Ce travail décrit un test microfluidique qui utilise la contrainte de cisaillement pour déclencher la formation de thrombus dans le sang et caractérise le thrombus par plusieurs dimensions de lecture. Ce test peut mesurer la tendance prothrombotique des échantillons sanguins, et est donc utile pour le diagnostic des maladies, la découverte de médicaments, ainsi que pour les études mécanistes fondamentales liées à la thrombose.
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Article de méthode
Analyse de profilage de thrombus : une plateforme basée sur la microfluidique pour caractériser de manière exhaustive la thrombogenèse biomécanique
* These authors contributed equally
Dans cet article
Résumé
Résumé
La thrombose est une pathologie qui décrit l’accumulation anormale de plaquettes et de facteurs de coagulation dans un vaisseau sanguin. Bien que de nombreux travaux se concentrent sur l’activation des plaquettes par les agonistes solubles comme mécanisme sous-jacent de la thrombose, il a souvent été négligé que le flux sanguin facilite également la formation de thrombus. En particulier, dans les artères, la thrombose est généralement associée à une sténose artérielle, qui augmente la contrainte de cisaillement dans le flux sanguin et facilite le processus de thrombogenèse, un phénomène appelé thrombogenèse biomécanique. Pendant longtemps, aucun biotest n’était disponible pour fournir des informations globales et détaillées sur le processus de thrombogenèse biomécanique. Pour y remédier, un test de profilage du thrombus a été développé en combinant la microfluidique avec l’imagerie à fluorescence multicolore, permettant une caractérisation complète de la thrombogenèse biomécanique avec sept lectures couvrant la taille et la composition du thrombus ainsi que le niveau d’activation des plaquettes. Ce test de profilage des thrombes peut être utilisé pour évaluer la tendance prothrombotique chez l’humain et l’efficacité des agents antithrombotiques, et il est également utile pour mieux comprendre les mécanismes sous-jacents à la thrombose artérielle.
Introduction
La thrombose est une cause principale de maladies cardiovasculaires, responsable de millions de décès dans le monde chaqueannée. Actuellement, aucun biotest n’est disponible dans les contextes cliniques standards pour évaluer les risques de thrombose. Parmi les tests de fonction hématologique en laboratoire et au point de soins, les tests de coagulation conventionnels et l’agrégométrie se sont révélés peu fiables pour prédire la thrombose ou les événements cardiovasculaires indésirablesmajeurs 2,3,4. Les tests de thromboseglobale 5, PFA-100/2006 et les tests de coagulation globale7, 8, 9, 10 et 11 disposent également de données limitées soutenant leur performance.
D’après la compréhension actuelle, le processus de thrombogenèse est principalement contribué par trois mécanismes. Outre les deux mécanismes conventionnellement reconnus, à savoir l’agrégation et la coagulation biochimiques des plaquettes, un troisième mécanisme sous-étudié et souvent sous-estimé est l’agrégation plaquettaire par cisaillement, également appelée « agrégation plaquettaire biomécanique »12,13. En agrégation plaquettaire biomécanique, une forte contrainte de cisaillement et un gradient de cisaillement servent de principal moteur pour la réticulation plaquettaire via le facteur GPIbα-von Willebrand (VWF), l’intégrine αIIbβ 3-VWF, et l’intégrine αIIbβ les interactions3-fibrinogènes. Dans la thrombose artérielle, l’agrégation biomécanique des plaquettes constitue probablement le mécanisme le plus essentiel, étant donné qu’elle est fortement renforcée par un écoulement de cisaillement élevé causé par la sténose artérielle. Ainsi, la thrombogenèse provoquée par l’agrégation biomécanique des plaquettes a été appelée « thrombogenèse biomécanique »12,14.
Dans des travaux antérieurs, une méthode courante pour observer expérimentalement l’agrégation biomécanique des plaquettes est le test de sténose microfluidique, où un site de sténose sévère est intégré dans un canal droit. Lorsque le sang est perfusé sur le canal sous une contrainte de cisaillement physiologique de la paroi, une contrainte de cisaillement pathologiquement élevée est générée autour du site sténotique, ce qui favorise l’accumulation de plaquettes formant un thrombus. Cependant, les travaux précédents n’utilisaient qu’un seul indicateur (pour les plaquettes, reflétant la taille du thrombus) 15,16,17,18,19 ou au maximum deux (un pour les plaquettes et un autre biomarqueur) 13,20, qui ne permettent donc pas d’obtenir une caractérisation complète du thrombus.
Un test de profilage de thrombus a récemment été développé, qui intègre l’imagerie de fluorescence multicolore dans le test de sténose microfluidique, permettant un suivi en temps réel de 7 biomarqueurs (plaquettes, niveau de fibrinogène, niveau du facteur von Willebrand, niveau d’expression de P-sélectine, niveau d’exposition à la phosphatidylsérine, niveau d’expression étendu de l’intégrineα IIbβ3 , intégrine pleinement active αIIbβ3 niveau d’expression) dans un thrombus, qui pose les bases pour caractériser de manière exhaustive la thrombogenèsebiomécanique 21. Dans ce travail, des protocoles détaillés sont fournis pour la préparation et la performance du test de profilage du thrombus ainsi que pour l’analyse des données associée. Le matériel nécessaire pour le test comprend un microscope à fluorescence multicolore inversé et un système microfluidique. Le test utilise une quantité relativement faible de sang humain entier (moins de 2 mL), présente un coût élevé (~12 $ par échantillon) et donne des résultats en moins de 30 minutes. Le test peut détecter avec précision les anomalies prothrombotiques multidimensionnelles des individus et évaluer les effets des agents antithrombotiques sur la modification de la taille, de la composition et du statut d’activation des plaquettes du thrombus, en soutenant ainsi une large application tant à des fins de recherche que cliniques àl’avenir 21. Il est à noter que le test doit utiliser du sang héparisé fraîchement collecté. Stocker le sang à 4 °C ou plus de 6 heures, ou utiliser des anticoagulants autres que l’héparine, empêchera soit la formation du thrombus, soit donnera des résultats inexacts.
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Protocole
Ce protocole suit les directives et a été approuvé par le Comité d’éthique de la recherche humaine de la branche médicale de l’Université du Texas. Le matériel expérimental comprend un dispositif microfluidique, des composants de perfusion (connecteurs, tubes, seringue et pompe à seringue), et un microscope inversé avec des composants optiques permettant l’imagerie en champ clair et à fluorescence multicolore. Un phare multi-LED et un cube filtre à passes multiples sont utilisés au microscope pour diviser 4 canaux fluorescents avec un minimum de débordement mutuel : excitation : 391/32, 479/33, 554/24, 638/31, et émission : 435/30, 519/25, 594/32, 695/58. Portez un équipement de protection individuelle, y compris des gants, une protection oculaire et un blouson de laboratoire, pour toutes les procédures expérimentales. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.
1. Préparation des dispositifs microfluidiques
- Concevez un moule maître contenant des canaux rectangulaires (200 μm de large × 50 μm de haut) qui intègrent un site de rétrécissement lumineux de 80 %. Chaque canal dispose d’entrées et de sorties dédiées pour les connexions des tubes (Figure 1 ; voir le fichier supplémentaire 1 pour le fichier de conception original).
- D’après la conception, utilisez une plaquette en silicium pour fabriquer un moule maître photorésistant SU-8 via photolithographie standard. Collez le moule au fond d’une boîte de Petri de 15 cm (Figure 2A).
- Préparez le mélange PDMS en mélangeant la base prépolymère et l’agent durcissage dans le kit d’élastomère en silicone à un rapport poids de 10:1. Verser le mélange sur le moule maître (Figure 2B).
- Placez la plaque contenant le mélange PDMS dans un dessicateur sous vide pour dégazer et éliminer les bulles d’air emprisonnées.
REMARQUE : Maintenez la plaque sous vide pendant au moins 2 heures jusqu’à ce que les bulles soient complètement éliminées. - Séchez thermiquement le mélange PDMS en l’incubant à 75 °C pendant 2 heures.
- Découpez soigneusement les PDMS durcis du moule maître (figure 2C,D) et divisez-les en unités de puce individuelles.
- Créez l’entrée et la sortie en perceant des trous aux emplacements désignés à l’aide d’une aiguille à sonde (Figure 2E).
REMARQUE : Utilisez un vaporisateur à air comprimé pour enlever les résidus provenant des trous perforés. Pour minimiser la contamination des surfaces, nettoyez les dispositifs PDMS à l’aide d’un ruban adhésif avant le collage. - Dans une hotte chimique, vaporisez à 75 % d’éthanol sur une lingette de travail, puis utilisez la lingette humide pour essuyer et nettoyer les lames en verre. Laissez sécher les lames en verre.
- Dans une hotte chimique, traitez les lames en verre et les puces PDMS avec un générateur haute fréquence pendant respectivement 30 s et 20 s, puis alignez chaque puce avec une lame en verre. Appuyez doucement sur l’éclat sur la surface de la glissière en verre afin qu’il puisse être lié.
REMARQUE : Cette étape doit être effectuée dans une hotte chimique car le générateur haute fréquence produit de l’ozone pendant l’utilisation, ce qui est nocif pour la santé. - Fixez les dispositifs thermiquement en les incubant à 150 °C pendant 15 minutes. Après refroidissement, les dispositifs seront prêts à être utilisés (Figure 2F).
- Stockez les appareils à température ambiante dans des conditions sans poussière.
- Utilisez une pince pour retirer la partie en plastique des aiguilles de la sonde, et pliez les tubes métalliques à 90°. Ces tubes tordus seront utilisés comme connecteurs pour les dispositifs microfluidiques.
2. Préparation des capteurs fluorescents
REMARQUE : L’expérience utilise un total de 7 capteurs fluorescents : SZ22-FITC, fibrinogène-Alexa Fluor 405, 2.2.9-Alexa Fluor 555, AK4-Alexa Fluor 647, Annexin V-Pacific Blue, MBC 370.2-Alexa Fluor 555, PAC-1-Alexa Fluor 647. Parmi eux, le fibrinogène, le 2.2.9 et le MBC 370.2 ne sont disponibles commercialement qu’en version non conjuguée et doivent être conjugués par fluorescence en laboratoire.
- Pour conjuguer le fibrinogène avec Alexa Fluor 405 :
- Préparez un tampon neuf de bicarbonate de sodium 0,1 M, pH 8,5.
- Diluer le stock de fibrinogène à 1 mg/mL dans du sérum tampon phosphaté (PBS ; 137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mMNa 2HPO 4, 1,8 mM KH2PO4, pH 7,4).
- Ajoutez 1/10 de volume de tampon de bicarbonate de sodium à la solution de fibrinogène.
- Mélangez 1 mL de fibrinogène avec 1 mg d’Alexa Fluor 405 NHS-ester et incubez pendant 1 heure à température ambiante sur un rotateur. Protège de la lumière.
- Retirez le tampon de stockage d’une colonne de purification en centrifugant la colonne à 1 100 × g pendant 2 minutes, puis jetez le flux direct. Chargez la solution de réaction sur la colonne, montez la colonne sur un flacon de collecte compatible, puis centrifugez à 1 100 × g pendant 5 minutes pour récolter le fibrinogène-Alexa Fluor 405.
- Utilisez un spectrophotomètre pour mesurer l’absorbance à 280 nm (A280 ; signal protéique) et 405 nm (A405 ; signal de colorant). Calculer la concentration des protéines et le rapport F/P (fluorescence : rapport molaire des protéines).
REMARQUE : Le ratio F/P devrait être entre 8 et 10. - Conservez le fibrinogène-Alexa Fluor 405 à 4 °C dans le noir.
- Pour conjuguer les anticorps 2.2.9 et MBC 370.2 avec Alexa Fluor 555 :
- Préparez un tampon neuf de bicarbonate de sodium 0,1 M, pH 8,5.
- Diluez le stock d’anticorps à 1 mg/mL dans un tampon sans amine.
- Ajoutez 1/10 de volume de tampon de bicarbonate de sodium à la solution d’anticorps.
- Mélangez 100 μL d’anticorps avec 1 flacon (100 μg) d’Alexa Fluor 555 NHS-ester et incubez pendant 1 heure à température ambiante sur un rotateur. Protège de la lumière.
- Retirez le tampon de stockage d’une colonne de purification en centrifugant la colonne à 1 100 × g pendant 2 minutes, puis éliminez le flux direct. Chargez la solution de réaction sur la colonne, montez la colonne sur un flacon de collecte compatible, puis centrifugez à 1 100 × g pendant 5 minutes pour récolter le Fluor 555 2.2.9 ou MBC 370.2-Alexa.
- Utilisez un spectrophotomètre pour mesurer l’absorbance à 280 nm (A280 ; signal protéique) et 555 nm (A555 ; signal de colorant). Calculer la concentration des anticorps et le rapport F/P (fluorescence : rapport molaire des anticorps).
REMARQUE : Le ratio F/P devrait se situer entre 1 et 1,5. - Conservez 2.2.9- et MBC 370.2-Alexa Fluor 555 à 4 °C dans le noir.
REMARQUE : Évitez de sur-étiqueter - un ratio F/P élevé peut altuer la fonction biologique.
3. Prélèvement de sang sur des sujets humains
REMARQUE : Cette procédure doit être réalisée par du personnel médical qualifié (par exemple, infirmiers diplômés, phlébotomistes certifiés). Obtenez également un consentement éclairé écrit des personnes participant à l’étude.
- Préparez la seringue en aspirant 500 μL de tampon Tyrode (12 mMNaHCO 3, 10 mM Hepes, 137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 5,5 mM de D-glucose, 0,5 % d’albumine sérique bovine, pH 7,4) contenant 0,32 U/mL d’héparine pour 10 mL de sang à prélèver.
- Prélève du sang par ponction venaise. Utilisez une seringue vide pour collecter les premiers 2 mL de sang à jeter. Ensuite, il faut passer à la seringue contenant de l’héparine pour prélever l’échantillon de sang. Tirez lentement la seringue pour minimiser l’activation des plaquettes.
- Transférez le sang collecté dans un tube centrifuge de 15 mL et maintenez-le en dessous de 37 °C.
REMARQUE : Les échantillons de sang doivent être utilisés pour les expériences dans les 6 heures suivant la collecte.
4. Essai de profilage par thrombus
REMARQUE : Il est recommandé d’effectuer toutes les procédures impliquant la manipulation du sang dans un cabinet de biosécurité autant que possible afin d’éviter des fuites de sang sur l’expérimentateur. Si ce n’est pas possible, utilisez un bouclier anti-éclaboussures sur le plan de travail.
- Diluez le monomère VWF à 2 μg/mL dans PBS. Pré-recouvrir les dispositifs microfluidiques avec un monomère VWF et incuber pendant 1 heure à température ambiante.
- Incubez l’échantillon sanguin avec un capteur fluorescent. Réglez 1 ou 2 pendant 10 minutes à température ambiante :
- Ensemble 1 : SZ22-FITC (0,5 μg/mL), fibrinogène-Alexa Fluor 405 (60 μg/mL), 2,2,9-Alexa Fluor 555 (1 μg/mL), AK4-Alexa Fluor 647 (1 μg/mL).
- Jeu 2 : SZ22-FITC (0,5 μg/mL), Annexin V-Pacific Blue (1 μg/mL), MBC 370.2-Alexa Fluor 555 (1 μg/mL), PAC-1-Alexa Fluor 647 (1 μg/mL).
REMARQUE : Comme deux ensembles de capteurs doivent être utilisés séparément, chaque échantillon de sang doit être testé au moins deux fois (une fois avec le set de capteurs 1 et une fois avec le set de capteurs 2) pour obtenir un ensemble de données complet.
- Connectez un dispositif microfluidique avec des connecteurs d’entrée et de sortie et des tubes. Connectez l’autre extrémité du connecteur d’entrée avec un tube contenant du PBS, et l’autre extrémité du connecteur de prise avec une seringue. Montez la seringue sur une pompe à seringue. Montez l’appareil microfluidique sur un microscope inversé, puis manœvrez manuellement l’étage pour localiser le site de la sténose sous le microscope (Figure 3A).
- Remplissez le canal microfluidique et le tube avec du PBS à l’aide de la pompe à seringue à un débit de 0,5 mL/min. Assurez-vous qu’aucune bulle d’air n’est présente autour du site de la sténose.
- Relie le tube d’entrée à l’échantillon de sang, et perfusez l’échantillon sanguin à travers le canal microfluidique à l’aide de la pompe à seringue à un débit de 0,018 mL/min (Figure 3A).
- Réglez le temps d’exposition et le gain de chaque canal de fluorescence. Réalisez une imagerie de fluorescence multicolore en temps réel en alternant entre les 4 canaux, excitant un type de fluorophore à la fois. Pendant ce temps, trouvez le plan de mise au point du thrombus et enregistrez les signaux au site de la sténose, généralement sur une période de 15 à 30 minutes (Figure 4).
REMARQUE : Le temps d’exposition de chaque canal doit être ajusté afin que le signal fluorescent soit facilement distinguable tout en évitant la saturation (Figure 4). Dans le système actuel, les échantillons sanguins des sujets sains produisent généralement la plage d’intensité du signal suivante au sein du thrombus formé : SZ22-FITC, 70-110 ; fibrinogène-Alexa Fluor 405, 60-100 ; 2.2.9-Alexa Fluor 555, 70-110 ; AK4-Alexa Fluor 647, 45-75 ; Annexin V-Pacific Blue, 35-65 ; MBC 370.2-Alexa Fluor 555, 45-85 ; PAC-1-Alexa Fluor 647, 10-30. Il est à noter cependant qu’une faible proportion de sujets en bonne santé fournirait une lecture atypique. Il est donc recommandé de tester au moins 5 échantillons sanguins de sujets sains afin de s’assurer que le temps d’exposition pour chaque canal est correctement sélectionné.
5. Analyse des données
- Ouvrez le fichier de données à l’aide d’ImageJ 1.53 (Fidji, National Institutes of Health).
REMARQUE : Chaque fichier doit contenir un total de 4 vidéos provenant de 4 chaînes différentes. La procédure suivante s’applique généralement à tout moment où l’utilisateur souhaite analyser. - Utilisez le canal SZ22-FITC pour identifier le contour du thrombus, et utilisez les « sélections de polygones » pour sélectionner approximativement la zone du thrombus (Figure 5A,B).
- Pour chaque canal, utilisez le seuil Image -> Ajuster -> pour éliminer le fond (Figure 5C), puis utiliser Analyser -> Mesure pour mesurer la surface et l’intensité moyenne du signal à l’intérieur du thrombus.
REMARQUE : SZ22-FITC colore les plaquettes et reflète donc la taille du thrombus. Dans le Jeu 1, le fibrinogène-Alexa Fluor 405 reflète le niveau d’enrichissement du fibrinogène, le 2,2,9-Alexa Fluor 555 reflète le niveau d’enrichissement du facteur von Willebrand (VWF), et l’AK4-Alexa Fluor 647 reflète l’expression de sélection P. Dans le Jeu 2, l’Annexe V-Bleu du Pacifique reflète l’exposition à la phosphatidylsérine (PS), le MBC 370.2-Alexa Fluor 555 reflète l’activation de l’intégrine αIIbβ3 vers la conformation étendue (E+ αIIbβ3), et PAC-1-Alexa Fluor 647 reflète l’activation complète de l’intégrine αIIbβ3 (Act. αIIbβ3)21.
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Résultats
Le test de profilage du thrombus perfusionne le sang à travers un canal sténotique pour permettre la formation du thrombus par cisaillement, et réalise une imagerie de fluorescence multicolore en temps réel pour collecter des informations multidimensionnelles sur le thrombus formé. En réalisant des expériences utilisant à la fois les capteurs Set 1 et Set 2, il est possible de caractériser le thrombus sous des aspects tels que la taille, l’enrichissement des protéines réticulantes (facte...
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Discussion
En combinant le test de sténose microfluidique avec l’imagerie à fluorescence multicolore, le test de profilage du thrombus offre une approche pratique et puissante pour étudier la thrombogenèse biomécanique et la mécanobiologie des plaquettes. Par contre, le test est utile dans un large éventail d’applications. Par exemple, elle peut être utilisée pour dépister des agents antithrombotiques qui inhibent spécifiquement l’agrégation biomécanique des plaquettes, où la cible moléculaire et l...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Remerciements
Les recherches liées à cet article et le développement du test de profilage de thrombus dans le laboratoire Chen ont été soutenues par une subvention du National Heart, Lung, and Blood Institute R00HL153678 (Y.C.), du National Institute on Aging, du Claude D. Pepper Older Americans Independence Center Award #P30-AG024832 (Y.C.), UTMB Team Science Pilot Research Award (Y.C.), Bourse postdoctorale de l’American Heart Association 20POST35080023 (Y.C.), et le prix du projet transformationnel de l’American Heart Association 25TPA1471420 (Y.C.). Ce travail a été réalisé en partie au San Diego Nanotechnology Infrastructure (SDNI) de l’UCSD, membre de la National Nanotechnology Coordinated Infrastructure, soutenue par la National Science Foundation (Grant ECCS-2025752).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Seringues de 10 mL | Henke Sass Loup | 5100-X00V0 | Prélèvement de sang |
| Tubes Falcon de 15 mL | Genesee Scientific | 28-101 | Stockage des échantillons de sang |
| Seringue en verre étanche au gaz de 1 mL | Hamilton | 81331 | Assemblage matériel |
| 2.2.9 | MERU VasImmune | Coloration par thrombus | |
| Aiguilles sondes 20 X1/2 | McMaster-Carr | M919 | Création de dispositifs PDMS |
| Seringues de 20 mL | Henke Sass Loup | 5200-X00V0 | Prélèvement de sang |
| 70 % d’éthanol | Sigma-Aldrich | EX0281-1 | Désinfection des seringues étanches et nettoyage des lames en verre |
| AK4-Alexa Fluor 647 | BioLegend | 304918 | Coloration par thrombus |
| Alexa Fluor 405 NHS Ester | Invitrogen | A30000 | Marquage du fibrinogène |
| Kit d’affichage des anticorps Alexa Fluor 555 | Invitrogen | A88065 | Étiquetage MBC 370.2 et 2.2.9 |
| Annexin V-Pacific Blue | Invitrogen | 501121505 | Coloration par thrombus |
| Vaporisateur de nettoyage | Office Depot | 911245 | Création de dispositifs PDMS |
| Ensemble de couteaux de loisir créatif avec boîte en bois | Excel Blades | 44282 | Création de dispositifs PDMS |
| Eau déionisée ; | ThermoFisher Scientific & nbsp ; | 751-628 | Lavage des seringues étanches au gaz |
| Dessiccateur | Bel Art | F420270000 | Dégazage des PDMS |
| Spatule de laboratoire multifonction jetable | LevGo | 17211 | Mélanger la base élastomère en silicone et l’agent de durcissement ; |
| Colonne de filage pour l’élimination des colorants et de la biotine | Zeba | A44296S | Marquage du fibrinogène |
| Fibrinogène | Recherche innovante | IHUFBG25MG | Coloration par thrombus |
| Pompe à seringue Fusion 200-X | Chemyx Inc. | 0720X | Assemblage matériel |
| Héparine & nbsp ; | Sigma-Aldrich | H3149 | Anticoagulation par échantillon sanguin |
| Générateur à haute fréquence | Electro-technic product Inc. | BD-20 | Création de dispositifs PDMS |
| Monomère VWF humain | Sino Biological Inc. | 10973-H08C | Revêtement microfuidique de dispositif |
| Logiciel Image J v1.53 | Fidji, Institut national de la santé | Analyse des données | |
| Microscope inversé | Leica | DM IL A DIRIGÉ ; cube filtre : Leica DFT51010 ; phare : LED5 | Assemblage matériel |
| Kimwipes | Kimberly-Clark Professionnelle | 34120 | Nettoyage des lames en verre |
| Capsules de verrouillage Luer | International Medical Industries, Inc. | 57100B | Prélèvement de sang |
| MBC 370.2 | Kerafast | EBW104 | Coloration par thrombus |
| Lunettes de couverture microscope | Paul Marienfeld GmbH & ; Comté KG | ES0107222 | Création de dispositifs PDMS |
| Racloir à Mini-Lame de Rasoir | Stanley | 28-100 | Création de dispositifs PDMS |
| Spectrophotomètre UV-Vis NanoDrop 2000 | Thermo Scientific | ND-2000 | Concentration de protéines et mesure du rapport F/P |
| Four | Instruments de laboratoire | 3512 | Création de dispositifs PDMS |
| PAC-1-Alexa Fluor 647 | BioLegend | 362806 | Coloration par thrombus |
| Tasse en plastique | ThermoFisher Scientific & nbsp ; | S04589 | Mélanger la base élastomère en silicone et l’agent de durcissement ; |
| SU-8 photorésine maître & nbsp ; Moisissure | Installation de salle blanche de nanofabrication Nano3 de l’UC San Diego | Création de dispositifs PDMS | |
| Kit Sylgard 184 en élastomère en silicone | Krayden Dow | DC4019862 | PDMS |
| SZ22-FITC ; | Beckman Coulter | IM 1756U | Coloration par thrombus |
| Tubulure | Cole - Palmer Instrument Co. | 06422-01 | Assemblage matériel |
Références
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