Guérison améliorée par un patch électromagnétique flexible des plaies cutanées d’épaisseur complète chez les rats

Chenxing Zhang; Jiahui Ma; Zhichao Ma; Guozhong Lyu

doi:10.3791/69605

Article de méthode

Guérison améliorée par un patch électromagnétique flexible des plaies cutanées d’épaisseur complète chez les rats

DOI :

10.3791/69605

⸱

27 février 2026

Chenxing Zhang^*¹ , Jiahui Ma^*¹ , Zhichao Ma¹ , Guozhong Lyu²

¹Wuxi School of Medicine, Jiangnan University, ²Engineering Research Center of the Ministry of Education for Wound Repair Technology, Jiangnan University, Affiliated Hospital of Jiangnan University

^* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole démontre une méthode pour créer des plaies cutanées circulaires d’épaisseur complète chez les rats et améliorer leur cicatrisation à l’aide d’un patch en cuivre flexible qui délivre un champ électromagnétique pulsé.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les plaies cutanées chroniques et grandes présentent des défis cliniques importants en raison d’un retard de guérison et d’un risque élevé d’infection. La thérapie par champ électromagnétique pulsé (PEMF) est une approche non invasive qui peut favoriser la réparation tissulaire. Cette étude décrit un protocole reproductible de modèle de plaie de rat utilisant un patch flexible imprimé en cuivre connecté à un contrôleur PCB personnalisé pour délivrer une stimulation PEMF localisée aux plaies dorsales d’épaisseur complète. La blessure controlatérale servait de témoin non traité. La progression de la cicatrisation a été évaluée par des photographies régulières et des mesures de la surface de la plaie. Le protocole offre un système pratique et adaptable pour évaluer et optimiser les thérapies basées sur le PEMF in vivo dans diverses conditions, avec un accent sur l’application localisée et l’ajustement des paramètres pour la médecine régénérative. La sélection des paramètres s’est basée sur un écran CCK-8 orthogonal de prolifération des fibroblastes testant 0,25-1,3 mT, 10-40 Hz, et 30-90 min/jour ; l’analyse à effet principal a identifié 1,3 mT, 30 Hz et 60 min/jour comme niveaux optimaux, qui ont été adoptés pour les tests in vivo .

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les plaies cutanées chroniques (comme les ulcères diabétiques) sont un problème de santé croissant, conduisant souvent à une guérison altérée, à une infection ou à une^{amputation 1}. Les traitements traditionnels peuvent être longs et coûteux, suscitant l’intérêt pour des thérapies complémentaires qui peuvent accélérer la réparation^{tissulaire 2}. La thérapie par champs électromagnétiques est l’une de ces approches, non invasive et ayant démontré des effets pro-guérisseurs tant en contexte préclinique que^clinique 2,3,4,5. Les champs électromagnétiques pulsés (PEMF) dans la plage de fréquences extrêmement basse (~1-100 Hz) peuvent stimuler des processus cellulaires importants pour la réparation, notamment l’angiogenèse et la libération^{de facteurs de croissance} ^2,6,7.

Par exemple, l’exposition au PEMF a considérablement accéléré la fermeture des plaies chez les rongeurs diabétiques et en bonne santé en augmentant à la hausse le facteur de croissance des fibroblastes 2 (FGF-2) et en augmentant l’angiogenèse⁸. De même, dans le modèle de guérison altérée (par exemple, rats diabétiques), il a été démontré que le traitement PEMF améliore les taux de guérison et augmente la résistance à la traction des tissus nouvellement^{formés 9}. Cliniquement, la thérapie PEMF a été explorée chez des patients atteints de plaies chroniques. Un essai pilote randomisé chez des patients diabétiques atteints d’ulcères du pied a rapporté une augmentation du flux sanguin microcirculatoire et une tendance à une fermeture plus rapide des plaies sous exposition au^{PEMF 10}. En général, la PEMF a également montré des effets bénéfiques sur d’autres types de plaies, par exemple, une cicatrisation améliorée a été observée dans les brûlures traitées avec des champs magnétiques^{pulsés 11}. Ces études soulignent collectivement le potentiel de la stimulation électromagnétique comme thérapie complémentaire pour les soins des plaies 8,9,10,11.

Comparé aux stimulateurs filaires conventionnels, l’actionnement magnétique élimine le besoin de connecteurs transcutanés et réduit le risque de complications liées au matériel. Les systèmes magnétiques sans fil ont permis une stimulation spécifique aux tissus dans d’autres contextes, par exemple, un conduit conducteur de guidage nerveux peut générer des microcourants induits sous un champ magnétique alternatif, l’amplitude du courant étant déterminée indirectement par les paramètres^{du champ 12}. Les stratégies magnétiques peuvent également soutenir la vascularisation — un goulot d’étranglement crucial dans la guérison cutanée — car des champs magnétiques statiques ou dynamiques, seuls ou en combinaison avec des biomatériaux magnétiquement sensibles, ont démontré leur capacité à moduler le comportement endothélial et la signalisation^{angiogénique 13}. Ces précédents ont motivé notre développement d’une approche portable : un patch à spirale conforme, amovible, qui concentre le PEMF sur le lit de la plaie tout en préservant la non-invasion et la programmabilité^{externe 12,13}. Dans le protocole suivant, nous détaillons les étapes pour mettre en œuvre cette thérapie PEMF dans un modèle de plaie à pleine épaisseur chez le rat, incluant l’application du dispositif, le protocole de stimulation et l’évaluation des résultats.

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Protocole

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Toutes les procédures animales ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université du Jiangnan (JN. No2025-0630S0360-915[408]). Nous avons mis en œuvre le protocole avec des rats mâles SD (6-8 semaines, environ 200-250 g). Avant l’expérimentation, les rats étaient hébergés individuellement avec un accès libre à la nourriture et à l’eau, maintenu sur un cycle clair/obscur de 12 heures, conformément au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.

1. Création de plaies excisionnelles à pleine épaisseur

Préparez le terrain animal et chirurgical.
1. Induire une anesthésie avec 3-4 % d’isoflurane dans une chambre d’induction. Après la perte du réflexe de redressement, maintenir l’anesthésie à ~2 % via le cône du nez.
2. Placez le rat en position allongée sur une surface chirurgicale stérile. Rasez la région thoracique dorsale (omoplates jusqu’à la région lombaire moyenne, y compris les flancs) à l’aide d’une tondeuse électrique.
3. NOTE : Retirez la fourrure d’au moins 5 × 5 cm de chaque côté de la ligne médiane pour permettre un accès chirurgical clair et un placement en spirale.
4. Désinfectez la zone rasée avec de l’éthanol à 70 % suivi d’une solution d’iodophore. Répétez le frottage éthanol/iode trois fois, en terminant par de l’iode.
5. Recouvrez le champ chirurgical de gaze stérile, en ne laissant exposés que les sites de plaie prévus.
Créez des plaies excisionnelles bilatérales à pleine épaisseur.
1. Dessinez deux cercles de 2 cm de diamètre sur les flancs dorsaux à l’aide d’un marqueur chirurgical stérile, en positionnant un de chaque côté de la ligne médiane derrière les membres antérieurs.
  REMARQUE : Assurez-vous que les deux cercles sont de taille égale et positionnés symétriquement pour permettre la comparaison à l’intérieur des animaux^14,15.
2. Retirez la zone ronde marquée de la peau à l’aide de ciseaux stériles ou d’un scalpel. Retirez l’épiderme, le derme et le panniculus carnois pour créer une plaie d’épaisseur complète (~3,14 cm²).
3. Atteignez l’hémostasie en appliquant une pression douce avec une gaze stérile. Créez une blessure identique de 2 cm sur le flanc controlatéral en utilisant la même technique.
  REMARQUE : Le lit de la plaie doit être composé d’un fascia ou d’un muscle exposé sans derme résiduel.
4. Administrez des analgésiques postopératoires immédiatement après la création de la plaie (par exemple, lidocaïne 4 mg/kg par voie sous-cutanée).
Attribuez des groupes expérimentaux.
1. Utilisez un plan interne au sujet où une plaie reçoit un traitement PEMF et la plaie controlatérale sert de témoin.
2. Inclure une cohorte distincte recevant un dispositif simulé (bobine identique non alimentée) pour contrôler la présence de l’appareil.
3. Maintenir des contrôles non traités ou simulés pour distinguer les effets électromagnétiques des effets de manipulation ou de pansement.

2. Application du dispositif PEMF

Pansez la plaie et positionnez la bobine.
1. Placez une gaze fine stérile ou un film semi-perméable directement sur la plaie destinée au traitement PEMF. Assurez-vous de couvrir complètement le lit de la plaie.
2. Positionnez la boucle flexible en cuivre sur la plaque pansée (Figure 1). Centrez la bobine de façon à ce que la plaie soit située sous le milieu de la bobine.
  REMARQUE : Le diamètre de la bobine (~5 cm) peut dépasser les bords de la plaque ; Assurez-vous que la blessure reste dans la zone de champ magnétique efficace.
Sécurise la bobine.
1. Fixez la bobine à l’aide d’un ruban adhésif médical délicatement enroulé autour du torse. Maintenez un contact étroit entre la résistance et le pansement sans comprimer le thorax.
2. Placez une bande flexible en aluminium sur la résistance pour stabiliser la position si nécessaire. Évitez de restreindre la respiration ou la circulation sanguine locale.
3. Éloignez les fils de plomb du corps (par exemple, vers la tête) pour éviter l’emmêlement.
Administrez la stimulation PEMF.
1. Connectez la bobine au contrôleur du circuit imprimé (Figure 2) et activez l’appareil. Réglez les paramètres de stimulation à une fréquence de 30 Hz et une intensité de champ magnétique de ~1,3 mT pendant 60 min/jour.
2. Effectuez des séances de stimulation à la même heure chaque jour (±1 heure) pour maintenir des intervalles réguliers.
  REMARQUE : Ces paramètres ont été sélectionnés sur la base d’un criblage CCK-8 orthogonal (0,25-1,3 mT, 10-40 Hz, 30-90 min/jour, Tableau 1) identifiant 1,3 mT, 30 Hz et 60 min/jour comme optimaux (Tableau 2).
3. Placez une bobine inactive identique sur la prise de contrôle pendant 1 heure pour fournir un traitement simulé. Marquez clairement la cobole factice pour éviter toute confusion.
Retirez l’appareil et inspectez la plaie.
1. Éteins la manette après 60 minutes. Retirez soigneusement la résistance et les matériaux adhésifs.
2. Inspectez la plaie pour détecter des saignements, un œdème ou des effets indésirables. Remplacez la gaze stérile si nécessaire.
  REMARQUE : La température de surface de la bobine reste proche de l’ambiance pendant une heure de stimulation ; aucun chauffage significatif n’a été observé.
Assurez des soins post-traitement.
1. Ajustez un collier élisabéthain pour éviter l’auto-traumatisme. Assurez-vous d’un bon ajustement sans compromettre la respiration ou l’alimentation.
2. Enroulez légèrement la gaze autour des membres postérieurs pour réduire les grattements des blessures dorsales.
3. Surveillez le rat jusqu’à ce qu’il soit complètement remis de l’anesthésie. Poursuivez l’analgésie (par exemple, lidocaïne 4 mg/kg toutes les 12 heures pendant 2-3 jours ou selon le protocole institutionnel).
4. Répétez les traitements PEMF quotidiens pendant toute la durée de l’étude (par exemple, 14 jours).

3. Surveillance des blessures et collecte de données

Capturez des images de blessures.
1. Photographier les blessures à 0, 3, 7, 10 et 14 jours après la blessure. Anesthésiez légèrement les animaux si nécessaire pour éviter de bouger.
2. Inclure une échelle de mesure dans chaque image et positionner la caméra perpendiculairement à la blessure à une distance^{fixe 14,15}.
Mesurez la surface de la blessure.
1. Calibrez l’échelle de l’image dans ImageJ à l’aide de la règle de référence. Tracez les marges de la plaie pour calculer la surface en mm².
2. Enregistrez la surface de la plaie à chaque moment et calculez le pourcentage de fermeture par rapport à la ligne de base.
3. Comparez quantitativement les plaies traitées par PEMF et celles témoins.
Prélève des tissus pour l’histologie (optionnel).
1. Euthanasiez les animaux au point final de l’expérience selon les procédures approuvées par l’IACUC.
2. Retirer des échantillons de tissu de la plaie et fixer dans du formol pour le traitement histologique.
3. Effectuer l’inclusion et la coloration de paraffine (par exemple, H&E, Trichrome de Masson) pour évaluer le dépôt de collagène, la réépithélialisation et l’angiogenèse^13,16.

4. Analyse et interprétation des données

Générez des courbes de fermeture de plaie.
1. Tracez le pourcentage de fermeture des blessures au fil du temps pour chaque groupe.
2. Calculez le taux de guérison et le temps jusqu’aux seuils de fermeture prédéfinis.
Effectuer une analyse statistique.
1. Compilez les données de surface de plaie pour tous les animaux et calculez la moyenne ± de la DS à chaque moment.
2. Confirmer la normalité (test de Shapiro-Wilk) et l’homogénéité de la variance (test de Levene).
3. Analysez les différences en utilisant une ANOVA bidirectionnelle avec les facteurs « Traitement » et « Temps ». Effectuez les tests post-hoc de Tukey si une interaction significative est détectée.
4. Définissons la signification statistique comme *p < 0,05 et **p < 0,01.

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Résultats

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Dans ce modèle de plaie de rat à pleine épaisseur, une thérapie PEMF quotidienne via un patch flexible en spirale a permis une fermeture de la plaie nettement plus rapide que chez les témoins. Pour évaluer rigoureusement l’effet, les rats ont été répartis en trois groupes selon le plan expérimental décrit dans la section Protocole : un groupe témoin au sein du sujet (où chaque rat présentait une plaie traitée par PEMF et une plaie controlatérale non traitée, données regroupées pour analy...

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Discussion

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Les étapes cruciales incluent la création de foulures symétriques à pleine épaisseur, la garantie que la bobine est placée sur une barrière stérile sans espaces, et le maintien d’une exposition quotidienne constante ; Les écarts peuvent réduire la livraison sur le terrain et augmenter la variabilité des résultats de cicatrisation.

Ce travail présente plusieurs limites qui doivent être prises en compte lors de l’interprétation des résultats et de l’évaluation d...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun conflit d’intérêts ni d’intérêt financier dans les produits ou dispositifs utilisés dans cette étude. Le dispositif PEMF personnalisé décrit est à des fins de recherche et n’est pas commercialement affilié.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous remercions le Dr Zhang pour ses discussions éclairantes et le Dr Fu pour son aide dans les soins et l’histologie des animaux. Ce travail a été soutenu par le programme national de recherche et développement (2022YFC3006200) de Chine. Les auteurs remercient également le personnel de l’établissement animalier de la Wuxi School of Medicine de l’Université Jiangnan pour son soutien lors des expériences in vivo .

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Plaques de culture cellulaire à 96 puits	BaiDi	H908002	Pour le test CCK-8
LAMES DE MICROSCOPE À ADHÉRENCE	; CITOTESTO	P/N.80312-3161	Équipement pour ; H& Coloration E/Masson
Analgésique (injection de chlorhydrate de lidocaïne)	HUAMU	70011657	Analgésique opioïde, 4 mg/kg (pour le contrôle de la douleur)
Machine d’anesthésie	Sciences de la vie RWD (Shenzhen, CN)	R520-ISO ;	Vaporisateur à isoflurane avec apport en oxygène
Machine automatisée de coloration immunohistochimique	Leica	21.2201	; coloration immunohistochimique automatisée & nbsp ;
Perforateur de biopsie (20 mm)	Integra Miltex	#33-37	Perforatrice circulaire à peau, diamètre de 2 cm
Appareil photo, numérique	Huawei Mate 70 Pro	N/A	&ge ; 12 MP pour l’imagerie des plaies
Anticorps CD31	Abcam	ab182981	Marceur endothélial pour l’IHC (Figure 4B)
Anticorps CD34	Abcam	ab81289	Marceur endothélial pour l’IHC (Figure 4B)
Kit de comptage cellulaire-8 (CCK-8)	Biosharp	BS350B	Utilisé pour le dépistage in vitro des paramètres PEMF (OD450)
Plat de culture cellulaire (10 cm)	BaiDi	H802004	Un bol de culture tissulaire de 10 cm (100 mm) pour la culture de fibroblastes ;
Milieu de culture cellulaire (par exemple, DMEM + FBS)	BaiDi	L100-500	Pour la culture de fibroblastes dans le dépistage CCK-8
Incubateur à CO2	Thermo	BB150-2TCS-L	Pour la culture des fibroblastes
Bobine, cuivre flexible	Fabrication sur mesure (en interne)	N/A	Bobine imprimée en spirale (5 cm de diamètre, polyimide)
Carte contrôleur (générateur PEMF)	Conception sur mesure (conception interne)	N/A	PCB personnalisé, entraîne la bobine à 30 Hz, ~1,3 mT
Tondeuse électrique à cheveux	Wahl ou Oster (toilettage des animaux)	Modèle 9160 & nbsp ;	Tondeuse de toilettage pour animaux afin de raser la fourrure
Collier élisabéthain (rongeur)	MukeBio	MK-EC-01	Prévenir les interférences de la plaie
Station d’Immersion	Epredia HistoStar	A81000002	Traitement pour l’histologie (si réalisé)
; Masque facial	Vedeng	V531596	Maintenir l’anesthésie
Fibroblastes (lignée cellulaire L929)	Procell	CL-0137	Cellules utilisées pour le dépistage de la prolifération CCK-8
Logiciels de simulation par éléments finis (par exemple, COMSOL Multiphysics)	COMSOL	CM010004	Simulation du champ magnétique (Figure 5B-C)
Attelle flexible en bande en aluminium	Deargo	1592	Support pour éviter le déplacement de la bobine
Pinces	Majestueux	01625	Pour manipuler la peau et les pansements pendant la chirurgie
Hématoxyline & Hématoxyline Éosine (H& ; E) Teinture et étanchéité automatiques	DRS-Prisma-P+FILM	61770249	Consommable pour la coloration histologique de routine
Logiciels d’analyse d’images	Instituts nationaux de la santé	Version 1.54 & nbsp ;	Pour la mesure de la surface de la plaie (par exemple, ImageJ)
Logiciels d’analyse d’images	Instituts nationaux de la santé	Version 1.54	Pour la mesure de la surface de la plaie (par exemple, ImageJ)
Chambre d’induction	Sciences de la vie RWD (Shenzhen, CN)	802-00132-00	Induction d’anesthésie à l’isoflurane
Caméra thermique infrarouge	HIKMICRO	H11	Surveillez la température de surface de la bobine (Figure 5A)
Désinfectant à l’iode Povidone 10 %	HYNAUT	N/A	Antiseptique cutané (iodophore)
Isoflurane	Sciences de la vie RWD (Shenzhen, CN)	20037015	Anesthésique inhalatoire (qualité USP)
Injection de lidocaïne 10 %	SANMA	N/A	Pour les analgésies postopératoires
Kit de coloration trichrome de Masson	BASO	C250202	Consommable pour la visualisation du collagène/ECM
Marqueur et règle de peau médicale	Tondaus	N/A	Inclure l’échelle dans les photographies de blessures
Lecteur de microplaques	Thermo	A51119500C	Pour la mesure OD450 dans le test CCK-8
Microtome	Epredia HM 340E	23900670	Césarienne pour histologie/IHC (si réalisée)
Fixateur tissulaire polyformaldéhyde	Partager-bio	SB-C009	Fixation des échantillons de tissus animaux
Cage pour rats	FengQiao	CP-JM	Cage standard pour un logement individuel.
Rats, Sprague Dawley (mâle, 6 et ndash ; 8 semaines)	WeiJingyu SUZHOU	SCXK2024-0004	200&ndash ; 250 g ; logés individuellement ; Utilisation approuvée par l’IACUC
Scalpel	Jinhuan	35W0602	Pour la création de plaies excisionnelles
Enroulement semi-perméable	ZD	Q20189	Barrière alternative à la plaie
Logiciels d’analyse statistique (par exemple, GraphPad Prism ou R)	Logiciel Mackeiv	10.6.9(890)	ANOVA bidirectionnelle et comparaisons multiples post hoc
Gaze stérile	ZD	3141626	Pansement/barrière protectrice pour plaies
Rideaux chirurgicaux stériles	ZD	V271617	Pour drapé le champ chirurgical après la préparation de la peau
Ciseaux chirurgicaux	Majestueux	01627	Pour la création de plaies excisionnelles
Seringues et aiguilles	MINANK	20193141643	Pour l’administration d’analgésique sous-cutané
Scanner à diapositives entières	3DHISTECH	N/A	Numérisation numérique des diapositives

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

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Guérison améliorée par un patch électromagnétique flexible des plaies cutanées d’épaisseur complète chez les rats

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