Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Morphométrie traditionnelle des moustiques adultes

261 vues

⸱

DOI :

10.3791/69556

⸱

24 avril 2026

 ,  , 
1Entomology and Nematology Department, Institute of Food and Agricultural Sciences, University of Florida, Gainesville

Dans cet article

Résumé

Ce protocole détaille une méthode pour disséquer et mesurer les traits morphologiques clés à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images pour évaluer la condition physique des moustiques.

Résumé

Les moustiques sont des vecteurs majeurs de pathogènes affectant la santé humaine et animale. La mesure des caractéristiques morphologiques des moustiques permet aux chercheurs d’évaluer l’impact des traitements (par exemple, l’application d’insecticides, la transgenèse) ou les facteurs écologiques (par exemple, stress nutritionnel, changements d’habitat) sur la fitness. La fitness chez les espèces de moustiques a été liée à la capacité vectorielle, et impacte donc directement le risque de transmission des pathogènes transmis par des vecteurs. Ici, nous utilisons un logiciel d’analyse d’images pour mesurer les traits morphologiques clés des moustiques collectés lors de la surveillance des moustiques, en tant que proxy de leur aptitude.

Introduction

La fitness représente la capacité d’un organisme individuel à survivre et à se reproduire dans son environnement. Dans des conditions idéales, la recherche sur la fitness consiste à évaluer les expositions environnementales sur la capacité reproductive totale. Cependant, mesurer la fécondité dans les études écologiques est souvent difficile, voire impossible, car l’âge des individus dans les populations étudiées ne peut pas être contrôlé de manière fiable. Ainsi, les écologues mesurent les traits fonctionnels, y compris morphologiques, physiologiques et phénologiques, qui ont démontré qu’ils influencent ou représentent la fitness d’unindividu 1,2. De telles évaluations sont particulièrement précieuses lorsque les indicateurs d’aptitude peuvent éclairer la dynamique des populations et le potentiel de transmission de maladies chez lesmoustiques 3.

Les moustiques immatures sont aquatiques, et différents genres et espèces présentent des préférences d’habitat distinctes. Par exemple, Aedes aegypti, principal vecteur de la dengue dans le monde, est connu pour se développer dans une grande variété de contenants artificiels, tels que les pots de fleurs, les boîtes de conserve, les bouchons de bouteilles, les pneus et lesgouttières 4,5,6. En revanche, certaines espèces, comme Aedes triseriatus, préfèrent ovipositer dans des habitats naturels tels que les trous d’arbres 7. Cette variabilité des habitats de développement entraîne une exposition larvaire à différents facteurs de stress, notamment la température, la prédation et la compétition intraspécifique pour les ressources, ce qui peut influencer la fitness des adultes résultants. Par exemple, bien que la température environnementale soit positivement corrélée au taux de développement larvaire, la variabilité de la température lors du développement larvaire peut affecter négativement la longévité et la fécondité des moustiquesadultes 8,9,10,11. De même, la rareté des ressources pendant le développement due à une faible disponibilité alimentaire ou à un niveau élevé de compétition larvaire peut entraîner des adultes plus petits avec une espérance de vie pluscourte 12,13,14.

De nombreux facteurs influençant le potentiel reproducteur des moustiques affectent également leur capacité à transmettre des agentspathogènes 15. L’infection par les agents pathogènes transmis par les moustiques impose un coût de fitness, car le vecteur moustique doit allouer des ressources à la résistance à l’infection, qui ne sont plus disponibles pour remplir d’autres fonctions 16,17,18,19. Il a été démontré que des individus plus grands et plus aptes ingèrent de plus grandes quantités de nectar et de sang lors de l’alimentation et séquestrent les ressources plus efficacement que les individus plus petits, ce qui entraîne une augmentation de la longévité et de lafécondité 20. De plus, ces individus tendent à être plus résistants aux agentspathogènes 21. Cela peut être observé chez plusieurs espèces dans les études sur le stress alimentaire et la compétition larvaire. Aedes aegypti a fourni un régime larvaire de grande quantité et de qualité, a montré des taux de diffusion et de transmission plus faibles pour le virus Zikaet Sindbis 22,23. De même, les Aedes triseriatus élevés avec un régime alimentaire défavorisé en nutrition étaient plus sensibles au virus La Crosse que leurs homologues biennourris 24, et un schéma comparable a été rapporté dans le modèle25 d’infection par Anopheles gambiae-Plasmodium falciparum. Une compétition larvaire accrue entre les espèces inter- et intraspécifiques chez Aedes aegypti et Aedes albopictus a également été associée à une plus grande susceptibilité au virusde la dengue 26. Enfin, il a été démontré que le stress thermique augmente la transmission du virus du Nil occidental chez les membres du complexe d’espèces Culex pipiens 17, et la transmission du paludisme chez Anopheles stephensi27.

Compte tenu des impacts des facteurs environnementaux sur la fitness et la capacité vectorielle des moustiques, les chercheurs doivent prendre en compte la fitness des populations surveillées lors des études écologiques. Plusieurs traits ont été identifiés comme indicatifs de la fitness chez les moustiques et peuvent donc être utilisés dans des études écologiques comparatives. De nombreuses études ont montré que la longueur des ailes prédicte à la fois la masse corporelle et lafécondité 14,28,29,30,31. D’autres traits, tels que la longueur des pattes, la longueur de la trompe et la longueur du corps, ont également montré qu’ils sont corrélés à la formephysique 32,33,34,35. Historiquement, ces méthodes ont impliqué l’utilisation de diapositives analogiques à grille et de lentilles de mesure. Cependant, les logiciels de capture et d’analyse d’images à haut niveau de détail offrent la possibilité d’obtenir des mesures à plus haute résolution des traits avec une plus grande précision et reproductibilité. Ici, nous exposons la méthodologie pour disséquer et mesurer les principaux traits morphologiques utilisés dans notre laboratoire pour la recherche sur les moustiques sauvages collectés dans le cadre d’études écologiques utilisant des logiciels d’analyse d’images pour obtenir des mesures de haute précision.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

REMARQUE : Les insectes sont exemptés de considérations juridiques ou institutionnelles par les conseils d’examen. En conséquence, aucune approbation n’est nécessaire pour ce type de recherche.

1. Dissection et imagerie des moustiques

  1. Transférez les moustiques femelles collectées à l’état sauvage dans une boîte de Petri de 90 mm et placez-les sous un microscope disséquant équipé d’un appareil photo numérique.
    REMARQUE : Ce protocole peut être utilisé aussi bien pour les moustiques élevés en laboratoire que pour les moustiques collectés dans la nature. Toute méthode de collecte de moustiques connue peut être utilisée avec cette méthodologie de dissection.
  2. Ajustez le grossissement en fonction de l’espèce et de l’insecte individuel, puis faites la mise au point de façon à ce que tout le corps du moustique soit visible et occupe la majeure partie du champ de vision de la caméra.
  3. À l’aide de microciseaux, disséquez les tissus/appendices suivants (Figure 1) : patte arrière gauche à la coxa, aile gauche à la base du juge, antenne gauche à l’antennifère et trompe au clypée
  4. Transférez les tissus disséqués sur une culasse montée avec du ruban recto-verso.
  5. Avec les appendices retirés, ajustez le reste du corps du moustique pour que son côté gauche soit visible. Si nécessaire, des membres supplémentaires peuvent être retirés pour permettre au moustique de rester à ras de la boîte de Petri. À l’aide de la caméra du microscope, capturez une image du côté gauche du moustique.
  6. Sans ajuster le grossissement ni la mise au point, retirez la boîte de Petri contenant le moustique et remplacez-la par la lame montée avec les tissus disséqués (antennes, trompe, aile et patte arrière). À l’aide de la caméra du microscope, capturez une image des tissus disséqués.
  7. Sans ajuster le grossissement ni la mise au point, retirez la lame montée avec des moustiques et remplacez-la par la lame d’étalonnage (micromètre de scène). À l’aide de la caméra du microscope, capturez une image de la lame d’étalonnage.
    REMARQUE : L’analyse des images capturées peut se faire à un moment distinct de la dissection.

2. Mesure des caractéristiques des moustiques

  1. Ouvrez les images collectées lors de la dissection des moustiques dans le logiciel d’analyse d’image de l’appareil. Si la caméra du microscope ne comprend pas de logiciel d’analyse d’image, un logiciel autonome tel qu’ImageJ peut être utilisé.
  2. En utilisant l’outil de mesure du logiciel réglé sur pixels, mesurez une section de 1 mm de l’échelle d’étalonnage sur l’image de diapositive de calibration prise. Notez le nombre de pixels par millimètre (px/mm) pour le grossissement et la mise au point de cette image.
  3. Les mesures du moustique peuvent désormais être effectuées. Commencez par mesurer et enregistrer la longueur (en pixels) du thorax et de l’abdomen du moustique dans l’image de profil. La longueur thoracique est mesurée comme la distance entre l’antérieur du thorax et l’arrière du scutellum, vue de côté. La longueur abdominale est la distance entre l’antérieur du scutellum et l’arrière de l’abdomen35. Il peut être nécessaire d’utiliser un outil de mesure multipoint ou plusieurs mesures séparées sur des traits avec des flexions ou des articulations.
  4. Ensuite, effectuez des mesures des appendices du moustique. Commencez par mesurer les longueurs (en pixels) de l’antenne disséquée (distance entre le segment terminal de l’antenne et la base de l’antennifer), de l’aile (distance entre l’incision axiale et la marge apicale), de la patte postérieure (somme des longueurs du tibia et du fémur) et de la trompe (distance entre la base du clypée et la terminaison du labium)32,36.
  5. Divisez les mesures en pixels des traits collectés par la mesure px/mm obtenue à partir de l’image de diapositive d’étalonnage pour obtenir les longueurs des traits en mm.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Notre laboratoire utilise la méthodologie décrite dans deux études écologiques en cours portant sur les impacts de la fragmentation de l’habitat sur la fitness des moustiques ainsi que les impacts des facteurs socio-économiques et sociodémographiques sur l’abondance, la diversité et la forme physique des moustiques. À ce jour, plusieurs centaines de moustiques ont été analysés dans les deux études. Voici ci-dessous des données représentatives issues d’une des études de fragmentation de l...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

La méthodologie décrite ici fournit un moyen d’évaluer les caractéristiques morphologiques des moustiques comme indicateur de la fitness. De telles évaluations sont couramment utilisées dans la recherche écologique sur les insectes, oiseaux, reptiles etplantes 1,37,38,39,40,41. La mesure des principaux traits morphologiques permet aux chercheurs de mener des études comparatives d’écologie sur le terrain ou dans des conditions où les mesures directes de ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucune divulgation ni conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

Cette étude a été soutenue en partie par le programme de recherche intramuros du Département de l’Agriculture des États-Unis, National Institute of Food and Agriculture, Hatch Regular #1024853. Les conclusions et conclusions de cette publication n’ont pas été officiellement diffusées par le Département de l’Agriculture des États-Unis et ne doivent pas être interprétées comme représentant une quelconque décision ou politique d’une agence.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Boîte de Petri 100 mmFischer Scientific08-748C
Microscope disséquant avec caméra montéeAmScope ou équivalentSM-4T-144S
Bande adhésive double face3MNC0879005
Pinces à pointe fineAven inc.18059USATaille 4 ou 5, selon les préférences
Logiciels d’analyse d’imagesAmScope ou équivalentSM-4T-144SDe nombreux appareils montés sur microscpe sont livrés avec des logiciels d’analyse d’image. Si aucune n’est disponible, des programmes gratuits comme ImageJ peuvent être utilisés.
MicrociseauxWexler SurgicalSL2000.1
Lames de microscopeFischer Scientific12-544-4
Lame d’étalonnage de l’étage du microscopeAmScope ou équivalentA36CALM1

Références

  1. Pistón, N., et al. Multidimensional ecological analyses demonstrate how interactions between functional traits shape fitness and life history strategies. J Ecol. 107 (5), 2317-2328 (2019).
  2. Laughlin, D. C., Gremer, J. R., Adler, P. B., Mitchell, R. M., Moore, M. M. The net effect of functional traits on fitness. Trends Ecol Evolut. 35 (11), 1037-1047 (2020).
  3. Chandrasegaran, K., Lahondère, C., Escobar, L. E., Vinauger, C. Linking mosquito ecology, traits, behavior, and disease transmission. Trends Parasitol. 36 (4), 393-403 (2020).
  4. Foote, R. H. Aedes aegypti (L.), the yellow fever mosquito. Its life history, bionomics, and structure. Science. 133 (3463), 1473-1474 (1961).
  5. Valença, M. A., Marteis, L. S., Steffler, L. M., Silva, A. M., Santos, R. L. C. Dynamics and characterization of Aedes aegypti (L.) (Diptera: Culicidae) key breeding sites. Neotropical Entomol. 42 (3), 311-316 (2013).
  6. Brady, O. J., Hay, S. I. The global expansion of dengue: how Aedes aegypti enabled the first pandemic arbovirus. Ann Rev Entomol. 65 (2020), 191-208 (2020).
  7. Barker, C. M., Paulson, S. L., Cantrell, S., Davis, B. S. Habitat preferences and phenology of Ochlerotatus triseriatus and Aedes albopictus (Diptera: Culicidae) in southwestern Virginia. J Med Entomol. 40 (4), 403-410 (2003).
  8. Couret, J., Dotson, E., Benedict, M. Q. Temperature, larval diet, and density effects on development rate and survival of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). PLoS One. 9 (2), e87468(2014).
  9. Reinhold, J. M., Lazzari, C. R., Lahondère, C. Effects of the environmental temperature on Aedes aegypti and Aedes albopictus a review. Insects. 9 (4), 158(2018).
  10. Carrington, L. B., Seifert, S. N., Willits, N. H., Lambrechts, L., Scott, T. W. Large diurnal temperature fluctuations negatively influence Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) life-history traits. J Med Entomol. 50 (1), 43-51 (2013).
  11. Mordecai, E. A., et al. Thermal biology of mosquito-borne disease. Ecol Lett. 22 (10), 1690-1708 (2019).
  12. Price, D. P., Schilkey, F. D., Ulanov, A., Hansen, I. A. Small mosquitoes, large implications: crowding and starvation affects gene expression and nutrient accumulation in Aedes aegypti. Parasites Vectors. 8 (1), 252(2015).
  13. Huxley, P. J., Murray, K. A., Pawar, S., Cator, L. J. Competition and resource depletion shape the thermal response of population fitness in Aedes aegypti. Comm Biol. 5 (1), 66(2022).
  14. Briegel, H. Fecundity metabolism, and body size in Anopheles (Diptera: Culicidae), vectors of malaria. J Med Entomol. 27 (5), 839-850 (1990).
  15. Carvajal-Lago, L., Ruiz-López, M. J., Figuerola, J., Martínez-dela Puente, J. Implications of diet on mosquito life history traits and pathogen transmission. Environ Res. 195, 110893(2021).
  16. Hurd, H., Taylor, P. J., Adams, D., Underhill, A., Eggleston, P. Evaluating the costs of mosquito resistance to malaria parasites. Evolution. 59 (12), 2560-2572 (2005).
  17. Ciota, A. T., Ehrbar, D. J., Matacchiero, A. C., Van Slyke, G. A., Kramer, L. D. The evolution of virulence of West Nile virus in a mosquito vector: implications for arbovirus adaptation and evolution. BMC Evo Biol. 13 (1), 71(2013).
  18. Maciel-de-Freitas, R., Koella, J. C., Lourenço-de-Oliveira, R. Lower survival rate, longevity and fecundity of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) females orally challenged with dengue virus serotype 2. Trans Royal Soc Tropical Med Hygiene. 105 (8), 452-458 (2011).
  19. Delhaye, J., Aletti, C., Glaizot, O., Christe, P. Exposure of the mosquito vector Culex pipiens to the malaria parasite Plasmodium relictum: effect of infected blood intake on immune and antioxidant defences, fecundity and survival. Parasites Vectors. 9 (1), 616(2016).
  20. Takken, W., Klowden, M. J., Chambers, G. M. Articles: effect of body size on host seeking and blood meal utilization in Anopheles gambiae sensu stricto (Diptera: Culicidae): the disadvantage of being small. J Med Entomol. 35 (5), 639-645 (1998).
  21. Ponton, F., et al. Integrating nutrition and immunology: A new frontier. J Insect Physiol. 59 (2), 130-137 (2013).
  22. Paige, A. S., Bellamy, S. K., Alto, B. W., Dean, C. L., Yee, D. A. Linking nutrient stoichiometry to Zika virus transmission in a mosquito. Oecologia. 191 (1), 1-10 (2019).
  23. Muturi, E. J., Kim, C. H., Alto, B. W., Berenbaum, M. R., Schuler, M. A. Larval environmental stress alters Aedes aegypti competence for Sindbis virus. Trop Med Int Health. 16 (8), 955-964 (2011).
  24. Grimstad, P. R., Walker, E. D. Aedes triseriatus (Diptera: Culicidae) and La Crosse virus. IV. Nutritional deprivation of larvae affects the adult barriers to infection and transmission. J Med Entomol. 28 (3), 378-386 (1991).
  25. Vantaux, A., Ouattarra, I., Lefèvre, T., Dabiré, K. R. Effects of larvicidal and larval nutritional stresses on Anopheles gambiae development, survival and competence for Plasmodium falciparum. Parasites Vectors. 9 (1), 226(2016).
  26. Alto, B. W., Lounibos, L. P., Mores, C. N., Reiskind, M. H. Larval competition alters susceptibility of adult Aedes mosquitoes to dengue infection. Proc Royal Soc B Biol Sci. 275 (1633), 463-471 (2007).
  27. Lemos-Silva, T., De Neef, E., Valgaerts, Y., Simões, M. L. Fluctuating warm and humid conditions differentially impact immunity and development in the malaria vector Anopheles stephensi. Global Change Biol. 31 (8), e70382(2025).
  28. Koella, J. C., Lyimo, E. O. Variability in the relationship between weight and wing length of Anopheles gambiae (Diptera Culicidae). )J Med Entomol. 33 (2), 261-264 (1996).
  29. Packer, M. J., Corbet, P. S. Size variation and reproductive success of female Aedes punctor (Diptera: Culicidae). )Ecol Entomol. 14 (3), 297-309 (1989).
  30. Blackmore, M. S., Lord, C. C. The relationship between size and fecundity in Aedes albopictus. J Vector Ecol J Soc Vector Ecol. 25 (2), 212-217 (2000).
  31. Armbruster, P., Hutchinson, R. A. Pupal mass and wing length as indicators of fecundity in Aedes albopictus and Aedes geniculatus (Diptera: Culicidae). )J Med Entomol. 39 (4), 699-704 (2002).
  32. Wheeler, D., Wong, A., Ribeiro, J. M. C. Scaling of feeding and reproductive structures in the mosquito Aedes aegypti L (Diptera: Culicidae). J Kansas Entomol Soc. 66 (1), 121-124 (1993).
  33. Gunathilaka, N., Upulika, H., Udayanga, L., Amarasinghe, D. Effect of larval nutritional regimes on morphometry and vectorial capacity of Aedes aegypti for dengue transmission. BioMed Res Int. 2019 (1), 3607342(2019).
  34. Barr, J. S., et al. Temperature and age, individually and interactively, shape the size, weight, and body composition of adult female mosquitoes. J Insect Physiol. 148, 104525(2023).
  35. Yeap, H. L., Endersby, N. M., Johnson, P. H., Ritchie, S. A., Hoffmann, A. A. Body size and wing shape measurements as quality indicators of Aedes aegypti mosquitoes destined for field release. Am Soc Tropical Med Hygiene. 89 (1), 78-92 (2013).
  36. Nasci, R. S. Relationship of Wing Length to Adult Dry Weight in Several Mosquito Species (Diptera: Culicidae)). J Med Entomol. 27 (4), 716-719 (1990).
  37. Wall, R., Begon, M. Population density, phenotype and reproductive output in the grasshopper Chorthippus brunneus. Ecol Entomol. 12 (3), 331-339 (1987).
  38. Branson, D. H. Influence of individual body size on reproductive traits in melanopline grasshoppers (Orthoptera: Acrididae)). J Orthoptera Res. 17 (2), 259-263 (2008).
  39. Meza-Joya, F. L., Morgan-Richards, M., Trewick, S. A. Relationships among body size components of three flightless New Zealand grasshopper species (Orthoptera, Acrididae) and their ecological applications. J Orthoptera Res. 31 (1), 91-103 (2022).
  40. Swartz, T. M., Gleditsch, J. M., Behm, J. E. A functional trait approach reveals the effects of landscape context on ecosystem services provided by urban birds. Landscape Urban Planning. 234, 104724(2023).
  41. Patankar, S., Jambhekar, R., Suryawanshi, K. R., Nagendra, H. Which traits influence bird survival in the city. A review Land. 10 (2), 92(2021).
  42. Mondor, E. B., Messing, R. H. Direct vs. inclusive fitness in the evolution of aphid cornicle length. J Evo Biol. 20 (2), 807-812 (2007).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Morphométrie des moustiquesCaractéristiques morphologiquesSurveillance des moustiquesAnalyse d'imagesCapacité vectorielleApplication d'insecticidesStress nutritionnelChangements d'habitatÉvaluation de la fitnessTransmission d'agents pathogènes

Cet article a été publié

Vidéo bientôt disponible

Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.