Modélisation de la résistance à l’insuline des adipocytes à l’aide de la fraction vasculaire stromale dérivée du tissu adipeux sous-cutané de la souris

Résumé

Cette étude présente un protocole expérimental utilisant une fraction vasculaire stromale dérivée du tissu adipeux sous-cutané de la souris et traitée avec de la dexaméthasone pour simuler la résistance à l’insuline. En conservant la complexité du tissu adipeux, elle offre une plateforme physiologiquement authentique pour la recherche mécanistique.

Résumé

La résistance à l’insuline dans le tissu adipeux est une caractéristique centrale des troubles métaboliques tels que le diabète de type 2, pourtant de nombreux modèles in vitro reposent sur des lignées cellulaires immortalisées qui reflètent incomplètement la complexité cellulaire du tissu adipeux natif. L’objectif de ce protocole est d’établir une méthode reproductible et expérimentalement accessible pour modéliser la résistance à l’insuline des adipocytes en utilisant des adipocytes primaires dérivés de la fraction vasculaire stromale (SVF) du tissu adipeux sous-cutané de la souris. Le protocole décrit l’isolement des cellules SVF par digestion enzymatique, leur différenciation adipogénique en adipocytes matures riches en lipides, et l’induction ultérieure de la résistance à l’insuline à l’aide de dexaméthasone. La résistance à l’insuline est définie et validée opérationnellement grâce à des relevés fonctionnels et moléculaires, incluant une réduction de l’absorption et de la consommation de glucose stimulé par l’insuline, ainsi qu’une diminution de la phosphorylation des protéines clés de signalisation insulinique dans la voie PI3K-AKT. En conservant l’hétérogénéité cellulaire dérivée des SVF, cette approche fournit un système basé sur les cellules primaires qui soutient l’étude de la signalisation de l’insuline des adipocytes dans des conditions qui s’approchent davantage de la physiologie du tissu adipeux que les lignées cellulaires conventionnelles. Ce protocole est destiné aux chercheurs recherchant une plateforme standardisée pour étudier les mécanismes de la résistance à l’insuline des adipocytes ou évaluer des interventions métaboliques, tout en reconnaissant que les relevés reflètent les réponses d’une culture mixte dérivée de SVF plutôt que d’une population d’adipocytes purifiée.

Introduction

Le diabète de type 2 (DT2DM) est devenu l’une des maladies métaboliques non transmissibles à la croissance la plus rapide au monde, avec un nombre total de patients dépassant désormais 537 millions et un nombre estimé de 783 millions d’ici 2045^. Ses caractéristiques pathophysiologiques principales se manifestent par une résistance à l’insuline (RI) des tissus périphériques, accompagnée d’une dysfonction progressive des cellules^{β 2}. L’essence de la RI réside dans les effets biologiques significativement réduits déclenchés par une concentration physiologique d’insuline dans les organes ciblés, entraînant une diminution de l’absorption de glucose, une augmentation de la production hépatique de glucose et une inhibition de la^{lipolyse altérée 3}. Le tissu adipeux est l’un des organes cibles les plus critiques de l’insuline. L’obésité rend les cellules graisseuses insensibles à l’insuline, réduisant l’absorption du glucose, inhibant la synthèse des triglycérides, tout en augmentant simultanément la lipolyse et en libérant davantage d’acides gras libres, aggravant ainsi la résistance systémique à^{l’insuline 4,5}.

Dans des conditions physiologiques, l’insuline active la voie PI3K-AKT pour translocer le transporteur de glucose 4 (GLUT4) vers la membrane cellulaire, favorisant l’absorption du glucose et la synthèse des triglycérides dans les adipocytes. Simultanément, l’insuline inhibe l’activité de la lipase triglycéride adipeux (ATGL) et de la lipase sensible aux hormones (HSL) à la surface des gouttelettes lipidiques, bloquant ainsi la^{lipolyse 6}. Lorsque la RI survient, une signalisation insulinique altérée affaiblit l’inhibition de la lipolyse, entraînant une libération massive d’acides gras libres (FFA) dans la circulation sanguine. Cela entraîne une libération massive de FFA dans la circulation sanguine, provoquant un dépôt de triglycérides ectopique dans des organes tels que le foie, le muscle squelettique et le pancréas. Cela induit une toxicité des lèvres et une inflammation chronique, contribuant finalement à l’apparition et à la progression du^{DT2DM 7}. Par conséquent, établir un modèle d’adipocytes mature reproduisant les caractéristiques de la RI in vivo est crucial pour élucider les mécanismes moléculaires de la RI et développer de nouvelles stratégies d’intervention.

Actuellement, la lignée cellulaire embryonnaire de fibroblastes de souris 3T3-L1 est devenue un outil classique pour les études in vitro de la résistance à la résistance des adipocytes grâce à son cycle d’induction court et à sa bonne reproductibilité ^8,9. Cependant, l’origine embryonnaire des cellules 3T3-L1, leur fond génétique uniforme et leur susceptibilité à la dérive phénotypique après un passage prolongé entraînent des différences significatives dans le comportement métabolique par rapport aux adipocytes adultes in situ, limitant leur valeur médicale^{translationnelle 10,11}. En revanche, la fraction vasculaire stromale (SVF) isolée à partir de tissu adipeux sous-cutané de rongeurs est riche en cellules souches adiposes multipotentes (ASC). Les adipocytes matures différenciés de ces ASC présentent des caractéristiques morphologiques, fonctionnelles et transcriptionnelles qui ressemblent davantage à celles des adipocytes blancs natifs que la lignée cellulaire 3T3-L1 largement utilisée. Cela fait des adipocytes dérivés des SVF un modèle complémentaire pour étudier la signalisation et la résistance de l’insuline dans un contexte qui approxime mieux la complexité tissulaire^{primaire 12}.

Ce protocole convient particulièrement aux chercheurs souhaitant étudier l’action de l’insuline dans un modèle d’adipocytes primaires qui conserve une hétérogénéité tissulaire plus importante que les lignées cellulaires immortalisées. Cependant, les utilisateurs doivent noter que la SVF est une population mixte contenant des cellules endothéliales et immunitaires ; Par conséquent, les relevés reflètent le comportement d’une culture où les adipocytes sont un composant majeur mais non exclusif. Ce modèle peut être moins adapté aux études nécessitant une population purement synchronisée d’adipocytes.

Cette étude propose un protocole pour construire un modèle cellulaire résistant à l’insuline à partir d’adipocytes matures dérivés de la SVF. Le protocole détaille l’ensemble du processus d’isolement, de culture, de différenciation et d’induction de la résistance à l’insuline (SVF), en imitant avec succès l’état de résistance à l’insuline des adipocytes in vivo. L’évaluation du modèle sera réalisée aux niveaux de consommation de glucose, de morphologie cellulaire et de mécanismes moléculaires. Cela fournit une base technique pour étudier les mécanismes moléculaires sous-jacents à la résistance à l’insuline dans les adipocytes.

Protocole

Toutes les expériences animales ont été approuvées par le Comité d’éthique des expérimentations animales de l’Université médicale du Xinjiang (Approbation éthique n° : IAGUC-20240228-41).

1. Isolation SVF

1. Animaux expérimentaux : Utilisez des souris C57BL/6J SPF de 4 à 6 semaines pesant entre 9 et 11 g. Hébergez-les à 22 ± 2 °C sous un cycle clair-obscur de 12 heures avec un accès libre à la nourriture et à l’eau.
2. Préparation stérile : Autoclave de tous les instruments et consommables à 121 °C pendant 30 minutes. Avant l’expérimentation, vaporisez la hotte à flux laminaire avec de l’éthanol à 75 % et irradiez avec de la lumière UV pendant ≥15 minutes. Effectuer toutes les procédures dans un cabinet de biosécurité de classe II. Portez des gants et des masques stériles.
3. Prélèvement de tissu adipeux : Euthanasiez les souris par inhalation de dioxyde de carbone suivie d’une luxation cervicale. Immergez immédiatement dans de l’éthanol à 75 % pendant 10 minutes pour désinfecter la surface. À l’aide de ciseaux ophtalmiques stériles, réalisez une incision circulaire le long de la ligne médiane de la poitrine et de l’abdomen. Effectuer une dissection contondante pour exposer le tissu adipeux blanc inguinal bilatéral, situé sur l’intérieur de la cuisse et s’étendant vers la région testiculaire en forme de V. Retirez soigneusement tous les ganglions lymphatiques visibles. Recueillez le tissu adipeux dans un PBS pré-refroidi et effectuez trois rinçages rapides.
4. Digestion de la collagénase : Transférez immédiatement le tissu adipeux lavé dans une cuvette stérile et réduisez en fragments de 1 à 2 mm³. Ajoutez 0,2 % de collagénase de type II (dissoute dans le PBS de Dulbecco, pH 7,4, préchauffée à 37 °C) à un volume 1,5 à 2 fois supérieur à celui du tissu. Incubez à 37 °C sur un shaker à température constante à 100 tr/min pendant 10 minutes. Inversez doucement toutes les 3 minutes pour éviter une surdigestion.
5. Terminaison et filtration : À la fin de la digestion, ajoutez un volume égal de milieu complet préchauffé (DMEM/F-12 + 10 % FBS + 1 % pénicilline-streptomycine) à 37 °C pour mettre fin à la réaction. Pipettez doucement 5 à 8 fois avec une pointe de pipette de 1 mL. Filtrez à travers un filtre cellulaire de 70 μm pour éliminer les fragments de tissu non digérés et les adipocytes matures.
6. Centrifugation et lavage : centrifugez le filtrat à 300 x g pendant 5 minutes à 25 °C. Jetez soigneusement le surnageant contenant des adipocytes matures. Resuspendez la pastille dans un milieu complet. Centrifugez à nouveau à 300 x g pendant 5 minutes à 25 °C. Répétez cette étape de lavage deux fois pour éliminer les résidus de collagénase et les adipocytes matures restants.
7. Ensemencement et culture : Resuspendez la dernière pellete dans 1 mL de substrat complet. Semez à une densité de 4 échantillons de graisse inguinale de souris par plat de culture cellulaire de 10 cm. Incubez à 37 °C avec 5 % de CO₂. Effectuer le premier changement de milieu après 24 heures pour éliminer les cellules non adhérentes. Ensuite, changez de milieu toutes les 48 heures. Faites passer les cellules lorsqu’elles atteignent 80 % à 90 % de confluence.
   REMARQUE : Ne pas passer les cellules lorsque la confluence dépasse 90 %, car les cellules ont atteint l’inhibition du contact et leur capacité proliférative est diminuée.

2. Préparation de la solution de travail de type II pour collagénase

1. Réactifs et consommables : Obtenir la collagénase de type II (activité ≥ 120 U/mg) ; BSA (≥ sans acides gras à 98 %) ; HEPES ; PBS de Dulbecco (contenant Ca²⁺ 1,8 mmol/L, Mg²⁺ 0,9 mmol/L), pH 7,2-7,4 ; Filtre stérile à faible liaison protéique de 0,22 μm.
2. Préparation d’une solution de collagénase de type II à 0,2 % : Pèser 60 mg de poudre de collagénase de type II, 800 mg de BSA et 48 mg de HEPES dans un tube centrifuge de 50 mL. Diluez à 40 mL avec le PBS de Dulbecco. Ajustez le pH à 7,4 ± 0,1 à l’aide de 1 M NaOH ou HCl. Stérilisez par filtration à travers un filtre de 0,22 μm. Aliquote 5 mL par tube et conserver à -20 °C. Évitez les cycles répétés de gel-dégel.
3. Induire la différenciation lorsque les cellules atteignent 100 % de confluence après le passage. L’état de différenciation optimal est indiqué par des cellules présentant une morphologie de type vortex. Utilisez la solution d’induction I pendant les 48 premières heures, puis passez à la solution d’induction II (Tableau 1).
4. Confirmer la différenciation réussie selon les critères suivants : au 4e jour d’induction, la coloration en rouge huile en O révèle une accumulation de gouttelettes lipidiques dans la plupart des cellules (environ 50 %), accompagnée d’une augmentation statistiquement significative (p < 0,05) de l’expression des marqueurs clés d’adipogenèse.

3. Établissement du modèle de résistance à l’insuline

1. Choisissez le 4e jour de différenciation comme point de départ pour induire la résistance à l’insuline. Confirmez au microscope que toutes les cellules présentent une transition morphologique de la forme fusiforme à la ronde, le cytoplasme de la plupart des cellules étant rempli de gouttelettes lipidiques à indice de réfraction élevé.
2. Remplacer le milieu par un milieu d’induction II contenant 1 μmol/L de dex et continuer la culture pendant 48 heures (Tableau 1). Après cette procédure, considérons le modèle d’adipocytes résistants à l’insuline établi. Notez que ces cellules ne présentent aucune altération morphologique supplémentaire. Utilisez ces cellules directement pour les tests d’absorption/consommation de glucose et pour la détection des protéines de la voie de signalisation de l’insuline.
3. Critères pour l’établissement réussi du modèle de résistance à l’insuline : Après 48 heures de traitement à la dexaméthasone, confirmez que la capacité d’absorption du glucose dans la plupart des cellules stimulées par l’insuline à 100 nM diminue d’environ 40 %. Confirmez également une réduction statistiquement significative (p < 0,05) des niveaux de phosphorylation des principales protéines de la voie de signalisation insulinique.
   REMARQUE : Ce processus nécessite l’ajout continu d’un milieu d’entretien par induction II.

4. Détection du glucose résiduel dans le surnageant en culture

1. Collectez les surnadants en culture cellulaire au moment désigné. Retirez les cellules par centrifugation à 4 °C et 300 x g pendant 5 minutes.
2. Mesurez les concentrations de glucose dans les surnadants à l’aide du kit de test glucose oxydase-peroxydase (GOD-POD). Calculez les concentrations en utilisant la formule suivante :
   Concentration de glucose (mmol/L) = (A_{(échantillon)} - _A(blanc)) / (A_(standard) - _A(blanc)) * C_(standard)
   Consommation de glucose (mmol/L) = Concentration de glucose dans un milieu cellulaire libre (mmol/L) - Concentration de glucose dans le surnageant cellulaire (mmol/L)
   Consommation normalisée de glucose (mmol/mg de protéine) = Consommation brute de glucose (mmol/L) / Concentration totale de protéines cellulaires (mg/L)

5. Western blot

1. Stimuler les cellules au moment désigné avec 100 nM d’insuline dans un milieu complet pendant 10 minutes à 37 °C afin d’activer la voie PI3K-AKT. Ensuite, ajoutez 200 μL de tampon de lyse cellulaire à chaque bol de culture cellulaire de 3,5 cm. Incubez sur glace pendant 30 minutes. Centrifugez à 13 040 x g pendant 10 minutes à 4 °C. Transférez le surnageant dans un nouveau tube microcentrifuge de 1,5 mL. Quantifiez la concentration en protéines à l’aide de la solution de travail BCA.
2. Chargez les échantillons sur un gel SDS-PAGE à 8 %. Faites fonctionner le gel à 80 V jusqu’à ce que les échantillons atteignent l’interface du gel d’empilement/séparation. Augmentez la tension à 120 V et faites fonctionner jusqu’à ce que les bandes de repère soient complètement dissipées. Effectuer le transfert à un courant constant de 200 mA pendant 2 heures.
3. Incubez la membrane à température ambiante avec 5 % de lait écrémé ou de BSA pendant 2 h pour le blocage. Lavez la membrane 3 fois avec TBST. Ensuite, incubez avec l’anticorps primaire toute la nuit à 4 °C. Anticorps primaires (dilution) : AKT : 1:1000, p-AKT (Ser473) : 1:1000, β-Actine : 1:1000, PI3K p110α : 1:1000, Phospho-PI3K p110 : 1:1000, C/EBPα : 1:2000, FABP4 : 1:2000.
4. Lavez la membrane 3 fois avec TBST. Ensuite, incuber avec un anticorps secondaire conjugué à HRP à température ambiante pendant 1 h. Anticorps secondaires (dilution) : IgG-HRP anti-souris chez la chèvre : 1:5000, IgG-HRP anti-lapin chez la chèvre : 1:5000.
5. Détectez le signal à l’aide de la chimiluminescence ECL. Visualisez et enregistrez les résultats expérimentaux à l’aide d’un imageur Western blot.
6. Analysez les valeurs en niveaux de gris des bandes résultantes à l’aide du logiciel ImageJ.

6. Dosage de coloration par absorption de glucose

1. Affamez les cellules séparément aux deux points temporels spécifiés pendant 12 heures en utilisant le RPMI 1640 contenant 1 % de FBS pour éliminer les interférences du glucose basal.
2. Après 10 minutes de stimulation avec 100 nM d’insuline, ajoutez 1 mL de solution 1x 2-NBDG dans chaque puits. Incubez la plaque à 37 °C pendant 1 heure, protégée de la lumière.
3. Lavez les cellules 2 à 3 fois. Ajoutez 1 mL de solution de coloration Hoechst prête à l’emploi à chaque puits. Faites couver l’assiette à 37 °C dans le noir pendant 10 minutes. Ajoutez la solution colorante lentement le long de la paroi latérale du vaisseau de culture, en évitant le contact direct avec la couche cellulaire pour éviter le détachement des cellules.
4. Lavez les cellules 2 à 3 fois, puis ajoutez du PBS. Capturez des images fluorescentes des cellules à l’aide d’un microscope à fluorescence inversée.
5. Effectuer une analyse quantitative des images à l’aide du logiciel ImageJ. Utilisez ImageJ pour séparer chaque canal, isolant le signal d’absorption du glucose (canal vert) du signal de fluorescence nucléaire (canal bleu).
6. Convertissez toutes les images en images en niveaux de gris 8 bits. Appliquer l’algorithme de seuil automatique par défaut pour définir les régions du signal positif.
7. Mesurez l’intensité moyenne de fluorescence dans ces régions désignées. Normalisez le signal de fluorescence d’absorption de glucose en divisant l’intensité moyenne de fluorescence du canal vert par l’intensité moyenne correspondante du canal bleu.

7. Tache rouge huile en O

1. Diluez la solution d’huile rouge O avec de l’eau sans RNase à un ratio 3:2. Filtrez la solution séquentiellement à travers du papier filtre et un filtre de 0,22 μm pour préparer la solution de travail.
2. Aspirez le milieu de culture cellulaire et lavez doucement les cellules deux fois avec du PBS. Ajoutez 4 % de paraformoldéhyde à chaque puits et fixez les cellules à température ambiante pendant 30 minutes.
3. Ajoutez le fixateur et lavez les cellules avec de l’eau double distillée. Ajoutez 1 mL de solution de travail Oil Red O à chaque puits. Faites couver l’assiette à température ambiante dans le noir pendant 25 minutes.
4. Après la teinture, aspirez la solution de coloration. Lavez soigneusement les cellules à l’eau distillée pour éliminer les artefacts de fond et de tache. Ajoutez 1 mL d’eau distillée pour recouvrir les cellules. Capturez immédiatement des images en champ clair à l’aide d’un microscope inversé.

8. BONHOMME

1. Diluez la solution d’origine BODIPY avec de l’eau stérile à un rapport de volume de 1:200 pour préparer la solution de travail.
2. Lavez les couvertures de cellule avec du PBS stérile. Ajoutez 30 μL de solution de paraformodéhyde à 4 % à chaque couche de couverture et fixez à température ambiante pendant 30 minutes.
3. Aspirez le fixateur et lavez-le 3 fois avec du PBS. Ajoutez 30 μL de solution de travail BODIPY à chaque couche de couverture de cellule. Incubez à température ambiante dans le noir pendant 30 minutes.
4. Lavez les habilles 3 fois avec du PBS. Ajoutez 30 μL de teinture DAPI à chaque bâton. Incubez à température ambiante dans le noir pendant 10 minutes pour marquer les noyaux cellulaires.
5. Lavez les couvertures trois fois de plus avec PBS. Procéder au montage : ajouter 10 μL de médium anti-décoloration sur une lame de microscope propre. À l’aide de pinces, inversez doucement le slip cellulaire (côté cellule vers le bas) sur le support de montage. Laissez le montage sécher dans le noir.
6. Capturez immédiatement les images à l’aide d’un microscope confocal à balayage laser.

9. Analyse statistique

1. Chaque expérience comprenait trois réplications biologiques. Analysez les données à l’aide du logiciel GraphPad Prism 10.0. Présenter des données quantitatives, répondant aux critères de distribution normale en moyenne ± écart-type (moyenne ± écart-type (moyenne écart-type). Pour deux groupes satisfaisant la normalité et l’homogénéité de variance, on applique le test t des échantillons indépendants. Pour plusieurs groupes, effectuer une ANOVA unidirectionnelle, p < 0,05 est considéré comme statistiquement significatif.

10. Sécurité et élimination des déchets

1. Manipulation des tissus animaux
   1. Effectuer toutes les interventions impliquant des cellules primaires dans une armoire de biosécurité de classe II dans des conditions stériles.
   2. Classez tous les déchets de tissus animaux, organes inutilisés et consommables contaminés comme déchets bio-dangereux. Placez ces déchets dans des sacs de biohazard désignés, traités par autoclavage, puis enfin éliminés.
2. Manipulation de la dexaméthasone
   1. Portez des gants, des masques médicaux et des blouses de laboratoire lorsque vous pesez de la poudre de Dextérité. Préparez la solution dans une hotte chimique.
   2. Collectez séparément les déchets contaminés par le Dex et jetez-les sous forme de déchets chimiques.
3. Manutention des matières bio-dangereuses
   1. Désinfectez soigneusement les surfaces de travail et l’intérieur des armoires de biosécurité avec 70 % d’éthanol avant que les procédures expérimentales ne puissent commencer.
   2. Assurez-vous que tous les déchets liquides générés par la culture cellulaire sont autoclavés pour les rendre non infectieux avant leur élimination.

Résultats

Les cellules SVF isolées de l’iWAT de souris C57BL/6J présentaient une suspension ponctuée lors de l’ensemencement initial dans des boîtes de culture. Environ 40 % des cellules ont complété l’attachement primaire après 18 h de semis ; au cinquième jour après l’ensemencement, les cellules étaient complètement dispersées, avec une confluence atteignant 95 % (Figure 1A,B). Lorsque les cellules atteignaient la confluence et présentaient une disposition caractéristique en forme d...

Discussion

Des recherches approfondies indiquent que les modèles basés sur les cellules SVF offrent une valeur unique pour simuler les caractéristiques pathologiques du tissu adipeux. Cependant, le long cycle de construction de ces modèles, qui nécessite généralement environ 14 jours pour l’isolement des tissus, la culture primaire, la différenciation induite et le traitement au Dex, pose des défis pour la continuité expérimentale et la stabilité de l’état cellulaire. Pour relever ces défis, cette ...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
0,22 & mu ; Filtre m	Biosharp	BSF-XS-0232-01
2-NBDG	Beyotime	S0561M
3-Isobutyl-1-méthylxanthine	Sigma	15879
4 % de polyformaldéhyde	Biosharp	BL1278A
70 & mu ; Filtre à cellules M	Biosharp	BS-70-CS
Anti-AKT	Proteintech	10175
Anti-C/EBP&alpha ;	Abclone	ab40764
Anti-FABP4	Technologie de signalisation cellulaire & nbsp ;	ANNÉES 2120
Anti-pAKT (Ser473)	Proteintech	28731
Anti-PI3K  ;	Bioss	10657R
Anti-pPI3K (p110)	Bioss	6417R
Anti-&bêta ;-ACTINE	Proteintech	60008
Kit de test protéique BCA	Thermo Fisher	23225
BODIPY 493/503	Invitrogen	D3922
BSA&emsp ;	Sigma	A7030
Tranches grimpantes cellulaires Biosharp & nbsp ;	Biosharp	BS-14-RC
Antenne de culture cellulaire, 100 mm x 20 mm	Corning	430167
Antenne de culture cellulaire, 35 mm x 10 mm	Corning	430165
DAPI Solution	Solarbio	28718-90-3
Dexaméthasone	Sigma	D2915
DMEM/F-12	Gibco	C11330500BT
Dulbecco » s PBS	Cytiva	SH30264.02
Tube d’Eppendorf	Corning	MCT-175-C  ;
FBS	Life-iLab	AC03L0555
Microscope à fluorescence	Leica	DMi8
Glucose oxydase-peroxydase	Nankin Jiancheng	F006-1-1
Anti-souris IgG-HRP	Beijing Zhongshan Jinqiao	ZB-2305
Anti-lapins IgG-HRP des chèvres	Beijing Zhongshan Jinqiao	ZB-2301
GraphPad Prism	Version 10.0.0	/
Hepes	BioFroxx	1112GR025
Hochest	biosharp	BL803A
ImageJ	Version 1.54p	/
Insuline	Solarbio	18040
Microscope confocal à balayage laser	Nikon  ;	Ti-E
Anti-décolorement du support de montage	Solarbio	S2100
Solution de coloration en rouge huile O	Sigma	O0625-25G
Pénicilline-Streptomycine	Hyclone	SV30010
Tampon RIPA	Thermo Fisher	89901
Rosiglitazone	Sigma	R2408
RPMI 1640	VivaCell	C3010-0500
Lait écrémé en poudre	BioFroxx	1132GR500
Tampon TBS	Solarbio	T1060
Colagnase de type II	Sigma	C6885