Article de méthode

Propagation in vivo par les producteurs de nématodes entomopathogènes

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DOI :

10.3791/69678

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9 janvier 2026

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1US Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Vegetable Crops Research Unit, 2Department of Entomology, University of Wisconsin-Madison, 3US Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Southeast Fruit and Tree Nut Research Unit

Dans cet article

Résumé

Nous présentons deux méthodes permettant aux agriculteurs de propager massivement des nématodes entomopathogènes sous forme de bioinsecticides. La première méthode utilise le gel de polyacrylamide comme substrat de culture du nématode, tandis que la seconde utilise du coton recouvert de polymère comme substrat de culture. Les deux méthodes reposent sur la propagation in vivo des nématodes à l’intérieur des cadavres d’insectes.

Résumé

Les nématodes entomopathogènes (NPE) produits par des méthodes in vitro ou in vivo sont des agents biocontrôlables très efficaces pour la gestion des insectes nuisibles. Les systèmes de propagation massive in vivo donnent des nématodes de haute qualité mais sont souvent plus laborieux et/ou moins rentables que les méthodes commerciales in vitro . Les systèmes de propagation des nématodes orientés vers le cultivateur décrits à ce jour sont généralement peu fiables car ils dépendent de sources externes (industrie ou laboratoires universitaires) pour calibrer l’inoculum. Nous avons conçu de nouveaux systèmes basés sur les producteurs où les agriculteurs peuvent continuer à produire leurs propres nématodes après avoir acquis l’inoculum auprès de laboratoires ou entreprises de production EPN établis.

Ici, nous présentons deux méthodes permettant aux agriculteurs de propager en masse les NPE sous forme de bioinsecticides. Dans la première méthode, nous avons comparé la production in vivo de nématodes utilisant la méthode standard du piège blanc à une approche orientée vers le cultivateur utilisant le gel de polyacrylamide comme substrat de nématode. La méthode orientée vers le cultivateur a produit plus de nématodes que la méthode standard lors de la culture de deux espèces de NPE couramment disponibles (Steinernema carpocapsae et Heterorhabditis bacteriophora).

Dans la seconde méthode, deux espèces indigènes de nématodes (Oscheius onirici et Heterorhabditis georgiana) ont été massivement propagées dans des larves de coléoptères vivants (Tenebrio molitor) qui étaient intégrées entre deux couches d’un coton recouvert de polymère. La récolte des nématodes émergés de la bicouche laineuse a été utilisée par une irrigation systématique d’un plateau, créant une boue de nématodes prête à être utilisée sur le terrain. Ces systèmes orientés vers les producteurs offrent un potentiel d’adoption large par les acteurs agricoles car les approches sont techniquement simples et évolutives pour ceux qui recherchent des méthodes accessibles et fiables pour produire des nématodes. En offrant aux producteurs un moyen de créer leurs propres outils de gestion des nuisibles, ces méthodes devraient faciliter une plus grande indépendance et rentabilité dans les fermes américaines.

Introduction

Les nématodes entomopathogènes (EPN), couramment représentés par des espèces de Steinernema et Heterorhabditis, sont utilisés comme agents biocontrôleurs efficaces des insectes nuisibles du soldepuis de nombreuses années 1. Les NPE cherchent dans le sol des insectes hôtes, et lorsqu’un nématode trouve un hôte adapté, il pénètre dans son corps et déploie des bactéries symbiotiques pour tuerl’insecte 2. Ces bactéries symbiotiques consomment l’hôte, se multiplient à l’intérieur du cadavre et deviennent la principale source alimentaire desnématodes 3. Finalement, après plusieurs générations de nématodes dans le cadavre hôte, les nématodes juvéniles infectieux (IJ) émergent pour rechercher de nouveaux hôtes insectes. C’est à ce stade que les nématodes peuvent être récoltés et déployés comme bio-insecticide pour la protection des cultures. Les agriculteurs (et autres acteurs agricoles) peuvent acheter des formulations de ces nématodes bénéfiques, mais rarement les agriculteurs peuvent cultiver leurs propres nématodes pour les utiliser dans le cadre de programmes de lutte antiparasitaire.

La culture et la récolte des nématodes par des méthodes de production classiques peuvent être assez difficiles. La production à petite échelle de NPE est souvent basée sur des méthodes in vivo , tandis qu’à plus grande échelle, la production in vitro estutilisée 4. La plupart des méthodes in vitro utilisent des homogénéats de sous-produits animaux comme régime alimentaire pour les nématodes, évitant ainsi la manipulation des insectes. Sans surprise, la production in vivo peut être difficile et coûteuse car elle implique l’inoculation d’insectes hôtes vivants, souvent en utilisant la méthode du piègeblanc 5 avec soit Galleria mellonella L. (« vers de cire ») soit Tenebrio molitor L. (« vers de farine »). La culture de nématodes dans les insectes hôtes ajoute non seulement le coût élevé des insectes vivants, mais aussi la main-d’œuvre liée à leur manipulation.

À mesure que les EPN se développent dans leurs hôtes insectes, les cadavres présentent des signes caractéristiques d’infection correspondant au genre EPNqui les infecte 6. Les cadavres peuvent ensuite être placés sur une surface humidifiée à l’intérieur d’un bol de retenue qui a été placé dans un plus grand plat remplid’eau 7. Lorsque les nématodes ont terminé leur cycle de vie à l’intérieur du cadavre hôte, les IJ quittent le cadavre et sont collectés, généralement par irrigation douce à l’eau, puis stockés dans divers milieux, y compris des substrats inertes comme les gels (Figure 1), la sciure ou la vermiculite8. La production in vivo reflète généralement une faible économie d’échelle due aux coûts de main-d’œuvre et d’insectes 7,9.

La production in vitro repose sur l’élevage des NPE sur des milieux artificiels contenant des cultures monoxéniques de NPE et de leurs bactéries symbiotiques, Photorhabdus (pour Hétérhabditis) et Xenorhabdus (pour Steinernema)4,10. Cette méthode nécessite une expertise avancée et un investissement important pour les matériaux et instruments liés à la fermentation à haut débit11. En conséquence, une production fiable d’EPN in vitro risque d’être coûteuse pour de nombreuses exploitations agricoles.

Pour les agriculteurs et autres acteurs agricoles, les défis techniques associés aux techniques in vitro peuvent être contournés en améliorant les méthodologies in vivo, en particulier l’amélioration de l’élevaged’insectes 12 combiné à l’inoculation automatisée des nématodes et à la récolte 7,13. Ces méthodes in vivo peuvent devenir nettement plus efficaces, car elles optimisent les procédures d’inoculation, de production et de stockage desNPE 7,14,15,16. De plus, la production in vivo peut être adaptée aux besoins des utilisateurs finaux en facilitant la production de NPE par les agriculteurseux-mêmes 17. Un inconvénient fondamental de cette méthode est que l’inoculum du nématode doit être réapprovisionné aux producteurs par une source commerciale ou publique pour chaque cyclede production 9, rendant le producteur perpétuellement dépendant de la source d’inoculation fournie à l’extérieur. Par conséquent, une méthode de production EPN durable et à long terme était nécessaire pour les producteurs. Les méthodes durables résultantes sont présentées dans cet article.

Pour explorer ces approches, nous avons mis en place deux méthodes de production in vivo différentes. Dans la première méthode, nous avons comparé la production in vivo de l’approche standard du piège blanc à la nouvelle méthode orientée vers le cultivateur. Le résultat est une approche relativement simple et peu coûteuse pour la production d’EPN, durable et facilement adaptable à diverses espècesd’EPN 9. L’un des principaux avantages de cette méthode est qu’un petit sous-ensemble des NPE produits dans un « lot » peut être utilisé pour inoculer les hôtes insectes pour les lots suivants. Ainsi, une fois qu’un cultivateur a reçu l’inoculum initial du NPE, la matière source externe n’est plus nécessaire. Ce procédé répond à l’utilisation continue par le producteur.

Une approche similaire à faible coût et faible apport pour la propagation des nématodes a été développée en parallèle, principalement axée sur le biocontrôle des ravageurs de la canneberge dans le Wisconsin, aux États-Unis. Récemment, deux souches de nématodes de l’espèce, Oscheius onirici (Nematoda : Rhabditidae) et Heterorhabditis georgiana (Nematoda : Rhabditidae), ont été découvertes dans les tourbières acides du centre duWisconsin 18 et testées à plusieurs reprises lors d’étudesde terrain 18,19. Ces espèces sont indigènes et se sont révélées très virulentes contre des insectes nuisibles historiquementproblématiques 18, 19, 20. Ainsi, de nombreux agriculteurs se sont intéressés à utiliser ces nématodes comme agents de biocontrôle des ravageurs des cultures (ver des fruits de sparganothis et coléoptère des puces rousses). Les nématodes peuvent être propagés en masse in vivo à l’aide de larves de coléoptères (Tenebrio molitor) qui ont été intégrées dans des couches humides et bien aérées d’un coton recouvert de polymère (c’est-à-dire une « gaze de cheval »). Il est important de noter que les fibres sont humidifiables tout en restant suffisamment rigides pour maintenir l’épaisseur de la gaze après l’ajout d’eau. En conséquence, les deux couches de gaze ne se compriment pas lorsqu’elles sont mouillées, facilitant une meilleure circulation de l’air et la survie des nématodes. Le système de gaze à deux couches simule mieux les espaces poreux dans le sol humide et convient au stockage des nématodes une fois les IJ émergés. La récolte des IJ à partir de la bicouche de gaze se fait facilement grâce à l’irrigation systématique de la gaze et à la collecte de la boue riche en nématodes.

Protocole

1. Obtention de l’inoculation initiale et des procédures de base

REMARQUE : La production de masse des méthodes basées sur le cultivateur repose sur des insectes hôtes infectés. Dans la première méthode, une fois l’inoculum initial produit, les suspensions aqueuses de nématodes ne sont plus nécessaires pour infecter de nouveaux hôtes.

  1. Pour commencer l’inoculum initial, obtenez l’espèce EPN souhaitée. Utilisez le stade juvénile infectieux (IJ) de la souche Steinernema carpocapsae (souche toute) et de la souche Heterorhabditis bacteriophora (souche VS).
  2. À l’aide des PI, infectez les larves de G . mellonella du dernier stade en utilisant la méthode du piègeblanc 7.
  3. Inoculer vivantes 50 larves de G. mellonella avec des IJ (100 IJs/insecte) de S. carpocapsae ou H. bacteriophora dans des plaques de Petri (90 mm) doublées de papier filtrant. Maintenez les insectes inoculés à 25 °C jusqu’à ce que les IJ soient proches de l’émergence (5 à 7 jours pour S. carpocapsae, 7 à 10 jours pour H. bacteriophora).
  4. Procéder au processus de production continu basé sur la culture9.
    1. Pour une inoculation de masse, placez un cadavre infecté (par exemple, infecté par S. carpocapsae ou H. bacteriophora) avec 50 larves vivantes de G. mellonella dans un contenant plastique (5,7-14,2 L) doublé d’un essuie-tout humide et conservez à 25 °C.
    2. Après 72 heures, retirez les cadavres qui ne présentent pas de changements de couleur appropriés (beige/brun pour Steinernema ; rouge/orange pour Hétérodhabditis) du récipient afin d’éviter toute contamination.
    3. Déplacez les cadavres dans des contenants contenant de la poudre de gel de polyacrylamide dans des récipients en plastique transparent et humidifiez avec de l’eau (20 mL/gramme sec de gel). Placez les cadavres sur un grillage en nylon (2 mm × 2 mm de pores) pour les séparer dugel 7.
    4. Prélève les IJ des hôtes infectés (qui restent sur l’écran au-dessus du gel). Poursuivre la récolte dans le gel jusqu’à ~5 à 7 jours après le début de l’apparition des IJ ; retirer et jeter les cadavres appauvritus (la récolte des papiers jupons doit être laissée jusqu’à ce que les papiers juvéniels diminuent considérablement, généralement environ 5 à 7 jours).
      REMARQUE : Les IJ prélevés dans le gel peuvent être utilisés pour commencer l’inoculum pour une nouvelle production de NPE, utilisés directement pour l’application, ou conservés au réfrigérateur pour une utilisation ultérieure pendant plusieurs semaines à mois sans perte de viabilité ou même 3 à 6 mois pour une réinoculation.
  5. Pour développer l’inoculum pour les cycles de production ultérieurs, exposez les larves saines de G. mellonella aux IJ présentes dans le gel dans des boîtes de Petri (90 mm). Ensuite, utilisez ces nouveaux hôtes infectés pour inoculer le groupe suivant de larves de G. mellonella (comme mentionné ci-dessus aux étapes 1.2 et 1.3).
  6. Pour les applications EPN, rincez les IJ qui ont été retirés du gel à l’aide d’eau du robinet ou de criblages (pores < 0,3 cm). Sinon, appliquez les EPN directement dans le gel sur de petites arènes sans rinçage.
    REMARQUE : Les EPN peuvent être utilisés en suspension aqueuse et appliqués selon les pratiques standard des producteurs (pulvérisations, irrigation, etc.)7. Le gel peut être conservé plusieurs semaines en réfrigération avec une légère réduction de la viabilité du NPE, tandis qu’à température ambiante, il ne peut être conservé pas plus de 2 semaines. En réfrigération, le gel peut être conservé pendant des mois (les temps exacts varient selon les espèces de NPE).

2. Expérience de Steinernema carpocapsae

REMARQUE : L’objectif de cette étude était de valider la production d’IJ selon une approche basée sur les producteurs par rapport à l’approche standard du piège blanc en variant la taille de l’arène.

  1. A mis en place l’expérience pour comprendre cinq traitements avec différentes densités de cadavres, variant de 5 à 50 hôtes par arène.
    1. T1 : Contrôle : Placer 5 cadavres dans des pièges blancs à l’aide de boîtes de Petri (10,0 cm × 1,5 cm ; diamètre [D] × hauteur [H]) ou 0,06 cadavre/cm 2.
    2. T2 : Placer 30 cadavres dans des pièges blancs plus grands (15,0 cm × 1,5 cm ; D × H) dans des contenants en plastique transparent de 14,2 L (43,2 cm × 28,3 cm × 16,5 cm ; L × W × H) ou 0,025 cadavre/cm 2.
    3. T3 : Placer 25 cadavres dans du gel de polyacrylamide (15 g de poudre de gel + 300 mL d’eau du robinet) dans des récipients plastiques transparents de 5,7 L (36,2 cm × 21 cm × 12,4 cm ; L × W × H) ou 0,033 cadavres/cm 2.
    4. T4 : Placer 30 cadavres dans un gel de polyacrylamide (35 g de gel sec + 700 mL d’eau du robinet) dans des récipients en plastique transparent de 14,2 L ou 0,025 cadavre/cm 2.
    5. T5 : Placer 50 cadavres dans du gel de polyacrylamide (35 g de poudre de gel sec + 700 mL d’eau du robinet) dans des contenants en plastique transparent de 14,2 L ou 0,041 cadavres/cm 2.
  2. Utilisez la méthode standard du piège blanc (T1) comme contrôle (voir étape 2.1).
  3. Assurez-vous que chaque traitement comporte quatre réplications et répétez l’ensemble de l’expérience deux fois.
  4. Placez les cadavres avec des traitements en gel sur le grillage en nylon de 2 mm × 2 mm.
  5. Couvrez tous les récipients avec des couvercles perforés légèrement serrés et maintenez à 25 °C.
  6. Observez les pièges blancs quotidiennement pour l’émergence du JJ et terminez 7 jours après la première émergence du IJ.
  7. À la fin, évaluer la production totale de IJ par insecte selon les procédures standard dedilution 6.
  8. Dans le gel, comptez les IJ après avoir bien mélangé, enregistré le volume total du gel, dilué 10 mL dans de l’eau (ratio 1:100), puis remué pendant près de 20 minutes.

3. Expérience de la bactériophora d’Heterorhabditis

REMARQUE : Cette expérience a été conçue pour tester une méthode de production basée sur le cultivateur pour H. bacteriophora (les procédures étaient basées sur les résultats de l’expérience sur S. carpocapsae ).

  1. Préparez les traitements : placez 5 cadavres dans des pièges blancs dans des boîtes de Petri (100 mm de diamètre x 15 mm) et 50 cadavres dans du gel de polyacrylamide (35 g de poudre de gel sec + 700 mL d’eau du robinet) dans des contenants en plastique transparent de 14,2 L.
  2. Utilisez la méthode du piège blanc (voir étape 3.1) comme témoin.
  3. Répétez l’expérience entière deux fois avec cinq répétitions de chaque traitement.
  4. Réalisez l’expérience et évaluez le rendement de l’IJ de la même manière que lors de l’expérience précédente (voir section 2).

4. Propagation d’Oscheius onirici et Heterorhabditis georgiana

REMARQUE : L’objectif de cette étude était de valider la production d’IJ en utilisant une seconde approche basée sur le producteur, s’appuyant sur un coton recouvert de polymère (gaze de cheval) commercialement disponible comme substrat de culture. Dans cette procédure, la gaze de cheval sert de substrat aux IJ émergents car ses propriétés physiques permettent à la fois l’aération et une récolte efficace des IJ. L’approche de la gaze pour cheval a été comparée à un substrat standard de nématode (simple coton).

  1. Examinons les deux facteurs dans un plan factoriel bidirectionnel entièrement croisé : l’identité du nématode (O. onirici ou H. georgiana) × le substrat de culture (gaze de cheval ou coton). Ce plan expérimental (2 × 2) créera quatre combinaisons de traitement uniques, chacune reproduite 7 fois et disposée dans un design entièrement randomisé.
  2. Pour chaque réplication, placez une feuille de gaze de cheval ou de coton dans un plateau en plastique peu profond (35,6 cm × 25,4 cm × 2 cm) afin de servir de substrat aux insectes hôtes. Étalez 200 larves de T. molitor (congelées) uniformément sur la feuille. Placez une autre feuille de même dimension sur les larves, créant trois couches (une couche inférieure de laine, une couche de vers de farine et une couche supérieure de laine). Pour les deux espèces de nématodes, préparez sept plateaux à l’aide de gaze de cheval et sept plateaux à la titaine.
  3. Obtenir les inocula IJ pour O. onirici et H. georgiana à partir de cultures de nématodes in vivo avec T. molitor (vers de farine) comme hôte sur des ronds de coton humidifiés.
    1. Placez deux petits ronds en coton dans une boîte de Petri et humidifiez-les avec un trempage (10-15 mL) d’eau du robinet.
    2. Placez 4 à 6 larves de T. molitor (vivantes ou meurtrées par congélation) selon un motif non chevauchant entre les deux ronds de coton.
    3. Ajoutez 10 mL d’une suspension de nématode (400-500 IJs/mL) à la partie supérieure du coton, permettant aux IJ de rechercher et d’infecter les vers de farine.
      REMARQUE : À 21-22 °C, les PI commencent à apparaître 2 à 4 semaines après l’inoculation.
    4. Récoltez les IJ des boîtes de Petri en versant (deux fois) 20 à 25 mL d’eau sur le coton rond et en recueillant la boue qui a percolé à travers le coton.
  4. Infectez les insectes hôtes dans les grandes plateformes peu profondes par un arrosage approfondi des feuilles de laine avec environ 400 mL d’une suspension de nématodes (80 000-90 000 nématodes/L). Laissez les nématodes infecter les larves d’insectes et éclovez pendant 4 semaines à 21-22 °C.
  5. Après 4 semaines, récoltez les nématodes en irriguant chaque plateau deux fois avec des arrosages (500 mL chacun) d’eau du robinet, collectant un total de 1 L de boue de nématodes.
  6. Comptez la densité de nématodes par mL au microscope disséquant et comptez les comptages pour chaque gouttière réplicative.

Résultats

Expérience de S. carpocapsae
Les effets du traitement étaient significatifs sur la base du nombre moyen de IJs/cadavre (ANOVA unidirectionnelle : F 4,39 = 2,95, P = 0,0362). Seuls T2 et T4 étaient significativement différents l’un de l’autre, car T4 produisait plus de IJ par cadavre (244 029 ± 16 241) que T2 (159 114 ± 9 669) (Figure 2).

Expérience sur H. bacteriophora
Un effet significatif du traitement a été observé sur le nombre moyen de JI par cadavre dans cette expérience (ANOVA unidirectionnelle : F1,19 = 5,0, P = 0,040). Le traitement basé sur la méthode orientée vers le cultivateur a présenté significativement plus de PI par cadavre (186 389 ± 28 645) que le traitement au piège blanc (124 470 ± 19 129) (Figure 3).

Propagation d’Oscheius onirici et Heterorhabditis georgiana
La bicouche de gaze de cheval était aussi efficace que le coton pour fournir un substrat de culture aux nématodes O. onirici et H. georgiana (ANOVA bidirectionnelle : principal effet du nématode Identité : F1,23 = 0,146 ; P = 0,706 ; effet principal du type de substrat : F1,23 = 0,104 ; P = 0,751 ; interaction entre l’identité du nématode et le type de substrat : F1,23 = 0,346 ; P = 0,563). La moyenne d’O. onirici par L provenant des plateaux avec du coton et de la gaze de cheval était, respectivement (en millions), de 101,11 ± 13,73 et 95,93 ± 20,19. La moyenne de H. georgiana par L provenant des plateaux avec du coton et de la gaze de cheval était, respectivement (en millions), de 82,23 ± 18,69 et 99,93 ± 18,40.

Figure 1
Figure 1 : Schéma de la méthode basée sur le cultivateur. Étape 1 : inoculation ; Étape 2 : incubation massive ; Étape 3 : transférer dans un gel de polyacrylamide avec tamisage. Abréviation : IJs = nématodes juvéniles infectieux. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 2
Figure 2 : Production moyenne de juvéniles infectieux (IJ) de Steinernema carpocapsae (All) par cadavre de Galleria mellonella sur cinq traitements. Abréviation : IJs = nématodes juvéniles infectieux. Cette figure a été prise avec la permission d’Oliveira-Hofman et al.9. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 3
Figure 3 : Production moyenne de juvéniles infectieuses par Heterorhabditis bacteriophora (souche VS) par cadavre de Galleria mellonella à partir d’un piège blanc et d’un traitement au gel de polyacrylamide. Cette figure a été prise avec la permission d’Oliveira-Hofman et al.9. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Discussion

Ces recherches ont révélé que les méthodes orientées vers le cultivateur (avec gel de polyacrylamide et/ou une bicouche de gaze recouverte de polymère) peuvent produire de manière fiable un grand nombre de nématodes pour les programmes de lutte antiparasitaire. Il est important de noter que les paramètres de base des procédés mentionnés ci-dessus peuvent être améliorés pour répondre aux besoins des producteurs (par exemple, densité d’hôtes, tailles de l’arène et substrats utilisés). Les deux approches peuvent convenir à différents systèmes de culture ; Une comparaison et une optimisation supplémentaire des méthodes seront un sujet majeur de recherches futures.

En comparant le gel de polyacrylamide à la méthode à base de piège blanc, le substrat gélifique produit un plus grand nombre d’IJ. Un élément crucial de ces constatations est que les IJ peuvent se déplacer directement dans le gel, tandis que dans les pièges blancs, ils doivent passer de l’intérieur du plat de rétention au plat de récolte, et par conséquent, certains IJ peuvent ne pas atteindre le plat de récolte. Il y a des avantages à prélever les IJ directement du gel, étant donné que les IJ ont tendance à se disperser dans leur environnement, se concentrant effectivement dans le gel, facilitant le stockage et/ou la récoltede 15.

De même, les IJ cultivés dans des vers de farine incrustés dans la bicouche de gaze peuvent aussi quitter les cadavres et, en suivant la gravité, descendent et s’accumulent sur/dans les fibres mouillées de la gaze. La structure de la bicouche recouverte de polymère crée une grande surface sur laquelle les nématodes peuvent être concentrés. La facilité de culture et de récolte des IJ rend cette approche accessible aux producteurs souhaitant produire des nématodes en interne. La constatation que la gaze de cheval était aussi productive que le coton est assez importante car elle indique que les bénéfices de la gaze de cheval (c’est-à-dire une meilleure efficacité de la récolte des nématodes) peuvent être maintenus sans réduction de la productivité. Il est probable que la gaze de cheval offre une meilleure aération que le coton, car les fibres de gaze ne s’effondrent pas en un tapis dense et imbibé d’eau. Il est important de noter que les nématodes qui émergent directement d’un hôte infecté (selon nos méthodes in vivo ) auront démontré — en tant que population — leur capacité à trouver, maîtriser et tuer les hôtes insectes, indiquant ainsi un haut degré d’infectivité (capacité d’invasion), une meilleure capacité de dispersion, une virulence plus élevée et une tolérance environnementale (abiotique), comparé aux nématodes produits par méthodes in vitro 21. 22.

Le système de production orienté vers le cultivateur proposé ici peut facilement être adapté à d’autres espèces de NPE, car l’insecte hôte, Galleria mellonella, est très sensible à la plupart des espèces de Steinernema et Heterorhabditis 6. D’autres insectes hôtes peuvent être utilisés, tels que T. molitor 6,7,18,19. La valeur de la formulation en gel a été démontrée par Leite et al. (2018)23 ; Si elles sont conservées à la bonne température dans le système de gel, elles peuvent être conservées plusieurs mois avant utilisation. La formulation à base de gel convient parfaitement à la plupart des systèmes d’application ; Les gels contenant des polyacrylamides sont utilisés avec succès comme formulations standard de l’EPN depuisdes décennies 6, 7, 24. De plus, les gels ont une grande capacité de stockage, la récolte du gel par criblage et rinçage est trèsfacile 24, peut prendre moins de 5 minutes (observation personnelle Shapiro-Ilan) et des rendements plus élevés sont observés dans l’approche du système gelé par rapport aux pièges blancs. Les formulations en gel conservent les IJ dans les formulations (tandis que d’autres formulations (à base de tourbe, vermiculite, mélange de rempotage, diatomée et compost de champignons) présentaient un pourcentage plus élevé d’IJ échappant aumilieu 23). D’autres essais sur des substrats de stockage de nématodes capables de se dissoudre complètement dans l’eau d’un réservoir de pulvérisation (par exemple, une éponge phénolique utilisée par Leite et al. (2023)25 seraient utiles aux producteurs.

Notre approche centrée sur les producteurs présente un inconvénient potentiel : la sous-culture répétée peut entraîner la détérioration de la virulence des nématodes, ce qui pose un problème potentiel pour tous les systèmes de production. Ce problème peut être évité si les producteurs utilisent un inoculum initial issu de lignéesconsanguines 26 puis limitent la densité des nématodes lors des épisodes d’infection, limitant ainsi l’incidence des « tricheurs » (nématodes non virulents qui dépendent d’autres nématodes pour tuer l’hôte) dans les cultures de nématodes27.

Nos méthodes de production innovantes basées sur les producteurs représentent des approches durables, accessibles, à haut rendement, à grande longévité et à faible coût (mais nécessitant beaucoup de main-d’œuvre) pour la production de NEP. La clé d’une production continue est l’utilisation d’un inocule initial fiable, basé sur des hôtes infectés ou un gel stocké. Le procédé répond donc à une utilisation continue par les cultivateurs, ce qui constitue une alternative à d’autres méthodes où le cultivateur dépend continuellement d’une source d’inoculum fournie à l’extérieur. Disposer de plusieurs méthodes pour des systèmes de propagation des nématodes orientés vers les producteurs leur permettra d’adapter le système à leurs propres pratiques agricoles.

L’incitation pour les producteurs à produire leurs propres nématodes sera aussi variée que celle des producteurs eux-mêmes, mais étant donné que les nématodes produits par méthodes in vivo présentent souvent une capacité de recherche, une meilleure aptitude et une virulenceaccrues 21,22, l’élevage in vivo de nématodes a une valeur intrinsèque. Inversement, les NPE produits via des approches in vitro ne rencontrent pas d’insectes vivants pendant leur développement, ce qui prive effectivement les nématodes de la possibilité de maintenir une létalité par habitant élevée (un critère important de leur valeur en tant qu’agent de biocontrôle)7,21,22. La rentabilité de nos méthodes doit être prise en compte par rapport à d’autres techniques in vivo, ainsi qu’à la rentabilité des NPE commerciaux. L’efficacité sur le terrain et les coûts sont des déterminants importants de tout programme de biocontrôle.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous remercions Stacy Byrd pour son assistance technique. La mention de noms commerciaux ou de produits commerciaux dans cette publication a uniquement à titre de fourniture d’informations spécifiques et n’implique pas une recommandation ou un appui du Département de l’Agriculture des États-Unis.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Clear plastic ContainersSterile Crop, Townsend MAhttps://www.sterilite.com/
Clear plastic ContainersIris USA, Inc, Pleasant Prairie, WIhttps://www.irisusainc.com/
Cotton woolMedLine Cotton Rolls, 1 × 8,5 pi de longhttps://athome.medline.com/fr/medline-sterile-cotton-roll-1in-x-8-5ft-1lb-10ct-non6028
Heterorhabditis georgianaUSDA ARS Vegetable Crops Research Unit, Madison, WIN/A
Ocheius onirici USDA ARS Vegetable Crops Research Unit, Madison, WIN/A
Polyacrylamide gel powderSoil Moist, JRM Chemical, Cleveland OHhttps://www.soilmoist.com/
Polymer-coated cotton wool (horse gauze)Leggett & PlattBB Satin Star 12'S, 30 × 36 pouces
Steinernema carpocapsae (Toutes les souches)  Heterorhabditis bacteriophora (souche VS)USDA ARS Southeastern Fruit and Tree Nut Research Laboratory, Byron, GA.N/A

Références

  1. Campos-Herrera, R. Nematode Pathogenesis of Insects and Other Pests: Ecology and Applied Technologies for Sustainable Plant and Crop Protection. , Springer International Publishing. Cham. (2015).
  2. Lacey, L. A., Georgis, R. Entomopathogenic nematodes for control of insect pests. J Nematol. 44 (2), 218-225 (2012).
  3. Mucci, N. C., et al. Apex predator nematodes and meso-predator bacteria consume their basal insect prey through discrete stages of chemical transformations. mSystems. 7 (3), e0031222(2022).
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