Article de méthode

Sang de tiques passant par une membrane artificielle sur une chambre imprimée en 3D dans la recherche sur les tiques ixodides

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DOI :

10.3791/69606

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20 mars 2026

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1Department of Entomology, University of Arizona, 2Department of Entomology, Kansas State University

Dans cet article

Résumé

Cette méthode décrit le développement d’un système d’alimentation sanguine in vitro pour tiques intégrant une chambre imprimée en 3D et une membrane en silicone fabriquée en laboratoire. Le système permet l’alimentation artificielle des tiques, permettant un échantillonnage facile à différents stades d’alimentation et utilisant de faibles volumes de sang, fournissant un outil inestimable pour étudier les tiques ixodidés.

Résumé

Ce travail présente un protocole détaillé pour un système d’alimentation en tiques via une membrane en silicone artificielle utilisant une chambre imprimée en 3D créée à partir de résine photopolymère haute résolution. La méthode comprend la conception de la chambre d’alimentation, la préparation de la membrane en silicone, l’assemblage du système et des conditions optimisées pour l’alimentation des tiques. Les tiques sont l’un des principaux vecteurs de maladies aux États-Unis et dans le monde entier. La recherche sur les tiques est essentielle pour développer des stratégies efficaces afin de prévenir et de réduire l’incidence des maladies transmises par les tiques. En tant qu’ectoparasites hématophages obligatoires, les tiques doivent se nourrir de sang pour survivre et ainsi transmettre la maladie, faisant de l’alimentation sanguine un processus fondamental lors de l’étude des interactions vecteur-hôte, de la transmission des agents pathogènes, ainsi que de la biologie, de la physiologie et de la morphologie anatomique des tiques. Les systèmes d’alimentation des tiques avec membrane en silicone ont été largement utilisés et perfectionnés au cours des dernières décennies. Cependant, de nombreux systèmes existants sont adaptés à une seule espèce de tique, à un stade de vie ou à un ensemble spécifique de conditions. Le système d’alimentation des tiques décrit dans ce protocole a été utilisé avec succès pour obtenir des spécimens partiellement nourris et entièrement engorgés de plusieurs des espèces vectrices de tiques les plus importantes aux États-Unis, notamment Amblyomma americanum, A. maculatum, Ixodes scapularis et Rhipicephalus sanguineus adultes. Le système a montré des résultats efficaces dans l’initiation de l’alimentation des adultes Dermacentor variabilis et de la nymphale A. americanum, avec les taux d’alimentation les plus élevés (>85 %) observés chez les adultes d’A. americanum. Par conséquent, la chambre d’alimentation développée dans cette étude est adaptable à un faible volume de sang différent, jusqu’à 100 μL, ce qui est crucial dans la transmission des pathogènes et les études toxicologiques. Le couvercle transparent, avec une hauteur minimale de la chambre, facilitait l’observation des tiques pendant la durée de l’alimentation des tiques.

Introduction

Les tiques sont des ectoparasites sanguins obligatoires capables de transporter et transmettre une grande variété d’agents pathogènes, y compris des bactéries, des virus et des parasites qui causent des maladies aux animaux et aux humainsdans le monde entier 1,2,3,4. En tant que premier vecteur de maladie aux États-Unis, deuxième seulement après les moustiques dans le reste du monde 2,3,5, plusieurs espèces de tiques peuvent transmettre des maladies associées aux agents pathogènes, tandis que d’autres espèces sont également connues pour induire des maladies non transmissibles telles que le syndrome alpha-gal (AGS, également appelé allergie à la viande rouge), qui a été de plus en plus rapporté dans le monde cesdernières années6, 7,8,9,10,11,12,13,14,15,16. La recherche visant à comprendre la biologie, la physiologie, la génétique et la compétence en vecteurs des tiques est essentielle pour élaborer des stratégies visant à réduire le fardeau économique et sanitaire des maladies transmissibles et non transmissibles transmissibles par les tiques. L’étude des interactions entre tiques et hôtes nécessite souvent des tiques partiellement nourries ou complètement engorgées pour répondre à des questions de recherche spécifiques. Cela peut être réalisé par l’alimentation d’animaux vivants, permettant aux tiques de compléter leur cycle de viecomplet 17. Bien que l’utilisation d’animaux vivants pour l’alimentation des tiques soit très efficace pour développer et maintenir des colonies de tiques18,19, elle peut être difficile à mettre en œuvre et ne pas s’appliquer à toutes les hypothèses de recherche en raison des limitations de disponibilité des hôtes et des réglementations de l’établissement. Plus important encore, la mise en œuvre réussie de systèmes d’alimentation in vitro pour les tiques contribue à réduire l’utilisation d’animaux vivants, ce qui constitue un objectif important dans la recherche dans le cadre « Alternative à l’utilisation animale (3R) » (remplacer, réduire, affiner)20.

Il existe de nombreux avantages à utiliser des systèmes d’alimentation par membrane artificielle pour les tiques en recherche, offrant de larges opportunités pour répondre à un large éventail de questions scientifiques. Celles-ci peuvent être résumées de manière générale en trois groupes ; (1) évaluation de l’effet sur la variation sanguine de l’hôte et les interactions vecteur-hôte, en utilisant différentes sources sanguines, telles que la production d’alpha-gal de tiques pendant l’alimentation21, (2) évaluation de la toxicité par acaricide par la délivrance de composés dans le sang22 et la récupération des composés sécrétés par les tiques pendant l’alimentationsanguine 23, (3) évaluation de la compétence des vecteurs, par la délivrance d’agents pathogènes par acquisition naturelle lors de l’alimentationsanguine 24, 25, 26, 27, entre autres. De plus, la nature du système d’alimentation par membrane artificielle permet de tester à grande échelle divers traitements et concentrations sans introduire de variations liées à l’hôte, à petite échelle et en volume, réduisant ainsi le besoin d’animaux vivants.

Les systèmes d’alimentation des tiques par membranes artificielles ont été largement utilisés en recherche et pour soutenir l’élevage de colonies de tiques 19,28,29, permettant dans certains cas de compléter le long cycle de vie de latique 30,31. De nombreux protocoles d’optimisation des systèmes d’alimentation des tiques et de leurs matériaux ont été rapportés pour différentes espèces de tiques 32,33,34. Néanmoins, il est bien connu que l’alimentation in vitro des tiques peut varier fortement selon les conditions du système, les matériaux utilisés et, surtout, les espèces et les stades34 des tiques. De plus, de nombreux systèmes reposent sur de grands volumes de sang, comme les systèmes à fluxcontinu 27, qui sont très efficaces mais peuvent coûter cher en raison des volumes sanguins importants nécessaires. Ce protocole détaille un système d’alimentation par membrane artificielle qui a démontré son efficacité avec les stades adultes de cinq espèces différentes de vecteurs de la maladie des tiques aux États-Unis. Cela inclut Amblyomma americanum, A. maculatum, Ixodes scapularis, Rhipicephalus sanguineus et Dermacentor variabilis.

Protocole

Des expériences d’alimentation des tiques ont été réalisées à l’aide de sang bovin défibriné disponible dans le commerce (Hemostat Laboratories, CA, USA) et du sang humain défibriné (Bioivt, CA, USA), qui collectent et traitent le sang conformément aux protocoles et directives approuvés par le Comité de soins et d’utilisation des animaux institutionnels (IACUC) et du Comité d’examen institutionnel (IRB). Aucun vertébré vivant n’a été utilisé pour nourrir les tiques dans cette étude. Toutes les tiques utilisées dans ce protocole ont été achetées auprès de l’établissement d’élevage de tiques de l’Université d’État de l’Oklahoma. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Chambres d’alimentation des tiques

  1. Concevez les chambres à l’aide d’un logiciel de conception 3D gratuit pour les adapter à une boîte de Petri de 35 mm x 10 mm. Les dimensions des pièces imprimées (Figure 1A) sont les suivantes : corps de chambre (partie i) 25 mm (diamètre intérieur) x 20 mm (haut), avec une épaisseur de paroi de 3 mm à la base et 6 mm d’épaisseur à l’anneau supérieur du couvercle ( partie ii), 30 mm (diamètre intérieur) x 5 mm (haut) et 3,5 mm d’épaisseur de paroi (partie iii), 31 mm (diamètre intérieur) x 5 mm (haut) et 3 mm d’épaisseur de paroi.
    REMARQUE : L’anneau de couvercle comprend quatre ouvertures circulaires de 3 mm (diamètre) x 2 mm (hauteur) en haut pour placer des aimants. Le dessus de la chambre possède également des ouvertures de la même taille pour fixer les aimants (Figure 1B). La conception du modèle 3D doit être enregistrée sous forme de fichier .stl , le format de fichier d’impression 3D le plus courant. Les fichiers contenant la conception 3D utilisée dans ce protocole seront fournis sur demande.
  2. Chambres d’impression utilisant une imprimante 3D LCD 10" 14K avec résines photopolymères grises ou blanches (Figure 1A) ou une autre imprimante/service 3D haute résolution qui imprime des modèles 3D à partir d’un fichier .stl.
    REMARQUE : Ce protocole utilisait les services d’impression et les résines de l’Université d’Arizona. L’utilisation de résines haute résolution permet la création de chambres détaillées et durables.
  3. À l’aide de gants, assurez-vous qu’il n’y a pas de résidus de résine sur les pièces avant l’assemblage en lavant et, si besoin, en ponçant doucement avec du papier de verre fin (grain 180 à 200). Assurez-vous que le fond plat de la partie i (Figure 1A) soit lisse. Cela garantit une bonne adhérence de la membrane en silicone, réduisant ainsi le risque de fuite.
  4. Exposez toutes les pièces sèches à la lumière UV pendant 10 minutes pour assurer une polymérisation complète de la résine.
    REMARQUE : La plupart des services d’impression 3D utilisant des résines toxiques pour l’impression utilisent la lumière UV pour durcir la résine (durcissant les modèles et éliminant la toxicité de la résine) ; cependant, il arrive qu’il reste « pas complètement guéri ». Un modèle non complètement durci restera légèrement collant au toucher et peut contenir une résine non polarisée, qui peut être toxique ou provoquer des irritations lors de la manipulation. Une exposition supplémentaire à la lumière UV garantira un durcissement complet de la résine.
  5. Collez les aimants ronds de 3 mm x 2 mm sur les fentes sur le dessus des chambres et les anneaux de couvercle à l’aide de colle époxy transparente. Laissez sécher toute la nuit à température ambiante (20–25 °C / minimum de 16 h). Assurez-vous que les pôles des aimants sont orientés dans une direction pour correspondre à l’attraction des pôles sur les aimants dans la partie supérieure de l’anneau du couvercle (Figure 1A, partie ii).
  6. Assemblez toutes les pièces du modèle afin d’assurer un bon ajustement de tous les composants, comme montré à la figure 1A–C.

2. Préparation de la membrane

  1. Placez un morceau de film plastique de 30 cm x 30 cm sur une surface propre et assurez-vous qu’il ne se froisse pas en l’étirant sur une surface plane et en fixant les bords avec du ruban adhésif (Figure 2Ai).
  2. Placez 4 à 5 feuilles individuelles de papier de nettoyage pour lentilles sur une feuille de plastique/film plastique allongée, espacées de 5 cm (Figure 2Aii).
  3. Préparez la membrane en silicone en utilisant les composants et quantités fournis ci-dessous.
    REMARQUE : Les quantités sont suffisantes pour préparer 4 à 5 membranes (7 cm × 12 cm), chacune pouvant accueillir jusqu’à 5 à 6 chambres d’alimentation, pour un total de 20 à 30 chambres.
  4. Préparez le mélange de silicone en combinant 15 g de mastic transparent au silicone (dureté Shore A de 20 à 25 mg) et en ajoutant 4,5 g d’huile de silicone (30 % du silicone total), et 2,9 g d’hexane (19,3 % du silicone total). Placez les ingrédients dans un bateau de pesée en plastique et mélangez doucement à l’aide d’une spatule (Figure 2Aiii).
    REMARQUE : Assurez-vous que la formation minimale de bulles soit élevée en mélangeant les ingrédients délicatement.
  5. Placez 2 à 3 g de mélange silicone le long du petit bord du papier lentille pour le fixer au film plastique. Laissez 5 à 10 s pour que le silicone s’infiltre à travers le papier de lentille (Figure 2Aiv).
  6. Répartez uniformément le mélange de silicone le long de la feuille de papier de la lentille à l’aide d’un instrument à bord droit, comme un couvercle, une règle ou une spatule. Assurez-vous que l’objet utilisé couvre toute la surface du papier de la lentille (Figure 2Av). Cela assure une couverture silicone en un seul coup, évitant les ondulations et ondulations de la membrane sur le bord de l’objet.
  7. Assurez-vous que tout le mélange de silicone est utilisé dans la membrane en ramenant l’outil d’étalement à la position de départ pour l’étalement. Comme un peu de mélange de silicone sera retenu sur l’outil d’étalement, retourner l’outil pour le collecter garantira que tout le silicone soit utilisé pour éviter les espaces (Figure 2Avi).
    REMARQUE : La membrane doit apparaître uniformément translucide, sans ondulations (Figure 2B).
  8. Préparez d’abord des membranes de différentes épaisseurs en ajoutant plus ou moins de mélange de silicone, car l’épaisseur ne peut être mesurée tant que les membranes ne sont pas sèches.
  9. Laissez les membranes sécher à l’air libre toute la nuit à température ambiante (20–25 °C/minimum de 16 h).
  10. Mesurez l’épaisseur de la membrane à l’aide d’un micromètre numérique extérieur. Différentes épaisseurs de membrane sont utilisées pour différentes espèces adultes de tiques, allant de parties buccales courtes (70 μm d’épaisseur de membrane) à des pièces buccales plus longues (200 μm d’épaisseur de membrane).
  11. Retirez toutes les pièces des chambres déjà assemblées et appliquez de la colle silicone sur le bord inférieur des chambres. Pour un placement précis de la colle, utilisez une seringue de 1 ml et remplissez-la de colle silicone (Figure 2Ci).
  12. Placez une pointe de pipette de 200 μL sur la pointe de la seringue (au lieu de l’aiguille) pour l’application de la colle (Figure 2Cii) et vissez-la à l’extrémité de la seringue, comme pour une pointe d’aiguille (Figure 2Ciii). Cela permettra d’appliquer une colle fine sur le bord inférieur de chaque chambre (Figure 2Civ).
  13. Placez la chambre au-dessus de la membrane (Figure 1, partie i) avec un objet lesté pour assurer le décantement. Laissez reposer toute la nuit à température ambiante (20–25 °C/minimum de 16 h) (Figure 2D, E).
    REMARQUE : Utilisez n’importe quel objet à poids plat. Ce protocole utilisait une pièce d’acrylique de 2,5 kg (Figure 2E).
  14. Coupez l’excédent de membrane des chambres à l’aide de ciseaux courbes (Figure 3A).
  15. Avant d’utiliser la chambre pour l’alimentation des tiques, retirez tout film plastique restant (là où la membrane est préparée (étape 2.1) (Figure 3B).
  16. Assemblez les pièces de la chambre, ajoutez une boîte de Pétri de 35 mm x 10 mm au fond, et utilisez les couvercles des antennes comme couvercles des chambres en les inversant et en les plaçant entre les aimants (Figure 3C,D).
    REMARQUE : Utilisez les couvercles inversés, car l’anneau porte-couvercle s’ajuste exactement au couvercle s’il est inversé (voir descriptions des pièces dans la Figure 3C,D).
  17. Faites tremper la membrane de chambre dans de l’eau distillée à l’aide de la partie inférieure de boîtes de Petri de 35 mm x 10 mm. Laissez la membrane reposer dans l’eau toute la nuit à température ambiante (20–25 °C/minimum de 16 h). Comme la membrane est initialement hydrophobe, la faire tremper dans l’eau avant d’ajouter du sang aidera à réduire la formation de bulles emprisonnées.
    REMARQUE : L’absence de bulles confirme que l’hydrophobie a été éliminée.

3. Alimentation des tiques et préparation du sang

  1. Réalisez 2 à 3 petits trous respiratoires dans les couvercles de chaque chambre (à partir des boîtes de Petri de 35 mm x 10 mm) (partie iv de la Figure 1A) mentionnées à l’étape 2.16 (Figure 3E). Utilisez un scalpel métallique chauffé ou une fine spatule métallique pour percer les trous respiratoires dans le couvercle.
    REMARQUE : Les trous d’évacuation permettent d’intérioriser l’humidité à l’intérieur du boîtier de la chambre.
  2. Compléter le sang avec du sulfate de gentamicine à une concentration finale de 50 μg/mL. Ajoutez uniquement les antibiotiques au sang destiné à être utilisés dans la semaine et conservez à 4 °C. Conservez le sang bovin (ou tout autre sang animal) à 4 °C avant et après l’ajout des antibiotiques.
  3. Placez 2 à 3 mL de sang dans une boîte de Petri propre de 35 mm x 10 mm, puis placez la chambre dessus. Ajustez la hauteur de la chambre pour augmenter ou réduire la quantité de sang utilisée par chambre en faisant tourner l’anneau de réglage (partie iii de la Figure 1A). Ajustez la hauteur de la chambre, en laissant un espace de 1 à 2 mm entre le fond de la boîte de Petri et la membrane. Voir les flèches magenta à la Figure 4A pour référence.
    REMARQUE : La conception des anneaux de réglage des chambres permet de contrôler le volume de sang utilisé. c’est-à-dire qu’un espace plus grand entre le fond de la boîte de Petri et la membrane nécessitera un volume plus important pour remplir cet espace.
  4. Placez des tiques non nourries dans les chambres en nombre égal de mâles et de femelles. Assurez-vous que les deux sexes sont toujours inclus dans la chambre, car cela peut affecter les taux d’alimentation (la figure 4B montre 4 mâles et 4 femelles d’A. americanum adulte à l’intérieur de la chambre). Un maximum de 10 à 15 ticks par chambre (pour le stade adulte) est utilisé pour faciliter la manipulation.
    REMARQUE : Lors de l’utilisation de stades immatures, le nombre de tiques est plus élevé (20 à 50 nymphes par chambre, non présenté dans ce protocole).
  5. Placez les chambres dans des bains secs couverts à 37 °C ± 1 °C avec une source d’humidité (c’est-à-dire des gobelets d’eau) qui maintient une humidité relative de 63 % ± 2 % (Figure 4C) sous une photopériode claire-sombre de 12h12.
    REMARQUE : Ces exigences peuvent varier selon l’espèce de tique et les conditions de laboratoire ; Essayez d’autres réglages d’humidité si nécessaire et évaluez la meilleure configuration pour le laboratoire.

4. Remplacement du sang et des chambres

  1. Préparez deux flacons à vaporisation avec les solutions à utiliser pour rincer la membrane entre les changements sanguins. Dans une bouteille, ajoutez une solution de nystatine à 0,005 % dans de l’eau distillée ; Dans la deuxième bouteille, ajoutez de l’eau distillée.
  2. Après 12–16 heures, préparez de nouvelles boîtes de Petri avec du sang frais et placez-les dans le bain sec à 37 °C avant de placer la chambre.
  3. Pendant que le sang frais chauffe, retirez la chambre du sang utilisé et rincez le dessous de la membrane avec de l’eau distillée pendant 3 à 5 secondes, puis avec une solution de nystatine à 0,005 % pendant 3 à 5 secondes pour éviter toute contamination fongique. Rincez à nouveau la membrane avec de l’eau distillée pour éliminer tout résidu de nystatine restant.
    REMARQUE : Ce processus prend moins de 5 minutes et n’affecte pas l’alimentation des tiques attachées à la membrane sur la surface supérieure.
  4. Jetez tout le sang utilisé et rinçez l’eau dans un récipient contenant une solution d’hypochlorite de sodium à 0,5 % (10 % d’eau de Javel). Les déchets sanguins sont éliminés conformément au protocole de sécurité institutionnel.
  5. Après rinçage, placez la chambre dans la nouvelle boîte de Petri avec du sang.
    REMARQUE : Utilisez les chambres jusqu’à 2 à 3 mois avant le lavage, à condition qu’il n’y ait pas de contamination ni de fuites. Les chambres et membranes se salissent et sont exposées à un risque de contamination au-delà de 3 mois d’utilisation sans lavage. Cela entraîne une réduction des taux d’alimentation des tiques. Réutilisez les chambres jusqu’à 1,5 an (~10 cycles de lavage).
  6. Réutilisez les chambres en les plaçant dans une solution d’hypochlorite de sodium à 0,5 % (10 % d’eau de Javel) pendant jusqu’à 30 minutes, puis en les lavant avec du liquide vaisselle. N’exposez pas les chambres à l’eau de Javel pendant de longues périodes (>30 minutes), car l’odeur réduit les taux d’attache et peut affaiblir l’intégrité de la résine avec le temps.
    REMARQUE : Une exposition prolongée à l’eau de Javel rend la chambre flexible lorsqu’elle est humide et cassante au sec, ce qui peut entraîner des casses. Cela fait que la chambre ne dure pas plus de 4 à 5 cycles de lavage selon des observations répétées. L’utilisation continue de la même chambre sans lavage (jusqu’à 3 mois) permet d’attacher les tiques plus rapidement (1 à 3 jours après la mise dans la chambre) comparé à une chambre récemment lavée (souvent >7 jours pour l’attacher). Cela est probablement dû à l’odeur de frass et d’autres phéromones d’agrégation provenant des tiques qui se nourrissent dans la chambre, ce qui peut stimuler l’alimentation des tiques35,36.

Résultats

Épaisseur de membrane pour chaque espèce de tique.
Les taux d’alimentation des tiques les plus élevés ont été observés selon les spécifications suivantes d’épaisseur de membrane pour chaque espèce adulte : Amblyomma americanum 100–200 μm ; A. maculatum 100–250 μm ; Rhipicephalus sanguineus 70–100 μm ; Ixodes scapularis <150 μm, Dermacentor variabilis <150 μm. Toutes les espèces de tiques ont été maintenues dans les mêmes conditions d’humidité et de température pendant l’alimentation (63 % d’humidité relative et 37 °C) (Tableau 1).

Tiques et sources de sang utilisées dans ce protocole
Toutes les tiques ont été prélevées dans l’installation d’élevage de tiques de l’Université d’État de l’Oklahoma et maintenues à une humidité relative de >90 % à 20 °C, sous une photopériode claire-sombre de 12:12 h. Toutes les tiques ont été nourries avec du sang bovin ou humain défibriné dans le cadre d’un projet de recherche étudiant les niveaux d’alpha-gal (αGal) chez diverses espèces de tiques. Cette étude a comparé les effets de l’alimentation sur différentes sources sanguines dans un projet plus large de syndrome alpha-gal (SGA) mené par le groupe de recherche. La plupart des spécimens de tiques décrits ici ont été disséqués avant l’engorgement complet pour réaliser des analyses de quantification αGal sur des tiques partiellement nourries (2 à 5 jours de nourrissage). Seul un sous-ensemble des tiques Amblyomma americanum (celles non requises pour la quantification de αGal) était autorisé à se nourrir jusqu’à la plénition. Bien que des comparaisons détaillées entre les taux d’alimentation des tiques nourries par des bovins et des hommes ne soient pas présentées ici, il est notable que l’engorgement complet (c’est-à-dire le succès de l’alimentation) a été davantage obtenu chez les tiques nourries au sang bovin. Parmi les tiques autorisées à rester dans les mangeoires pendant de longues périodes (n = 35), 15 ont atteint un engorgement complet, représentant un taux de réussite alimentaire de 42,8 %. Parmi eux, 9 ont été nourris au sang bovin et 6 au sang humain (60 % nourris par des bovins contre 40 % par des humains).

Taux d’alimentation des tiques vs. taux de réussite de l’alimentation
Les taux d’alimentation des tiques dans cette étude ont été déterminés sur la base de l’acquisition de tiques partiellement nourries (2 à 5 jours de repas), tandis que le succès alimentaire était défini comme un engorgement complet, généralement indiqué par un changement de coloration de l’alloscutum de la femelle (données disponibles uniquement pour Amblyomma americanum). Les taux d’alimentation des mâles étaient définis comme une alimentation continue pendant plus de 2 jours (2 à 5 jours). Les taux d’alimentation globaux ont été calculés en combinant les données des tiques nourries avec du sang bovin et humain et en calculant les pourcentages de tiques atteignant 2 à 5 jours d’alimentation ou un engorgement complet à partir des tiques placées dans les chambres. Les tiques qui ne se sont pas attachées ou sont mortes après <2 jours d’attachement ont été prises en compte pour le calcul des taux d’alimentation. Bien que les données quantitatives sur l’influence du sang sur les taux d’alimentation des tiques ne soient pas présentées, ces preuves observationnelles suggèrent que, pour la plupart des espèces de tiques, les taux d’attache et d’alimentation ne diffèrent pas substantiellement entre le sang bovin et humain pendant la période d’alimentation de 2 à 5 jours. Une exception a été observée pour Rhipicephalus sanguineus, qui a montré des taux d’alimentation plus faibles sur le sang humain entre les jours 3 et 5 par rapport au sang bovin. Les taux d’alimentation de toutes les espèces de tiques ayant obtenu une alimentation partielle et un engorgement complet grâce à ce système d’alimentation in vitro sont résumés dans le tableau 1.

Amblyomma americanum , catégorie du poids et des stades d’alimentation féminins
Les femelles partiellement nourries d’A. americanum ont été classées selon les jours d’alimentation comme suit : (1) non nourries, (2) 2 à 3 jours partiellement nourries, (3) 4 à 5 jours partiellement nourries, et (4) engorgées (Figure 5). Le stade d’alimentation en engorgement comprenait des tiques au début de la phase d’engorgement rapide (avec des poids allant de 48,9 mg à 109 mg) et des tiques complètement engorgeées (avec des poids allant de 272,7 mg à 348,7 mg).

figure-results-1
Figure 1 : Chambre d’alimentation par tiques - modèle 3D et assemblage imprimé avec membrane. Modèle 3D explosé et chambre assemblée finalement présentant des composants individuels : (i) corps de chambre (boîtier à tique), (ii) bague de support de couvercle, (iii) bague de réglage de hauteur, (iv) couvercle de boîte de Petri de 40 mm x 10 mm, et (v) fond de boîte de Petri de 40 mm x 10 mm avec du sang (A). L’assemblage du modèle imprimé en 3D et des tailles individuelles des pièces indiquées en mm (B). Chambre assemblée imprimée en résine grise à résolution 8K (C). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 2 : Préparation de la membrane en silicone et de l’ensemble de la chambre. (i) Un film plastique de 30 cm × 30 cm fixé avec du ruban adhésif, en évitant les plis visibles, (ii) feuilles individuelles de papier de nettoyage pour lentilles placées sur le film espacées d’environ 5 cm, (iii) un mélange doux des composants en silicone avec une spatule en effectuant des mouvements circulaires, (iv) chaque feuille de papier lentille fixée en appliquant 1 à 2 g de mélange silicone le long de ses bords, (v) le mélange de silicone étalé uniformément sur le papier de lentille à l’aide d’un instrument à bord droit plus grand que le papier (l’image montre le bord d’un couvercle en verre), (vi) notez la réduction de la quantité de mélange de silicone lors de l’étalage, le silicone retenu sur l’outil est retourné et redistribué pour assurer une couverture uniforme (A). Les membranes correctement étalées ne présentaient ni bulles d’air ni espaces (B). Préparation de la seringue pour l’application de la colle : (i) une seringue de 1 mL remplie de colle silicone, (ii) une pointe de pipette de 200 μL fixée dans la pointe de la seringue, (iii) la pointe de la pipette vissée en place pour assurer un joint étanche, et (iv) le placement de la colle sur le bord inférieur de la partie i (C). La chambre est placée sur la membrane séchée (D), et un objet lesté (un épais bloc acrylique pesant 2,5 kg ; flèche magenta) est placé au-dessus pour assurer une adhérence ferme (E). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 3 : Dernières étapes de la préparation de la chambre et de la membrane avant utilisation. Coupe des bords de la membrane entourant la chambre à l’aide de petits ciseaux courbés (A), retrait du film plastique avant l’utilisation de la chambre (B), assemblage final du modèle (C), placement de la chambre dans une boîte de Petri de 40 mm x 10 cm contenant de l’eau, et utilisation du couvercle de la boîte de Petri comme couvercle de chambre (D) (les numéros i-v indiquent les pièces comme spécifié à la Figure 1A), et des couvercles de chambre présentant des trous respiratoires (indiqués par des pointes de flèches magenta) (E). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 4 : Installation de l’alimentation sanguine et placement des tiques. Chambre placée dans un plat rempli de sang, avec l’anneau de réglage de hauteur mis en surbrillance (flèches magenta) (A). Vue intérieure du logement de la chambre contenant un nombre égal de tiques mâles et femelles (B). Les chambres à tiques sont placées dans des bains secs avec une source d’humidité, maintenant 63 % ± 2 % d’humidité relative (HR) et une température de 37 °C ± 1 °C (C). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 5 : Variation de taille et de poids d’Amblyomma americanum pendant l’alimentation. La taille des tiques non nourries et le poids moyen des tiques partiellement nourries sont indiqués. Les images représentent des exemples typiques correspondant au poids moyen enregistré à chaque intervalle de repas. Le tableau ci-joint présente les poids moyens, les écarts-types, le nombre de tiques analysées, la médiane et les quartiles 1 et 3 pour chaque moment de repas. Les tiques nourries pendant 2 à 3 jours montraient un poids allant de 7,4 mg (minimum) à 19,2 mg (maximum). Les tiques nourries pendant 4 à 5 jours variaient de 20,6 mg à 44,8 mg. Les tiques au début de la phase d’engorgement rapide et les tiques complètement engorgeantes pesaient entre 48,9 mg et 348,7 mg. Image jointe des femelles d’A. americanum nourries 4-5 jours (pointe de flèche jaune) et femelle complètement engorgée (pointe de flèche magenta). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Espèces de tiques et sexeNombre de tiques nourries / Total des tiques placées dans les chambres (Nombre de tiques mortes)Taux d’alimentation (tiques attachées 2 à 5 jours)Poids moyen (mg) (DE)Épaisseur de membrane utilisée (μm)
Femelles d’A. americanum85/97 (12)87.60%37.3 (54.40)*100 - 200
A. americanum mâles19/22 (2)86.30%Non enregistré100 - 200
Femelles de A. maculatum45/66 (21)68.20%122.4 (141.65)100 - 250
Mâles de A. maculatum36/47 (11)76.60%Non enregistréNon enregistré
Femelles de R. sanguineus34/60 (26)56.60%Non enregistré70 - 100
Femelles d’I. scapularis15/23 (8)65.20%Non enregistré<150
*Le taux de réussite alimentaire évalué chez un sous-groupe de tiques adultes Aa nourries par des bovins est de (n=35) était de 42,8 %

Tableau 1 : Taux d’alimentation des tiques et poids moyens.

Figure supplémentaire 1 : Alimentation à faible volume (100 μL) des tiques individuelles déjà attachées à un site de la chambre 3D. Un petit tube PCR fixé au bas de la membrane artificielle avec de la colle siliconée est rempli de 100 μL de sang. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

Les systèmes d’alimentation par membrane artificielle pour tiques sont des outils très efficaces pour la recherche sur les tiques et sont largement utilisés dans de nombreux laboratoires de recherche comme alternatives viables à l’alimentation d’animauxvivants 28,29. La principale valeur de ces systèmes réside dans leur capacité à délivrer ou récupérer divers agents via la farine sanguine, y compris les agents pathogènes, les acaricides, les composés dérivés des tiques et d’autres moléculesmodulatrices 22,23,25,27. L’optimisation des systèmes d’alimentation par membrane artificielle pourrait faciliter le développement d’un élevage durable en colonie de tiques, réduisant ainsi la dépendance aux animaux vivants.

Le système d’alimentation in vitro des tiques décrit dans ce protocole a été particulièrement efficace chez les adultes d’Amblyomma americanum et d’Ixodes scapularis. Les taux de réussite de l’alimentation des tiques sont définis comme la proportion (ou pourcentage) de tiques qui réussissent à se nourrir jusqu’à un engorgement complet. Cependant, les tiques partiellement nourries (généralement 3 à 4 jours après l’initiation de l’alimentation) suffisent souvent à répondre à des hypothèses expérimentales spécifiques pour la plupart des laboratoires de recherche sur les tiques étudiant la biologie ou la physiologie des tiques. Dans ce protocole de système d’alimentation par membrane artificielle, et pour répondre à des objectifs de recherche spécifiques du projet alpha-Gal (αGal), les termes « taux d’alimentation des tiques » étaient utilisés pour désigner l’acquisition de tiques partiellement nourries (2 à 5 jours d’alimentation) et « succès de l’alimentation des tiques » pour désigner un engorgement complet chez A. americanum. Les taux d’alimentation les plus élevés étaient chez les femelles d’A. americanum (87,6 %), suivies des mâles d’A. americanum (86,3 %), des femelles d’A. maculatum (68,2 %), des mâles d’A. maculatum (76,6 %), des femelles d’I. scapularis (65,2 %) et des femelles de R. sanguineus (56,6 %), tandis que le taux de réussite alimentaire d’A. americanum était de 42,8 % (tableau 1). Les femelles partiellement nourries d’A. americanum ont été classées selon les jours d’alimentation en 4 catégories (phases d’alimentation), modifiées par rapport aux publications précédentescomme suit : 21 : (1) non nourrie, (2) 2 à 3 jours partiellement nourrie, (3) 4 à 5 jours partiellement nourrie, et (4) engorgée (Figure 5). Le stade d’alimentation en engorgement comprenait des tiques au début de la phase d’engorgement rapide (avec des poids allant de 48,9 mg à 109 mg) et des tiques complètement engorgeées (avec des poids allant de 272,7 mg à 348,7 mg) (Figure 5). Ce système d’alimentation par membrane artificielle a permis de multiples études au sein du même groupe de recherche et collaborateurs en permettant la génération de tiques partiellement nourries sur du sang bovin, qui ont ensuite été utilisées pour infester des souris et tester l’hypothèse de transmission du syndrome alpha-gal (AGS), une allergie à la viande rouge induite par la piqûre de tique, et pour une étudeN-glycomique 11,21, 37. La commodité de l’installation individuelle permettait l’utilisation de différentes sources de sang, et le couvercle transparent ainsi que la hauteur minimale de la chambre facilitaient la visualisation des tiques pendant la période d’alimentation sous un stéréomicroscope avec une distance de travail suffisante.

Des modifications récentes de l’humidité (du bain-marie, 90 % d’humidité relative, au bain sec, 63 % ± 2 % d’humidité humide), de la température (de 37 °C à 35 °C puis de nouveau à 37 °C) et de l’épaisseur de la membrane (Tableau 1) ont permis l’alimentation réussie de plusieurs espèces de tiques. Bien que la température et l’humidité relative (HR) soient des variables importantes à contrôler lors de l’alimentation in vitro des tiques, l’épaisseur et la résistance de la membrane sont des facteurs critiques garantissant une alimentation réussie entre différentes espèces de tiques33,38. Il est essentiel de considérer que les tiques à pièces buccales courtes, telles que Rhipicephalus sanguineus et Dermacentor variabilis, nécessitent des membranes plus fines que celles avec des pièces buccaleslongues 39, comme Amblyomma spp et Ixodes spp. Les taux d’alimentation des tiques les plus élevés étaient chez Amblyomma americanum et A. maculatum, avec une épaisseur de membrane de 100 à 200 μm ; Rhipicephalus sanguineus à des épaisseurs comprises entre 70 et 100 μm ; Ixodes scapularis à des épaisseurs <150 μm, et Dermacentor variabilis <150 μm (Tableau 1). Un facteur clé à noter dans l’alimentation par membrane artificielle est que des fluctuations des taux d’alimentation persistent. Dans ce système, un léger changement de température, c’est-à-dire de 37 °C à 35 °C puis de retour à 37 °C après quelques jours, améliore ou restaure souvent les taux d’alimentation des tiques. De plus, passer du bain sec au bain-marie donne des résultats similaires pour Amblyomma spp. et Ixodes scapularis, cependant, cet effet n’a pas été observé pour Rhipicephalus sanguineus, qui se nourrit plus efficacement à 63 % ± 2 % d’humidité relative lors des bains secs.

D’autres systèmes d’alimentation artificielle pour tiques, tels que ceux adaptés du système à écoulement continu en cinq parties développé par Ueti, M. et al. (USDA-ARS) et modifié plus tard pour des espèces supplémentaires de tiques par Yamasaki, Y. et al., ont démontré une grande efficacité, offrant des taux de réussite d’alimentation des tiques constammentélevés 27,40. Cependant, les études nécessitant un accès fréquent au système pour la dissection des tiques partiellement alimentées rendent ces installations moins adaptées, car l’ouverture et la fermeture répétées de la chambre de logement des tiques peuvent être fastidieuses. La chambre imprimée en 3D décrite dans ce protocole dispose d’un couvercle magnétique à verrouillage sûr et de boîtes de Petri individuelles, permettant une manipulation facile et une inspection visuelle de l’alimentation des tiques sans perturber l’installation. Le couvercle transparent permet une surveillance visuelle sans perturbation et se fixe solidement à la chambre via des aimants intégrés, contrairement aux systèmes d’alimentation des tiques les plus courants, tels que ceux optimisés par la conception originale de Kröber et Guerin22,29, où la visualisation individuelle n’est pas possible sans retirer la chambre d’alimentation du sang car toutes les unités d’alimentation sont intégrées dans une seule plaque et où les méthodes utilisées pour empêcher la fuite des tiques N’autorisez pas la visualisation. De plus, ce système d’alimentation par les tiques in vitro peut être affiné davantage pour délivrer de plus petits volumes de sang spécifiques au site. Par exemple, une fois que les tiques femelles sont attachées à des sites d’alimentation définis, la boîte de Petri inférieure pourrait être remplacée par de mini-réservoirs, comme la partie supérieure d’un tube PCR de 100 μL, contenant moins de 100 μL de sang positionné directement sous la zone d’attache (Figure supplémentaire 1). Cette approche d’alimentation à faible volume permettrait des études détaillées sur l’acquisition et la transmission des agents pathogènes, ainsi que des investigations sur les effets des toxiques contre les tiques et des anticorps dérivés de l’hôte. Ce protocole a démontré son efficacité pour obtenir des tiques partiellement nourries provenant de diverses espèces adultes. Pour les besoins de cette étude, les taux de ponte et d’engorgement complet n’ont pas été évalués dans ce protocole ; cependant, une optimisation supplémentaire est en cours dans le but d’obtenir une progéniture de tiques, ce qui pourrait être réalisé avec Amblyomma americanum et Ixodes scapularis sur la base d’observations préliminaires. Peut-être la caractéristique la plus innovante de ce système est sa flexibilité pour des manipulations expérimentales à petite échelle, permettant une variation contrôlée des traitements et des conditions environnementales, tout en soutenant des applications d’élevage en colonie.

L’alimentation in vitro des tiques est un outil précieux pour les chercheurs étudiant la biologie, la physiologie et la compétence vectorielle des tiques. Cependant, l’alimentation des tiques par membrane artificielle est une tâche longue et exigeante en efforts. Ce protocole, qui comprend une chambre imprimée en 3D avec un système de verrouillage sûr et une membrane simple fabriquée en laboratoire, offre une installation simple une fois les chambres imprimées et les membranes préparées, permettant une utilisation prolongée. De plus, en ajustant l’épaisseur de la membrane, le système peut être adapté efficacement à différentes espèces de tiques. Une optimisation supplémentaire, incluant la taille de la chambre et l’épaisseur de la membrane, peut permettre son application à différents stades de vie des tiques.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier important lié à la recherche décrite dans cet article.

Remerciements

Les auteurs souhaitent reconnaître le travail assidu des étudiants et travailleurs de premier cycle, Kara Golden, Sydney Ingham et Omayma Jaddou Najma, qui ont aidé à nourrir les tiques et à mettre en place la chambre et la membrane des tiques.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1 mL de seringue Luer-LokBD309628Astuce Luer-Lok
Silicone transparent avancé & nbsp ;General Electric2810435Du mastic silicone transparent. Ce mastic forme une barrière imperméable à l’eau après le durcissement de la glace.
Colle époxy transparenteJB Weld-Clear&lrm ; B009EU5ZM0Numéro de produit Amazon
Emballage alimentaire transparent (joint adhésif)ContentCLO00020
Sang bovin défibrinéLaboratoires HemostatDBB100
Sang humain défibrinéBioIVT
Spatules jetablesLevGo, Inc.17211Numéro de produit Amazon
Incubateurs à bain secONiLAB ScientificHB120-SNuméro de produit Amazon. Le bloc chauffant est inversé pour obtenir une surface plane.
Sel sulfate de gentamicineMillipore SigmaG3632-5G
Papier de nettoyage de lentilleTiffenEK1546027T
Pointes de micropipette, 200 et mu ; L  ;Biotix uTIP63300057Pour la seringue. Applicateur de silicone pour mastic
Gants en nitrileInspireCOBALT-OGNuméro de produit Amazon
NystatineFisher BioReagentsBP2949-5
Boîte de Petri 35 mm x 10 mmFaucon351008
Imprimante résine Phrozen Sonic MEGA 8K V2PhrozenB0F9NBXVVTVolume de construction de 320 x 175 x 300 mm. Peut être acheté via Amazon si l’impression interne est préférée
Pro 8K photopolymère   ; Résine Gris AquaPhrozenVia l’Université d’ArizonaFaible rétrécissement (Faible Rétréci). Haute qualité & des modèles 3D extrêmement complexes avec une résolution 8K.
Aimants ronds 3 mm x 2 mmMealosB08NZTN426Numéro de produit Amazon
Photopolymère RPG Résine Smoke WhitePhrozenVia l’Université d’ArizonaHaute qualité & des modèles 3D extrêmement complexes, excellente flexibilité avec une courbure impressionnante.
Huile de siliconeMillipore Sigma378321-250ml
Conception logicielle 3D gratuite de TinkercadTinkercadN/Ahttps://www.tinkercad.com
Pesée des bateaux (capacité de 100 mL)Pura PontaMDO-AZOC-1030

Références

  1. De La Fuente, J., Estrada-Pena, A., Venzal, J. M., Kocan, K. M., Sonenshine, D. E. Overview: Ticks as vectors of pathogens that cause disease in humans and animals. Front Biosci. 13, 6938-6946 (2008).
  2. Gubler, D. J. In vector biology, ecology and control. Atkinson, P. W. , Springer. Netherlands, Dordrecht. 39-62 (2010).
  3. Sonenshine, D. E., Roe, R. M. In biology of ticks. 1, Oxford University Press. Cary. 3-17 (2013).
  4. A global brief on vector-borne diseases. , World Health Organization. 1-54 (2014).
  5. Mullen, G. R., Durden, L. A. In medical and veterinary entomology. , Academic Press. Amsterdam. 517-558 (2002).
  6. Choudhary, S. K., et al. Tick salivary gland extract induces alpha-gal syndrome in alpha-gal deficient mice. Immun Inflamm Dis. 9 (3), 984-990 (2021).
  7. Van Nunen, S. A., O'Connor, L. R., Clarke, L. R., Boyle, R. X., Fernando, S. L. An association between tick bite reactions and red meat allergy in humans. Med J Aust. 190 (9), 510-511 (2009).
  8. Fischer, J., et al. Spatial distribution of alpha-gal in Ixodes ricinus – A histological study. Ticks Tick Borne Dis. 11 (5), 101506(2020).
  9. Hamsten, C., et al. Identification of galactose-α-1,3-galactose in the gastrointestinal tract of the tick Ixodes ricinus; possible relationship with red meat allergy. Allergy. 68 (4), 549-552 (2013).
  10. Chinuki, Y., Ishiwata, K., Yamaji, K., Takahashi, H., Morita, E. Haemaphysalis longicornis tick bites are a possible cause of red meat allergy in Japan. Allergy. 71 (3), 421-425 (2016).
  11. Maldonado-Ruiz, L. P., Boorgula, G. D., Kim, D., Fleming, S. D., Park, Y. Tick intrastadial feeding and its role on IgE production in the murine model of alpha-gal syndrome: The tick “transmission” hypothesis. Front Immunol. 13, 1-11 (2022).
  12. Commins, S. P., et al. Delayed anaphylaxis, angioedema, or urticaria after consumption of red meat in patients with IgE antibodies specific for galactose-α-1,3-galactose. J Allergy Clin Immunol. 123 (2), 426-433 (2009).
  13. Commins, S. P., Jerath, M. R., Cox, K., Erickson, L. D., Platts-Mills, T. Delayed anaphylaxis to alpha-gal, an oligosaccharide in mammalian meat. Allergol Int. 65 (1), 16-20 (2016).
  14. Crispell, G., et al. Discovery of alpha-gal-containing antigens in North American tick species believed to induce red meat allergy. Front Immunol. 10, 1056(2019).
  15. Park, Y., et al. Alpha-gal and cross-reactive carbohydrate determinants in the N-glycans of salivary glands in the lone star tick, Amblyomma americanum. Vaccines. 8 (1), 95(2020).
  16. Sharma, S. R., Karim, S. Tick saliva and the alpha-gal syndrome: Finding a needle in a haystack. Front Cell Infect Microbiol. 11, 680264(2021).
  17. Sonenshine, D. E. In biology of ticks. Sonenshine, D. E., Roe, R. M. Vol 1, New York. 51-66 (1991).
  18. Narasimhan, S., et al. Laboratory management of mammalian hosts for Ixodes scapularis host–pathogen interaction studies. Comp Med. 74 (4), 235-245 (2024).
  19. Allan, S. A. Tick rearing and in vitro. feeding. Biology of ticks. Sonenshine, D. E., Roe, R. M. , Oxford University Press. New York. 445-473 (2013).
  20. Costa-Da-Silva, A. L., Carvalho, D. O., Kojin, B. B., Capurro, M. L. Implementation of artificial feeders in hematophagous arthropod research cooperates with the vertebrate animal use replacement, reduction and refinement (3Rs) principle. J Clin Res Bioeth. 5 (2), 1-3 (2014).
  21. Maldonado-Ruiz, L. P., et al. High levels of alpha-gal with large variation in the salivary glands of lone star ticks fed on human blood. Sci Rep. 13 (1), 21409(2023).
  22. Kröber, T., Guerin, P. M. An in vitro. feeding assay to test acaricides for control of hard ticks. Pest Manag Sci. 63 (1), 17-22 (2007).
  23. Stone, B. F., Commins, M. A., Kemp, D. H. Artificial feeding of the Australian paralysis tick, Ixodes holocyclus, and collection of paralysing toxin. Int J Parasitol. 13 (5), 447-454 (1983).
  24. Bonnet, S., Liu, X. Laboratory artificial infection of hard ticks: a tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission. Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).
  25. Oliver, J. D., et al. Infection of immature Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae.) by membrane feeding. J Med Entomol. 53 (2), 409-415 (2015).
  26. Vimonish, R., et al. Isolation of infectious Theileria parva sporozoites secreted by infected Rhipicephalus appendiculatus ticks into an in vitro. tick feeding system. Parasit Vectors. 14 (1), 616(2021).
  27. Vimonish, R., et al. Quantitative analysis of Anaplasma marginale acquisition and transmission by Dermacentor andersoni fed in vitro. Sci Rep. 10 (1), 470(2020).
  28. Kröber, T., Guerin, P. The tick blood meal: From a living animal or from a silicone membrane. Altex. 24, 39-41 (2007).
  29. Kröber, T., Guerin, P. M. In vitro feeding assays for hard ticks. Trends Parasitol. 23 (9), 445-449 (2007).
  30. Waladde, S. M., Ochieng, S. A., Gichuhi, P. M. Artificial-membrane feeding of the ixodid tick, Rhipicephalus appendiculatus, to repletion. Exp Appl Acarol. 11 (4), 297-306 (1991).
  31. Khoo, B., Cull, B., Oliver, J. D. Tick artificial membrane feeding for Ixodes scapularis. J Vis Exp. (189), e64553(2022).
  32. Krull, C., Böhme, B., Clausen, P. H., Nijhof, A. M. Optimization of an artificial tick feeding assay for Dermacentor reticulatus. Parasit Vectors. 10 (1), 60(2017).
  33. Garcia Guizzo, M., et al. Optimizing tick artificial membrane feeding for Ixodes scapularis. Sci Rep. 13 (1), 16170(2023).
  34. Rochlin, I., et al. Optimization of artificial membrane feeding system for lone star ticks, Amblyomma americanum (Acari: Ixodidae), and experimental infection with Rickettsia amblyommatis (Rickettsiales: Rickettsiaceae). J Med Entomol. 61 (2), 442-453 (2023).
  35. Barré, N., Garris, G., Lorvelec, O. Field sampling of the tick Amblyomma variegatum (Acari: Ixodidae.) on pastures in Guadeloupe: Attraction of CO and/or tick pheromones and conditions of use. Exp Appl Acarol. 21 (2), 95-108 (1997).
  36. Norval, R., Peter, T., Sonenshine, D., Burridge, M. Responses of the ticks Amblyomma hebraeum and A. variegatum. to known or potential components of the aggregation-attachment pheromone. III Aggregation. Exp Appl Acarol. 16 (3), 237-245 (1992).
  37. Park, Y., et al. Alpha-gal and cross-reactive carbohydrate determinants in the N-glycans of salivary glands in the lone star tick, Amblyomma americanum. Vaccines. 8 (1), 1-18 (2020).
  38. Trentelman, J. J., Kleuskens, J. A., Van De Crommert, J., Schetters, T. P. A new method for in vitro feeding of Rhipicephalus australis (formerly Rhipicephalus microplus.) larvae: A valuable tool for tick vaccine development. Parasit Vectors. 10 (1), 153(2017).
  39. Kemp, D. H., Stone, B. F., Binnington, K. C. In physiology of ticks. Obenchain, F. D., Galun, R. , Pergamon. 119-168 (1982).
  40. Yamasaki, Y., Singh, P., Vimonish, R., Ueti, M., Bankhead, T. Development and application of an in vitro. tick feeding system to identify Ixodes tick environment-induced genes of the Lyme disease agent, Borrelia burgdorferi. Pathogens. 13 (6), 1-13 (2024).

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Alimentation par membrane artificiellechambre imprim e en 3Dmembrane en siliconesyst me d alimentation des tiquestiques ixodidesinteraction vecteur h tetransmission d agents pathog nesmaladies transmises par les tiquesectoparasites h matophages
Sang de tiques passant par une membrane artificielle sur une chambre imprimée en 3D dans la recherche sur les tiques ixodides
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