. J., Lankhorst, G. J., de Jong, B. A. Neurological recovery in obstetric brachial plexus injuries: An historical cohort study. Dev Med Child Neurol. 46 (2), 76-83 (2004).
- Pondaag, W., Malessy, M. J. The evidence for nerve repair in obstetric brachial plexus palsy revisited. Biomed Res Int. 2014, 434619(2014).
- Executive SHORT ABSTRACT: Neonatal brachial plexus palsy. Report of the American College of Obstetricians and Gynecologists Task Force on Neonatal Brachial Plexus Palsy. Obstet Gynecol. 123 (4), 902-904 (2014).
- Zlotolow, D. A., Chen, C. J., Crowe, C. S., Park, E., Kozin, S. H. A novel intraoperative classification for brachial plexus birth injury based on operative findings in 162 patients. J Hand Surg Eur Vol. , (2025).
- Smith, B. W., Daunter, A. K., Yang, L. J., Wilson, T. J. An update on the management of neonatal brachial plexus palsy-Replacing old paradigms: A review. JAMA Pediatr. 172 (6), 585-591 (2018).
- Bauer, A. S., et al. Microsurgery for brachial plexus injury before versus after 6 months of age: Results of the multicenter treatment and outcomes of brachial plexus injury (TOBI) study. J Bone Joint Surg Am. 102 (3), 194-204 (2020).
- Muhlestein, W. E., et al. Impact of timing of primary nerve surgery on shoulder, forearm, and elbow recovery in neonatal brachial plexus palsy. Neurosurgery. , (2023).
- Hulleberg, G., Elvrum, A. K., Brandal, M., Vik, T. Outcome in adolescence of brachial plexus birth palsy: 69 individuals re-examined after 10-20 years. Acta Orthop. 85 (6), 633-640 (2014).
- Sarac, C., et al. What range of motion is achieved 5 years after external rotationplasty of the shoulder in infants with an obstetric brachial plexus injury. Clin Orthop Relat Res. 478 (1), 114-123 (2020).
- Adidharma, W., et al. Shoulder release and tendon transfer following neonatal brachial plexus palsy: Gains, losses, and midline function. Plast Reconstr Surg. 146 (2), 321-331 (2020).
- Ruoff, J. M., van der Sluijs, J. A., van Ouwerkerk, W. J., Jaspers, R. T. Musculoskeletal growth in the upper arm in infants after obstetric brachial plexus lesions and its relation with residual muscle function. Dev Med Child Neurol. 54 (11), 1050-1056 (2012).
- Gosk, J., Wnukiewicz, W., Urban, M. The effect of perinatal brachial plexus lesion on upper limb development. BMC Musculoskelet Disord. 15, 116(2014).
- Vela, F. J., et al. Animal models used to study direct peripheral nerve repair: A systematic review. Neural Regen Res. 15 (3), 491-502 (2020).
- Nikolaou, S., Peterson, E., Kim, A., Wylie, C., Cornwall, R. Impaired growth of denervated muscle contributes to contracture formation following neonatal brachial plexus injury. J Bone Joint Surg Am. 93 (5), 461-470 (2011).
- Yang, J., et al. Development of a novel experimental rat model for brachial plexus avulsion injury. Neuroreport. 26 (9), 501-509 (2015).
- Spinner, R. J., et al. Model for avulsion injury in the rat brachial plexus using passive acceleration. Microsurgery. 20 (2), 94-97 (2000).
- Hayek, A., Kuehn, C. A method for preventing maternal cannibalism after neonatal rat surgery. Lab Anim Sci. 32 (2), 171-172 (1982).
- Libbin, R. M., Person, P. Neonatal rat surgery: Avoiding maternal cannibalism. Science. 206 (4414), 66(1979).
- Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Lab Anim Sci. 42 (5), 508-513 (1992).
- Koplovitch, P., Minert, A., Devor, M. Spontaneous pain in partial nerve injury models of neuropathy and the role of nociceptive sensory cover. Exp Neurol. 236 (1), 103-111 (2012).
- Zeltser, R., Beilin, B. Z., Zaslansky, R., Seltzer, Z. Comparison of autotomy behavior induced in rats by various clinically-used neurectomy methods. Pain. 89 (1), 19-24 (2000).
- Griggs, R. B., Bardo, M. T., Taylor, B. K. Gabapentin alleviates affective pain after traumatic nerve injury. Neuroreport. 26 (9), 522-527 (2015).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
