Article de méthode

Test de tuage en série utilisant la mesure de viabilité des cellules tumorales basée sur l’impédance longitudinale - une méthode utile pour évaluer la performance des cellules T

DOI :

10.3791/69623

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30 décembre 2025

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1Division of Clinical Pharmacology, LMU University Hospital, 2Department of General, Visceral and Transplantation Surgery, LMU University Hospital, 3German Cancer Consortium (DKTK), Partner Site Munich, a partnership between the DKFZ and the University Hospital of the LMU, 4German Center for Lung Research (DZL), 5Einheit für Klinische Pharmakologie (EKLiP), Helmholtz Zentrum München - German Research Center for Environmental Health Neuherberg

Dans cet article

Résumé

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Ce protocole présente un test en temps réel basé sur l’impédance pour quantifier la capacité et la persistance des cellules CAR T sous stimulation antigénique chronique, intégrant une méthode de lavage de plaques pour une réutilisation rentable des plaques de test.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La thérapie cellulaire par récepteur antigénique chimérique (CAR) a révolutionné le traitement de certaines malignités hématologiques. Cependant, une part significative des patients présente une rechute due à la perte d’antigènes, à la baisse des antigènes ou à l’épuisement des lymphocytes T. Ces défis soulignent la nécessité de tests fonctionnels capables d’évaluer la capacité de destruction et la persistance des cellules CAR T sous stimulation chronique des antigènes. Les tests de tuerie en série, qui mesurent la capacité des cellules CAR T à éliminer à plusieurs reprises les cibles tumorales, offrent des informations précieuses sur la durabilité et la puissance des réponses des cellules CAR T.

Ici, nous présentons un test basé sur l’impédance utilisant le système d’analyse cellulaire en temps réel (RTCA) pour quantifier les tueurs en série médiés par les cellules CAR T in vitro. Les cellules tumorales sont semis répétées et autorisées à adhérer à des plaques E spécifiques au test avant l’ajout des cellules CAR T à des rapports effecteur/cible (E :T) définis. La plateforme surveille en continu la viabilité des cellules tumorales sans marqueur, capturant la cytotoxicité dynamique avec une haute résolution temporelle. Les données principales incluent la cinétique de l’indice cellulaire (IC), le taux de destruction des cellules tumorales et le temps de dégagement jusqu’à la cible. Le déclin progressif de la capacité de destruction observé lors d’engagements répétés contre la cible tumorale sert de marqueur de dysfonctionnement acquis des cellules CAR T, souvent appelé épuisement des lymphocytes T. Ensemble, ces indicateurs permettent une évaluation précise de la fonction des cellules CAR T à différents rapports E :T et permettent une comparaison directe entre différentes constructions ou cotraitements des cellules CAR T au fil du temps.

Pour améliorer l’efficacité des coûts, nous avons développé une procédure de lavage des assiettes permettant la réutilisation des plaques électroniques sans compromettre la performance ni l’intégrité des données. Le flux de travail optimisé réduit le coût des tests tout en préservant la robustesse analytique. Cette approche permet une évaluation préclinique abordable et évolutive de la fonction des cellules CAR T, facilitant ainsi des améliorations dans la conception de la thérapie cellulaire.

Introduction

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La thérapie par récepteur antigénique chimérique (CAR) par lymphocytes T a révolutionné l’immunothérapie du cancer avec un succès clinique remarquable dans de multiples cancers hématologiques tels que la leucémie lymphoïde chronique, la leucémie lymphoblastique aiguë, le lymphome à grandes cellules B et le myélomemultiple 1,2,3,4,5. Depuis les premières approbations réglementaires, le nombre de produits à cellules CAR T et de patients traités a augmenté régulièrement6. Selon le produit spécifique et l’indication clinique, les doses de perfusion typiques varient d’environ 2 × 106à 5 × 108cellules CAR+ parpatient 7. Des doses élevées de perfusion sont nécessaires pour obtenir une élimination efficace des tumeurs et un contrôle à long terme de la maladie, mais elles sont associées à des défis cliniques et pratiques. Un grand nombre cellulaire peut augmenter le risque d’effets secondaires graves comme le syndrome de libération des cytokines (CRS) et le syndrome de neurotoxicité associée aux cellules effecteurs immunitaires (ICANS), tous deux pouvant être dépendant dela dose 8. De plus, la fabrication d’un nombre suffisant de cellules CAR T fonctionnelles est un défi pour des patients fortement prétraités ou lymphodéprimés, et le processus peut être logistiquement exigeant et coûteux pour les centresde traitement 9.

Malgré ces difficultés, les thérapies CAR T ciblées sur CD19 atteignent des taux de rémission complète de 70 % à 90 % chez les patients atteints de cancers des cellules B récidivées ou réfractaires, démontrant un impact cliniquetransformateur 10,11,12. Cependant, la thérapie par cellules CAR T rencontre des défis pertinents qui limitent son efficacité à long terme. Les principaux obstacles incluent la perte ou la régulation à la baisse des antigènes, une persistance insuffisante des cellules CAR T et un épuisementfonctionnel 9. L’épuisement des cellules CAR T – caractérisé par une capacité proliférative réduite, une activité antitumorale altérée et une faible persistance – représente une cause vitale de non-réponse et derechute 13. Les cellules CAR T épuisées présentent une fonction effectrice réduite, une expression persistante des récepteurs inhibiteurs et une production défectueuse de cytokines due à une exposition chronique aux antigènes et à des microenvironnements tumorauximmunosuppresseurs 14. Des études cliniques ont démontré que la perte de persistance fonctionnelle des cellules CAR T est associée à un risque accru derechute 11,15,16,17. Parce qu’une activité in vivo prolongée semble être un facteur majeur du succès thérapeutique, comprendre la durabilité et la capacité de destruction durable des produits à cellules CAR T est un objectif important tant dans la recherche préclinique que translationnelle. Un intérêt particulier est la capacité des cellules CAR T à reconnaître et lyser à répétition les cellules tumorales sur de longues périodes – ce qu’on appelle le « tuage en série » – car cette propriété fournit une mesure fonctionnelle de la persistance et de la résistance àl’épuisement 18.

Cet article fournit un protocole détaillé pour réaliser des tests de tuerie en série utilisant la plateforme d’impédance xCELLigence Real-Time Cell Analysis (RTCA), incluant une procédure de lavage optionnelle permettant la réutilisation des plaques de test, également appelées plaques E, améliorant ainsi l’efficacité des coûts sans compromettre la performance du test. La raison d’être du développement d’un tel protocole découle des limites des tests de cytotoxicité conventionnels, qui offrent généralement uniquement des lectures statiques sur les points d’extrémité. Les approches courantes, telles que les tests de libération de chrome-51, les tests de lactate déshydrogénase (LDH) ou les tests de viabilité basés sur la cytométrie en écoulement, nécessitent des marqueurs, impliquent des flux de travail laborieux et sont limités à des points temporelsdéfinis 18,19. Plus important encore, ils ne peuvent pas facilement capturer la cinétique dynamique de la mort lors d’une stimulation prolongée ou de multiples phases d’exposition à l’antigène, une situation directement liée à la persistance des cellules CAR T et à l’épuisementfonctionnel 18.

La plateforme xCELLigence RTCA comble ces lacunes en fournissant une surveillance cinétique, sans étiquetage en temps réel, de la viabilité de la cellule cible via impédanceélectrique 20. Les cellules cibles tumorales adhésives sont ensemencées sur des plaques E recouvertes de microélectrodes dorées, où leur attache et leur prolifération augmentent l’impédance mesurée, rapportée comme l’Indice Cellulaire (IC)21. Lors de la destruction médiée par CAR T, les cellules cibles sont tuées et se détachent, entraînant une chute rapide de l’impédance20. Cette lecture en temps réel permet une évaluation continue de la cytotoxicité pendant des heures ou des jours sans nécessiter d’étiquettes ou de réactifssupplémentaires 22. Les cellules T CAR, étant non adhérentes, ne contribuent pas au signal d’impédance, permettant une séparation nette des relevés effecteurset cibles 23. Parce que les données sont enregistrées en continu, les chercheurs peuvent mener des protocoles de stimulation multi-cycles où les cellules CAR T sont transférées à plusieurs reprises et exposées à des cellules cibles tumorales fraîches, permettant une mesure directe de l’évolution de la capacité tueuse aufil du temps 24. Cela imite les rencontres répétées d’antigènes que les cellules CAR T subissent in vivo et fournit une lecture fonctionnelle de leurs capacités cytotoxiques.

Ce test de tuerie en série basé sur l’impédance est idéalement adapté aux chercheurs évaluant la fonction des cellules CAR T en contexte préclinique, incluant l’optimisation des constructs, les comparaisons fonctionnelles et les tests de puissance. Ce protocole nécessite le système xCELLigence RTCA et l’utilisation de la plaque E-96. Bien qu’elle soit largement applicable aux modèles de tumeurs adhérentes, elle n’est pas directement adaptée aux cultures en suspension sans stratégies d’immobilisation ou d’attachement. Parce que les mesures d’impédance seules ne reflètent que l’adhésion et la viabilité des cellules cibles, des analyses complémentaires telles que la cytométrie en flux ou les tests de cytokines sont recommandées pour caractériser pleinement l’activation, la prolifération et l’épuisement des cellules CAR T. Le protocole comprend des étapes désignées permettant la récolte de cellules et de surnadants pour ces lectures supplémentaires, permettant une évaluation plus complète de la fonctionnalité des cellules CAR T.

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Protocole

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REMARQUE : Ce protocole a été optimisé pour l’E-Plate 96 et nécessite le système xCELLigence RTCA. Les cellules tumorales adhérentes sont semées pendant la nuit à l’avance pour atteindre la phase de croissance logarithmique au moment de l’ajout des cellules CAR T. Selon la lignée cellulaire tumorale et la densité de semaillement, cet intervalle peut être réduit à 6 à 9 heures, permettant l’ajout d’effecteurs le jour même. Si ce dernier flux de travail est réalisé, le calendrier journalier nominal décrit dans le protocole est modifié, et les utilisateurs doivent adapter le planning en conséquence. Les co-cultures sont maintenues pendant 48 h avant que les cellules CAR T ne soient transférées sur des cellules tumorales fraîchement plaquées, nécessitant deux positions de plaques sur l’instrument xCELLigence et alternant le plaque cellulaire tumoral et l’addition d’effecteurs tous les deux jours. Les cellules CAR T doivent être générées selon les SOP institutionnels ou les protocoles établis. En résumé, les lymphocytes T du sang périphérique sont isolés selon des normes éthiques approuvées, transduits dans des conditions de biosécurité appropriées, et évalués pour leur efficacité et leur viabilité par cytométrie en flux ou des tests QC équivalents. Les tests xCELLigence ne doivent pas être réalisés lorsque l’efficacité de transduction de CAR est inférieure à 20 %, car des rendements plus faibles peuvent entraîner une augmentation de la destruction de fond et non spécifique par les cellules non transduites, ce qui peut déformer les courbes de croissance tumorale. Toute manipulation cellulaire doit être effectuée dans des conditions stériles dans une hotte à flux laminaire. Les supports peuvent être utilisés selon les normes du laboratoire ou selon les recommandations du fournisseur. Sauf indication contraire, les cellules sont incubées à 37 °C dans une atmosphère humidifiée contenant 5 % de CO₂. Bien qu’optimisée pour les cellules CAR T, cette méthode peut également être appliquée à d’autres cellules effectrices à base de suspension et à des cibles adhérentes.

1. Préparation et effacement (Jour 1)

  1. Préparation des assiettes
    1. Ajoutez 50 μL de milieu tumoral au fond de chaque puits de la plaque E 96.
      REMARQUE : Faites attention à ne pas rayer le fond du puits, car cela pourrait endommager la plaque.
    2. Placez la plaque E dans l’incubateur, la positionnant sur la même machine à fente pour les mesures.
    3. Incubez la plaque électronique pendant 30 minutes à 37 °C pour la ramener à la température et au pH appropriés pour le test.
  2. Configuration des instruments
    1. En attendant, lance le logiciel RTCA Pro (Version 2.6.1) et sélectionne un chemin de fichier pour sauvegarder l’expérience.
    2. Saisissez le nom de l’expérience dans le champ « RTCA Operator » et enregistrez.
    3. Sélectionnez les puits à mesurer.
    4. Attribuez les noms des cellules dans l’onglet Cellules et les types de traitement dans l’onglet Traitement .
  3. Calendrier des mesures
    1. Établissez le planning en suivant les étapes suivantes :
      Nom de l’étape = vide ; Balayages = 1 ; Intervalle = 1 ; Durée = 0:00
      Nom de l’étape = Cellules tumorales ; Balayages = 250-300 ; Intervalle = 15 min ; Durée = minimum 24 h
      Nom de l’étape = Traitement ; Sweeps = jusqu’à 2500 ; Intervalle = 5 min ; Durée = minimum 72 h
    2. Appuyez sur Appliquer et assurez-vous que Auto n’est sélectionné pour aucune étape.
  4. Étape de suppression
    1. Après l’incubation de 30 minutes de la plaque E à 37 °C, appuyez sur PLAY/RUN pour lancer l’étape de l’écart.
    2. Attends que le logiciel marque l’étape TERMINÉE (environ 1-2 minutes).
    3. Déverrouillez le berceau et retirez la plaque E uniquement lorsque vous êtes prêt à procéder à l’ensemencement des cellules.

2. Manche 1 : Ensemencement des cellules tumorales (Jour 1)

  1. Implantation de cellules tumorales
    1. Préparez une suspension de cellules tumorales dans 50 μL de milieu approprié par puits.
    2. Retirez la plaque E de l’incubateur et ensemencez les cellules en triplicats.
  2. Mesure de départ
    1. Remet immédiatement la plaque E dans la machine et verrouille le berceau.
    2. Attendez 5 à 10 minutes avant la première mesure pour équilibrer la température et le pH de la plaque E, puis cliquez sur le bouton PLAY/RUN pour commencer la mesure (Étape 2 du planning = Cellules tumorales).
    3. Incubez la plaque E toute la nuit pour permettre l’adhésion cellulaire. Surveillez l’indice cellulaire (IC) non normalisé. Lorsque l’IC entre dans la phase de croissance logarithmique, on passe à l’étape suivante. Cette phase dépend de la lignée cellulaire utilisée et peut être influencée par le nombre de cellules ensemencées. Les cellules BxPC3 (ATCC CRL-1687) ont été ensemencées à 20 000 cellules par puits, avec une croissance en phase logarithmique généralement atteinte après 6 à 18 heures.

3. Premier tour : traitement des cellules T CAR (Jour 2)

  1. Préparation et ensemencement des lymphocytes T
    1. Préparez le nombre requis de cellules CAR T dans 100 μL/puits dans un milieu humain sans cytokines d’expansion (par exemple IL-2, IL-7, IL-15, etc.).
      REMARQUE : L’efficacité de transduction du CAR est mesurée une fois au début de l’expérience. Le rapport effecteur/cible (E :T) désiré est fixé en fonction du nombre de cellules CAR⁺ T par rapport aux cellules tumorales initialement placées. Par exemple, pour un ratio E :T de 1:1 avec 50 % de cellules T CAR⁺ et 20 000 cellules tumorales BxPC3, 40 000 cellules T au total devraient être placées. Le rapport E :T fait donc référence à la condition initiale au début du test de tuerie en série ; à moins que des mesures supplémentaires ne soient effectuées, les changements d’E :T lors des cycles suivants restent inconnus. Les changements dans la prolifération ou la survie des cellules T au fil du temps, et donc dans le rapport E :T, sont considérés comme faisant partie de la lecture des tueries en série. Si les cellules T sont réparties entre les manches, l’E :T est recalculé proportionnellement (par exemple, une répartition 1:1 après la 3e manche réduit un E :T initial de 2:1 à 1:1 pour la manche 4). Si la dynamique E :T entre les projections est d’intérêt, des puits supplémentaires optionnels peuvent être placés pour des mesures intermédiaires du pourcentage de CAR ou de la fonction effecteur. Retirer les billes de stimulation anti-CD3/CD28 des lymphocytes T par séparation magnétique peut aider à réduire la destruction non spécifique. Il est également recommandé d’utiliser les lymphocytes T pendant la phase de croissance logarithmique (généralement entre 5 et 20 jours après la stimulation) et d’étendre les cellules avec des cytokines au moins deux jours avant le test, plutôt que la veille.
    2. Ajustez l’efficacité de transduction CAR entre groupes expérimentaux au pourcentage commun le plus bas en mélangeant avec des lymphocytes T non transduits, sur la base de l’analyse de l’efficacité de transduction.
      REMARQUE : Si tous les groupes ont une efficacité de transduction égale, aucun ajustement n’est nécessaire. Si les pourcentages CAR⁺ diffèrent, le nombre de cellules T à plaquer est calculé de sorte que chaque groupe commence avec le même nombre effectif de cellules CAR⁺ et de cellules CAR- . Cela se fait en multipliant le nombre de cellules CAR⁺ désiré (basé sur le rapport E :T et le sémiement tumoral) par 100 et en divisant par le pourcentage de CAR⁺ mesuré pour chaque groupe, puis en ajoutant les lymphocytes T non transduits si nécessaire pour correspondre au nombre total de cellules T. Par exemple, si un groupe possède 50 % de cellules T CAR⁺, 40 000 cellules T sont placées (20 000 CAR⁺ + 20 000 CAR-), tandis qu’un groupe avec 60 % de cellules T CAR⁺ plaque 33 3333 cellules T pour fournir 20 000 cellules CAR⁺, ajoutant 6 667 cellules T non transduites pour égaler le nombre total de cellules T du premier groupe (total 40 000).
    3. En option, si le traitement par cytokine ou composé doit être étudié, ajoutez 20 μL d’une solution composée d’un milieu de lymphocytes T humains et de la cytokine ou composé désiré à 11 fois la concentration finale souhaitée. Ce volume est ajouté au-dessus des 200 μL standards déjà présents dans chaque puits (50 μL pour le blanchiment, 50 μL pour l’ensemencement des cellules tumorales, et jusqu’à 100 μL pour l’ajout des cellules T). Selon le fabricant, l’E-Plate 96 supporte un volume maximal de 243 μL ± 5 μL par puits, ce qui rend un volume total de 220 μL acceptable pour de tels traitements optionnels.
  2. Ensemencement et mesure des lymphocytes T
    1. Retirez la plaque E en déverrouillant le berceau uniquement lorsque vous êtes prêt à ajouter des cellules T.
    2. Les graines ont préparé les lymphocytes T directement sur les cellules tumorales.
    3. Verrouillez le berceau à l’intérieur du dispositif de mesure et annulez l’étape 2 dans le logiciel RTCA.
      REMARQUE : Si l’étape 2 n’est pas abandonnée, le système continuera à mesurer l’étape précédente et ne s’arrêtera qu’une fois cette étape terminée, ce qui entraînera la perte de points de données.
    4. Attends que l’étape 2 soit marquée TERMINÉE.
    5. Cliquez sur le bouton PLAY/RUN pour commencer l’étape 3 (Traitement) et confirmez l’invite en cliquant sur OK.
      REMARQUE : Laisser une période d’équilibre de 15 à 30 minutes après manipulation (par exemple, après l’ensemencement ou le transfert des cellules) avant de commencer l’étape suivante de mesure (avant l’étape 3.2.5) aide à minimiser la déviation initiale causée par les fluctuations de température ou de pH dans les courbes de croissance.

4. Manche 2 : Ensemencement des cellules tumorales (Jour 3)

  1. Préparez une nouvelle plaque E-E xCELLigence à 96 puits comme décrit aux étapes 1.1 et 1.4.
  2. Des cellules tumorales fraîches à graines comme décrit à l’étape 2.
  3. Incubez la plaque E toute la nuit pour permettre l’adhésion cellulaire.

5. Manche 2 : transfert de cellules T CAR vers la deuxième plaque E (jour 4)

  1. Transférez le contenu de chaque puits dans un puits correspondant d’une plaque U-bottom de 96 puits à l’aide d’une pipette multicanal. Faites attention à ne pas toucher les électrodes au bas de la plaque E.
  2. Centrifugeuse à température ambiante, 400 × g pendant 5 minutes.
  3. Aspirez soigneusement le surnageant et conservez-le pour un test immunosorbent lié aux enzymes (ELISA) si nécessaire.
  4. Resuspendez la pellete cellulaire dans 100 μL de milieu frais sans cytokines d’expansion.
    REMARQUE (optionnelle) : Les lymphocytes T peuvent désormais être divisés (par exemple, 50 μL = 1:2) et utilisés pour des analyses ultérieures, telles que la cytométrie en flux. La division des lymphocytes T ajuste leur prolifération lors du test de destruction xCELLigence. Cela aide à réduire le nombre de cycles nécessaires jusqu’à ce que l’épuisement devienne apparent. Il est recommandé de tester les rapports de répartition entre 2 et 4.
  5. Ajouter 100 μL/lymphocytes T de puits à la plaque E de la deuxième tumeur (50 μL si la division 1:2), en assurant que le milieu et, le cas échéant, les cytokines/composés sont complètement reconstitués.

   

6. Poursuite de l’essai sur les meurtres en série (jours 5 à 10 et au-delà)

  1. Répétez les étapes 4 et 5 pour des tours supplémentaires de tuerie selon les besoins, avec des intervalles de 48 heures.
  2. Surveillez l’activité de destruction et la persistance des lymphocytes T à chaque étape à l’aide de lectures xCELLigence et de tests complémentaires tels que ELISA ou cytométrie en flux.

7. Collecte de données et manipulation des plaques électroniques

  1. Après la durée de mesure souhaitée, appuyez sur STOP dans le logiciel.
  2. Exportez les données normalisées jusqu’au point temporel d’addition de la cellule effecteur et non moyennées pour permettre un graphique précis de la moyenne ± SEM dans le logiciel d’analyse (R, GraphPad Prism, etc.). Exportez le jeu de données moyen si vous le souhaitez.
  3. Déverrouillez et retirez la plaque E. Publiez l’expérience dans le logiciel.
  4. Nettoyez ou stockez la plaque E dans l’incubateur pour des analyses supplémentaires (par exemple, surnageant pour ELISA ou prélèvement cellulaire pour cytométrie en flux).

8. Optionnel : lavage des plaques électroniques pour réutilisation

REMARQUE : Cette étape optionnelle permet de réutiliser les plaques E xCELLigence pour réduire les coûts expérimentaux. La réutilisation n’est recommandée que si les propriétés électriques de la plaque E restent stables à travers les expériences et jusqu’à ce que les puits individuels atteignent la plage de référence acceptable. Suivez toutes les procédures de sécurité, en particulier lors de la manipulation de l’hydroxyde de sodium (NaOH). Inspectez visuellement les plaques E après le lavage pour détecter d’éventuels défauts dans les électrodes.

  1. Jetez tout le contenu de la plaque E sans toucher le dessous de la plaque E.
  2. Lavez chaque puits trois fois avec de l’eau déionisée de 200 μL.
  3. Ajoutez 200 μL de 0,1 M NaOH à chaque puits.
    ATTENTION : NaOH est corrosif. Veillez à ce que les consignes de sécurité locales soient respectées. Portez des gants, un manteau et des lunettes de sécurité. Manipulez 1 M NaOH dans un meuble de sécurité. Jetez les déchets de NaOH dans l’évier avec de l’eau qui coule pour assurer une bonne dilution. Ne mélangez jamais d’acides et de bases concentrés. N’ajoutez pas d’eau à l’acide ; Seulement de l’acide à l’eau.
  4. Incubez la plaque E à température ambiante pendant 5 minutes.
  5. Lavez chaque puits au moins trois fois avec de l’eau déionisée, afin de vous assurer que tout NaOH résiduel est éliminé.
  6. Séchez la plaque E en la tapotant doucement sur un mouchoir, puis séchez à l’air libre.
  7. Stériliser la plaque E sous lumière UV à l’intérieur d’une armoire de biosécurité pendant au moins 1 heure ou un dispositif d’irradiation UV.
    REMARQUE : Placez la plaque E de façon à ce que les puits soient orientés directement vers le haut. La lumière UV ne pénètre pas les fonds de puits en plastique.

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Résultats

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L’exécution réussie du protocole permet de reproduire des relectures basées sur l’impédance qui reflètent la viabilité des cellules tumorales et la cytotoxicité des cellules CAR T au fil du temps. La croissance cellulaire et la cytotoxicité ont été évaluées à l’aide du système RTCA commercial. Les données étaient exprimées sous forme d’indice cellulaire normalisé (NCI), calculé en divisant l’IC à chaque moment par l’IC à un moment de normalisation sélectionné. Le temps de normalisation est fixé immédiatement avant l’ajou...

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Discussion

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Ce protocole décrit une méthode pour évaluer la cytotoxicité médiée par les cellules CAR T sur plusieurs cycles d’exposition antigénique utilisant la plateforme xCELLigence RTCA. En permettant la mesure longitudinale de la viabilité des cellules tumorales via l’impédance, cette approche capture les réponses cytotoxiques répétitives – appelées tuerie en série – sous un format continu et sans marqueur. Le protocole est conçu pour surveiller comment la fonction effectrice des lymphocytes T ...

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Déclarations de divulgation

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SK a reçu des honoraires de Plectonic, TCR2 Inc., Miltenyi, Galápagos, Cymab, Novartis, Regeneron, BMS et GSK. SK est l’inventeur de plusieurs brevets dans le domaine de l’immuno-oncologie. SK a reçu des frais de licence de TCR2 Inc et Carina Biotech. SK a reçu un soutien à la recherche de TCR2 Inc., Tabby Therapeutics, Catalym GmbH, Plectonic GmbH et Arcus Bioscience pour des travaux non liés au manuscrit. Tous les autres auteurs déclarent ne pas avoir d’intérêts concurrents.

Remerciements

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TT, SM et NTTN ont reçu des subventions de la Fondation Else-Kröner Fresenius (IOLIN). NTTN a reçu des subventions supplémentaires de la Friedrich-Baur-Stiftung et de l’Aide allemande contre le cancer (AvantCAR.de). Le MPT est soutenu par la Fondation Monika Kutzner et le Conseil européen de la recherche (MSCA Fellowship 101106951). SK est soutenue par le programme doctoral international « i-Target : immunociblage du cancer » (financé par l’Elite Network of Bavaria), le Bavarian Cancer Research Center (BZKF) (TANGO to S.K.), la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, numéro de subvention : KO5055-2-1 et KO5055/3-1), la Melanoma Research Alliance (grant numéro 409510), le Réseau de formation Marie Sklodowska-Curie pour l’optimisation de la thérapie par cellules T adoptives du cancer (financé par le programme Horizon 2020 de l’Union européenne ; subvention 955575). Réseau de formation Marie Sklodowska-Curie pour le suivi et le contrôle des cellules immunitaires thérapeutiques dans le cancer (financé par le programme Horizon de l’UE, subvention 101168810), Else Kröner-Fresenius-Stiftung (IOLIN), German Cancer Aid (AvantCAR.de), Wilhelm-Sander-Stiftung, Ernst Jung Stiftung, Institutional Strategy LMUexcellent de LMU Munich (dans le cadre de l’Initiative allemande d’excellence), Go-Bio-Initiative, m4-Award du ministère bavarois des Affaires économiques, Bundesministerium für Bildung und Forschung, le programme EUROSTAR, le Conseil européen de la recherche (Starting Grant 756017, PoC Grant 101100460 et CoG 101124203), par la SFB-TRR 338/1 2021-452881907, la Fondation Fritz-Bender, la Fondation Deutsche José Carreras Leukämie Stiftung, la Fondation Hector, la Fondation Bavaroise pour la Recherche (BAYCELLATOR), la Fondation Monika-Kutzner, la Fondation Bruno et Hélène Jöster (360° CAR), la Fondation Dr. Rurainski ainsi que la Fondation Brigitte et Dr. Konstanze Wegener

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
BxPC3ATCCCRL-1687
Plaque E 96Agilent  ;300600910
RTCA software Pro (Basic)  ;Agilent  ;N/AVersion 2.6.1
xCELLigence RTCA MP - (Plaques multiples)Agilent  ;N/A

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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