Article de méthode

Une plateforme novatrice pour l’étirement et l’imagerie cellulaire in vitro

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DOI :

10.3791/69779

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10 mars 2026

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1Department of Bioengineering, Northeastern University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un dispositif novateur qui applique des formes d’onde de déformation isotropes et uniaxiales aux cellules tout en soutenant la culture sur des substrats à rigidité accordable et matrices protéiques personnalisables. Cette plateforme simple et économique permet aux chercheurs d’étudier comment les indices mécaniques régulent la fonction cellulaire, tant dans les études fondamentales que dans des contextes liés aux maladies.

Résumé

Les cellules réagissent à des signaux mécaniques de leur environnement, tels que les changements dans la rigidité de la matrice extracellulaire (MEC) et la contrainte cyclique, qui régulent les processus cellulaires, notamment la détermination du destin cellulaire, la communication intercellulaire et le développement. Les altérations de ces forces contribuent ou favorisent la progression de la maladie dans des affections comme l’asthme, l’hypertension et le cancer. Bien que les dispositifs d’étirement in vitro existants puissent imposer des déformations uniaxiales ou isotropes, ils utilisent souvent des raideurs non physiologiques, limitent l’imagerie en conditions réelles ou ne peuvent pas atteindre de grandes amplitudes de déformation pertinentes pour des conditions physiologiques et pathologiques. Ici, nous présentons un dispositif compact, compatible microscope, qui applique une déformation isotrope ou uniaxiale contrôlée sur des cellules adhérentes sur des plats de culture élastomériques. Ces antennes disposent d’un module de Young accordable et sont compatibles avec divers revêtements protéiques matriciels pour l’adhésion cellulaire, permettant une modulation indépendante de la rigidité du substrat et de la composition de la MEC. Il est important de noter que la facilité d’utilisation de l’appareil est facilitée par sa conception entraînée par un moteur pas à pas, qui permet la génération de formes d’onde cycliques programmables. Nous démontrons les capacités de l’appareil en quantifiant la dynamique intracellulaire du calcium et les forces de traction cellulaires dans les cellules musculaires lisses primaires des voies respiratoires humaines sous étirement mécanique. Cette plateforme offre un outil polyvalent pour étudier l’effet des indices mécaniques sur la fonction cellulaire, tant dans des contextes sains que liés à la maladie.

Introduction

Les cellules subissent des forces mécaniques de leur environnement qui jouent un rôle crucial dans la régulation de nombreux aspects de la fonction cellulaire, notamment la détermination du destin cellulaire 1,2, la communication intercellulaire 3,4 et la croissance saine 2,5. De plus, des modifications de ces forces mécaniques peuvent entraîner une progression accrue de la maladie et de l’apparition de la maladie, notamment le remodelage de la matrice extracellulaire(ECM) 6 et la croissancetumorale 7,8,9,10. Les cellules peuvent détecter et répondre à ces signaux mécaniques, qui incluent des modifications de la raideur del’ECM-4, ainsi que des déformations cycliques dans des organes tels que le cœur, les poumons etles muscles 11,12. Des études in vitro ont démontré que la rigidité et la composition de la TEC peuvent influencer la rigidité du cytosquelette cellulaire, tant au repos qu’après exposition à des agonistescontractiles 13. De nombreuses études in vitro et in situ ont examiné comment les souches transitoires, statiques et cycliques affectent les cellules et les tissus, montrant que les réponses varient selon le type, la vitesse et l’amplitude de la souche14. Par exemple, des études récentes ont montré qu’un étirement temporaire réduit la raideur des cellules adhérentes proportionnellement à la déformation appliquée, où une augmentation soutenue de la déformation entraîne une augmentation rapide initiale de la raideur, suivie d’une relaxationgraduelle 15. De plus, la signalisation calcique, le principal régulateur moléculaire de la génération de forces, est impactée par l’étirement et d’autres forces mécaniques 4,16,17,18,19,20. Étudier comment la raideur et la contrainte influencent les voies mécanobiologiques nécessite de moduler les deux facteurs tout en surveillant les réponses cellulaires. Nous avons donc développé un nouvel étireur cellulaire compatible avec le microscope, capable d’induire soit un étirement isotrope, soit uniaxial, avec un contrôle indépendant de la rigidité du substrat, du revêtement matriciel des protéines et d’une gamme de formes d’onde programmables.

Par le passé, des chercheurs ont également créé des dispositifs pour imposer des mouvements spécifiques et des étirements mécaniques sur des cultures cellulaires et destissus 21,22. Le cas le plus simple, le mouvement uniaxial, est un étirement mécanique imposé à une seule dimension. Par exemple, certains dispositifs ont été développés pour imposer un étirement et une tension mécaniques sur les bandes de tissu23 et les fibres de collagène24, ou pour aligner l’orientation cellulaire et induire la migrationcellulaire 25. L’étirement isotrope désigne un type d’étirement dans lequel une force égale est appliquée sur un gel ou un substrat depuis toutes les directions, entraînant une déformation uniforme à travers le matériau. Cet étirement simule la répartition régulière des forces que subissent les cellules dans certains environnements physiologiques, comme au sein des alvéoles des poumons, où les cellules sont soumises à une expansion et une contraction radiales lors du processusrespiratoire 26,27.

Les dispositifs de brancard existants présentent plusieurs limitations qui restreignent leur utilisation dans la recherche liée à la mécanobiologie. De nombreux modèles utilisent des valeurs de rigidité du substrat dépassant la plage physiologique typique pour résister à la contrainte mécanique et supporter le poids du milieu de culturecellulaire 28. Cependant, l’utilisation de cette raideur non physiologique peut également affecter le comportement cellulaire, limitant potentiellement la pertinence du modèle aux environnements tissulairesnaturels 29. De plus, certains modèles de brancards obstruent l’objectif ou le chemin de la lumière, empêchant l’imagerie, tandis que d’autres utilisent des membranes trop épaisses pour une observationclaire 28. Même lorsque les brancards sont compatibles avec les microscopes et utilisent des substrats fins, des problèmes comme le s’affaissement de la membrane et la perte de mise au point sont fréquents. Les plateformes commerciales telles que Flexcell utilisent la déformation sous vide pour étirer les membranes flexibles. Bien que cette approche puisse générer des champs de déformation stables et homogènes, elle n’est pas optimisée pour la microscopie à cellules vivantes, et les configurations compatibles avec le microscope nécessitent des accessoires supplémentaires coûteux. De plus, ces plateformes peuvent atteindre une souche maximale de seulement 21,8 % 30, tandis que les inspirations profondes peuvent produire des souches dépassant 30 %, avec des souches encore plus élevées observées dans des maladies comme l’asthme et laBPCO 31.

Nous avons donc conçu un dispositif d’étirement cellulaire novateur permettant un contrôle précis des matériaux de la rigidité du substrat et de la composition de la MEC, tout en permettant l’application de déformations isotropes et uniaxiales variables sur les cellules adhérentes. Cette plateforme convient particulièrement aux chercheurs qui étudient des questions mécanobiologiques nécessitant une imagerie en temps réel lors d’une stimulation mécanique avec des substrats présentant une rigidité physiologiquement pertinente. L’appareil utilise une approche mécanique inspirée de la géométrie d’une sphère de Hoberman bidimensionnelle, qui se dilate et se contracte via des articulations en forme de ciseaux (Figure 1, Figure supplémentaire 1). Un seul moteur pas à pas entraîne 16 bras disposés radialement via un mécanisme de liaison, produisant une expansion et une contraction coordonnées de huit poteaux d’attache. Cette configuration génère une déformation homogène en plan en appliquant un déplacement radial égal à tous les poteaux simultanément. La conception unique et l’empreinte compacte de l’appareil facilitent l’imagerie en cellules vivantes avec un microscope à fluorescence inversée lors d’étirements isotropes et uniaxials en plan, à une fraction du coût des alternatives commerciales. Le moteur pas à pas linéaire est contrôlé par un code Arduino personnalisé, permettant des formes d’onde cycliques programmables avec des périodes et amplitudes ajustables. Dans cette étude, nous démontrons que l’appareil délivre des souches précises et reproductibles allant de moins de 1 % à 15 %, avec une capacité géométrique dépassant 200 %. De plus, nous quantifions les effets de l’étirement mécanique sur la dynamique calcique intracellulaire et les forces de traction cellulaires des cellules musculaires lisses primaires des voies respiratoires humaines.

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Protocole

Les cellules musculaires lisses primaires des voies respiratoires humaines (ASMC) utilisées dans cette étude ont été obtenues auprès de l’ATCC (Virginie), et les informations des donneurs ont été désidentifiées conformément aux directives du NIH. Cette étude a été approuvée par le comité de biosécurité de l’Université Northeastern avant l’expérimentation.

REMARQUE : Pour les instructions concernant la fabrication de l’appareil ainsi que les dimensions de l’appareil, veuillez consulter le fichier CAO disponible sur notre dépôt GitHub : https://github.com/Breathe-Lab/A-Novel-Platform-for-In-Vitro-Cellular-Stretching-and-Imaging.

1. Conception d’un moule imprimé en 3D

  1. Dimensions isotropes du moule
    1. Le diamètre extérieur du moule est de 37 mm.
    2. La hauteur extérieure du moule est de 4,1 mm.
    3. L’épaisseur de la paroi extérieure est de 2,1 mm.
    4. L’épaisseur de base du moule est de 2 mm.
    5. Les trous de fixation sont situés à 2 mm du bord.
    6. La zone de culture cellulaire interne a un diamètre de 20 mm et une profondeur de 1,9 mm.
      REMARQUE : Le moule PDMS complet doit avoir une épaisseur de la zone de culture cellulaire de 200 μm.
  2. Dimensions du moule uniaxial
    1. Les dimensions extérieures du moule sont 41 mm x 12 mm x 4 mm (L x Out x H).
    2. Les trous de fixation sont à 3 mm du bord de largeur et à 4 mm du bord de longueur, avec une profondeur de poteau de 1 mm.
    3. L’épaisseur de la paroi extérieure est de 1,5 mm sur le bord de largeur et de 2 mm sur le bord de longueur.
    4. Les dimensions des puits de culture cellulaire intérieure sont de 26 mm x 5,5 mm x 1 mm (L x L x H).
    5. L’épaisseur de la base est de 2 mm.
      REMARQUE : Les moules ont été conçus dans SolidWorks, imprimés en 3D avec un système en résine gris liquide FormLabs, et fabriqués dans le makerspace de l’Université Northeastern.
  3. Instructions uniquement pour l’utilisation initiale du moule
    1. Poncez les bords rugueux de l’impression du moule.
    2. Enduire le moule négatif d’un vernis à ongles transparent pour faciliter l’élimination ultérieure du moule PDMS après le durcissement du moule. Laissez la moisissure sécher à l’air pendant 24 heures.

2. Fabrication de gels optiquement clairs et élastiques avec rigidité du substrat accordable pour la culture cellulaire

REMARQUE : Portez des EPI appropriés (gants, blouse de laboratoire, protection oculaire) lors de la manipulation du PDMS et du NuSil.

  1. Ajoutez la base Sylgard 184 et l’agent de durcissement dans un ratio 10:1 en poids dans un plat en plastique.
  2. Mélangez vigoureusement avec un abaisse-langue (ou un outil similaire) pendant 2 à 3 minutes.
  3. Dégazez le mélange pendant 1 heure.
  4. Verser le mélange PDMS dans le moule négatif personnalisé (Figure 2A,B).
    1. Ajoutez 1,3 g au moule isotrope.
    2. Ajoutez 0,5 g pour le moule uniaxial.
      REMARQUE : Veillez à répartir le gel uniformément sur le moule.
  5. Dégazez le moule pendant 1 heure.
  6. Laissez le gel dans le moule se déposer sur une surface plane à température ambiante pendant 2 heures.
  7. Durcir à 60 °C pendant la nuit.
  8. Mélangez les parties A et B de NuSil Gel-8100 en proportions égales (1:1) pendant 15 minutes.
    1. Mélangez avec le réticulateur Sylgard 184 à 0,36 % du volume total pour obtenir un substrat avec une rigidité de 13 kPa 32.
    2. N’ajoutez pas de réticulateur pour obtenir un substrat avec une rigidité de 0,3 kPa.
  9. Dégazez le mélange pendant 30 minutes.
  10. Retirez soigneusement le gel PDMS du moule personnalisé. Placez le gel sur une housse de 40 mm.
    REMARQUE : Faites attention à ne pas déchirer les gels car ils sont fragiles.
  11. Versez le mélange NuSil sur la zone négative du gel PDMS.
    1. Gel isotrope : 100 μL.
    2. Gel uniaxial : 50 μL.
  12. Enrobez les gels PDMS respectifs avec le mélange NuSil à l’aide d’un spin coater pendant 50 s à 7 x g pour obtenir une épaisseur uniforme du substrat de 100 μm.
  13. Laissez le gel se déposer sur une surface plane à température ambiante pendant 2 heures avant d’être durci à 60 °C pendant la nuit.
    REMARQUE : Veuillez veiller à ce que toutes les étapes de durcissement soient effectuées sur une surface plate. Un gel inégal ne permettra pas à toute la région d’intérêt de rester dans le plan d’imagerie du microscope. Si l’imagerie révèle une variation de mise au point sur le champ de vision, le gel a peut-être durci sur une surface non nivelée et doit être refait.
  14. Conservez les boîtes de culture cellulaire terminées dans des boîtes de Petri couvertes jusqu’à utilisation (Figure 2D-E).

3. Revêtement de protéines matricielles

  1. Ajoutez 500 μL de poly-L-lysine (PLL, 500 μg/mL) à chaque substrat.
  2. Incubez à température ambiante pendant 1 heure.
  3. Lavez les substrats 3 × avec 1 mL de PBS, suivi de 3 × avec 1 mL de tampon HEPES de 10 mM (pH 8,0).
  4. Ajoutez 500 μL de mPEG-SVA (50 mg/mL) à chaque substrat.
  5. Incubez à température ambiante pendant 1 heure.
  6. Lavez les substrats 3 × avec 1 mL de PBS.
  7. Remplacer le PBS par 500 μL de PLPP (14,5 mg/mL).
  8. En utilisant le système de micro-motifs PRIMO avec le logiciel Leonardo, projetez le motif prédéfini sur la surface du substrat avec de la lumière UV pendant 30 s.
  9. Lavez les substrats 3 × avec 1 mL de PBS et placez sous UV pendant 15 minutes pour la stérilisation.
  10. Ajoutez 500 μL de gélatine conjuguée à la fluorescéine à 0,1 % à chaque substrat.
  11. Incubez à température ambiante pendant 1 heure.
  12. Laver 3 × avec 1 mL de PBS.
    REMARQUE : Pour visualiser les motifs, incubez avec de la gélatine conjuguée à la fluorescéine à 0,1 % pendant 1 h à température ambiante.
  13. Procédez à l’imagerie.

4. Culture cellulaire des muscles lisses des voies respiratoires humaines dans des plats élastiques

REMARQUE : Effectuer toutes les procédures de culture cellulaire dans une hotte de biosécurité en utilisant la technique aseptique standard.

  1. Obtenir les cellules musculaires lisses des voies respiratoires humaines primaires (ASMC) auprès de l’ATCC (Virginie) et veiller à ce que les informations sur les donneurs soient désidentifiées conformément aux directives des NIH. Confirmez l’approbation du Comité de biosécurité institutionnelle avant l’expérimentation.
  2. Utilisez des cellules de trois donneurs humains sains, de sexes et d’âges différents, sans antécédents d’asthme ou de maladie. Exemple : une femme (18 ans) et deux hommes (34 et 59 ans).
  3. Cultivez les cellules dans des conditions standard (37 °C, 5 % CO ₂) et utilisez les cellules jusqu’au passage 6 pour toutes les expériences.
  4. Cultivez les cellules dans le milieu de croissance complet suivant :
    1. DMEM/F12 (500 mL)
    2. Sérum bovin fœtal à 10 % (FBS) (50 mL)
    3. 1× pénicilline/streptomycine (5 mL)
    4. 1× Acides aminés non essentiels du MEM (5 mL)
    5. Amphotéricine B (0,5 mL)
  5. Passez aux cellules pour un milieu sans sérum au moins 24 heures avant les mesures. Préparez un médium sans sérum avec :
    1. F-12 moyen de Ham (500 mL)
    2. 1 × pénicilline/streptomycine (5 mL)
    3. Amphotéricine B (50 μg/L)
    4. 1× Acides aminés non essentiels du MEM (5 mL)
  6. Stériliser les plaques de culture cellulaire extensibles à l’UV pendant 15 minutes.
  7. Incubez des plats stérilisés contenant de la gélatine à 0,1 % pendant 1 h à température ambiante avant le semis (Figure 2F).
    1. Pour les substrats à motifs :
      1. Les cellules graines dans la culture élastique produisent des puits à une densité de 104 cellules/cm2.
      2. Incubez dans un milieu sérique à 10 % pendant 10 minutes pour favoriser l’attachement aux zones à motifs.
      3. Laver les puits avec du PBS pour éliminer les cellules non attachées.
      4. Remplissez les puits avec un milieu sérique à 10 % et incubez pendant 24 heures.
      5. Remplacez par un milieu sans sérum et faites éclore pendant 24 heures avant les mesures.
    2. Pour les substrats non structurés :
      1. Cellules de graines à la densité souhaitée : 102 cellules/cm 2 pour les cellules isolées. 103 cellules/cm 2 pour les cellules parcieuses. 104cellules/cm 2 pour les cellules confluentes.
      2. Incubez dans un milieu sérique à 10 % pendant 24 heures.
      3. Remplacez par un milieu sans sérum et faites éclore pendant 24 heures avant les mesures.

5. Imagerie et analyse du calcium fluorescent

  1. ASMC des voies aériennes en sérum pendant 24 heures.
  2. Préparez la teinture FLIPR Ca2+6 selon les instructions du fabricant.
  3. Mélangez la teinture FLIPR Ca2+6 avec un médium sans sérum dans un ratio 1:1.
  4. Incubez les cellules avec la solution FLIPR Ca ² ⁺ 6 à 37 °C et 5 % de CO ₂ pendant 2 heures.

6. Installation de l’imagerie

  1. Utilisez un microscope inversé Leica DMi8 équipé de :
    1. Appareil photo Leica DFC6000
    2. Moteur léger Leica LED8
    3. Objectif sec 5×/0,12
  2. Réglez l’excitation à 480/40 nm et l’émission à 527/50 nm.
  3. Acquérir des images 16 bits à une fréquence d’images de 2 Hz lors des expériences d’étirement.

7. Analyse des données

  1. Importez des séquences d’images dans Fiji (ImageJ) 33.
  2. Définissez manuellement les régions d’intérêt (ROI) dans le cytoplasme de chaque cellule.
  3. Extraire les valeurs moyennes d’intensité en niveaux de gris pour chaque ROI au fil du temps.
  4. Traiter les données d’intensité de fluorescence à l’aide d’un script MATLAB personnalisé.
    REMARQUE : L’intensité de fluorescence est proportionnelle à celle du cytosolique [Ca2+].

8. Mesures et analyses de la force de traction

REMARQUE : Tous les codes, y compris ceux pour l’analyse d’images, la microscopie de la force de traction et le contrôle moteur, sont disponibles dans notre dépôt GitHub : https://github.com/Breathe-Lab/A-Novel-Platform-for-In-Vitro-Cellular-Stretching-and-Imaging

  1. Revêtir les substrats en gel PDMS-NuSil d’une couche de billes fluorescentes servant de marqueurs fiduciaux pour la microscopie de force de traction.
  2. Préparez une solution à 0,025 % de microspheres rouges modifiées par carboxylate fluorescent de 1 μm de diamètre dans HBSS en diluant à un rapport de 1:4000.
  3. Vortex la solution de billes pendant 10 secondes.
  4. Ajoutez la solution de billes au gel.
    1. 880 μL pour un gel isotrope.
    2. 420 μL pour le gel uniaxial.
  5. Incubez à température ambiante pendant 1 h pour permettre aux billes d’adhérer.
  6. Après 1 heure, retirez soigneusement la solution.
    REMARQUE : Versez doucement la solution de billes sur les gels souples. Un retrait inapproprié empêche une bonne distribution des billes.
  7. Épongez doucement toute solution résiduelle avec un coton-tige ou un Kimwipe.
  8. Imagez les billes avec un microscope Leica DMi8 équipé d’un objectif sec 10x/0,32.
  9. Capturez des images en condition pré-étirement et en continu tout au long du protocole d’étirement.
    REMARQUE : Effectuez toutes les images au centre du substrat où l’uniformité de la déformation est la plus élevée. Si nécessaire, refocalisez le microscope à la position étirée avant de capturer des images.
  10. Analysez les images à l’aide d’un code MATLAB personnalisé basé sur la microscopie de la force de traction de Fourier pour calculer les vecteurs de déplacement et les champs de déformation planaires correspondants 34.
  11. Représenter les données comme la moyenne de N essais.

9. Étalonnage du dispositif d’étirement des cellules

  1. Ajoutez 500 μL d’H₂O au puits pour simuler le poids du milieu de culture cellulaire et maintenir le motif protéique humide.
  2. Pour le protocole concernant la création de motifs protéiques spécifiques, veuillez consulter la section 3 intitulée « Revêtement protéique matriciel ».
  3. Imagez les motifs fluorescents tous les 400 μm de déplacement moteur, augmentant jusqu’à un maximum de 2800 μm, puis revenant à zéro par incréments inversés de 400 μm.
  4. Caractériser la relation entre le déplacement linéaire du moteur pas à pas et la déformation isotrope de la cellule extensible à l’échelle macroscopique et régionale en mesurant les changements de surface et d’excentricité des lettres à motifs protéiques fluorescents formant « BREATHE » sur le substrat élastique lors de l’étirement. Utilisez une boîte englobante rectangulaire englobant toutes les lettres pour calculer la surface et l’excentricité du mot entier.
  5. Appliquez la segmentation d’image dans MATLAB pour quantifier ces paramètres pour chaque lettre individuelle.
  6. Définissons le déplacement nul par les dimensions non étirées de la boîte de culture cellulaire.
  7. Répétez chaque expérience sur deux à trois puits de culture cellulaire extensible préparés indépendamment afin d’assurer la reproductibilité.

10. Présentation des données et tests statistiques

  1. Pour les expériences d’étalonnage de brancard, définissez les essais comme le nombre de cycles.
  2. Montrez chaque essai séparément au lieu de les combiner en une seule courbe pour démontrer la répétabilité du système.
  3. Indiquez les barres d’erreur comme écart-type.
  4. Utilisez une ANOVA unidirectionnelle pour tester les différences significatives dans les ensembles de données avec trois groupes ou plus influencés par un facteur indépendant.
  5. Utilisez des ANOVA bidirectionnelles suivies de comparaisons par paires après hoc pour tester les différences significatives dans les ensembles de données influencés par deux facteurs indépendants.
  6. Appliquer le test t pour les comparaisons par paires lorsque les données sont normalement distribuées.
  7. Appliquer le test de somme de rang de Mann-Whitney pour comparer les valeurs médianes lorsque les données ne sont pas normalement distribuées.
  8. Rapportez les tests spécifiques utilisés, le nombre d’échantillons et les valeurs P correspondantes, ainsi que les résultats.
  9. Utilisez un seuil de valeur P de 0,05 pour déterminer les différences statistiquement significatives entre les ensembles de données.
  10. Effectuer des tests statistiques dans SigmaStat.
  11. Figurines tracées dans GraphPad Prism et MATLAB.

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Résultats

L’étireur cellulaire induit des changements macroscopiques de la surface qui reflètent des déformations localisées. Pour évaluer le comportement isotrope, nous avons mesuré les changements de surface d’un motif protéique de gélatine fluorescente formant le mot « BREATHE » sur un puits de culture cellulaire extensible, ainsi que ses lettres individuelles, sur un substrat isotrope. Nos résultats ont démontré que le mot et les lettres individuelles présentaient des changements équivalents d...

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Discussion

Dans ce protocole, nous décrivons la conception, le développement, la validation et la mise en œuvre d’un nouvel étireur cellulaire compatible avec le microscope, capable d’imiter des souches isotropes et uniaxiales tout en imageant simultanément des cellules vivantes. Cet appareil est compact et peut s’installer sur un plateau de microscope Leica DMi8, confinant toutes les parties mobiles à un seul plan pour permettre l’imagerie en direct tout en maintenant la concentration sur le subst...

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Déclarations de divulgation

Aucun des auteurs n’a d’intérêts concurrents à déclarer.

Remerciements

Les auteurs remercient M. Noah Joseph pour son aide dans la fabrication des moules. Les auteurs remercient Heitor Mourato et Glenn Thayer du Boston University Scientific Instrument Facility pour leur aide à l’usinage de l’appareil. Ce travail a été soutenu par la bourse de carrière #2047207 de la National Science Foundation (NSF) attribuée à Harikrishnan Parameswaran. H.P. a conçu la recherche. S.E.S. et S.R.P. ont développé la conception globale de l’appareil, et S.E.S. et H.P. ont conçu les expériences isotropes. S.E.S a mené les expériences sur les moules isotropes, analysé les données expérimentales et interprété les résultats avec H.P. V.C. qui a conçu les moules uniaxials, optimisé la préparation du gel et le perlage. B.M.G a mené les expériences sur gel uniaxial, analysé les données expérimentales et interprété les résultats avec H.P. et V.C. S.E.S. et B.M.G qui ont préparé les chiffres. B.M.G, S.E.S, V.C. et H.P. ont contribué à la rédaction et à la révision du manuscrit. H.P. a approuvé la version finale du manuscrit.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
  ; Dulbecco » s modifié Eagle' s medium/F12Fisher Scientific12634010500 mL  ;
(4-benzoylbenzyl) chlorure de triméthylammonium (PLPP)Alvé ; OleN/A14,5 mg/mL
0,1 % de gélatine conjuguée à la fluorescéine   ;InvitrogenG13187
Solution de gélatine à 0,1 %Sigma-AldrichES-006500 mL  ;
1 & mu ; Microsphères rouges fluorescentes modifiées par carboxylate de diamètre mFluoSpheresF8816
1 & fois ; Solution d’acides aminés non essentiels de MEMSigma-AldrichM7145100 mL
1 & fois ; Pénicilline/streptomycineFisher Scientific15-140-122100 mL
Sérum bovin fœtal à 10 %Thermo-SciencesA5256701500 mL  ;
Tube de 15 mLFisher Scientific14-959-53A
1x glutamine  ;Fisher ScientificMT10010CM
1x complément de croissance insuline-transférrine-séléniumCorning Life Sciences25-800-CR
Amphotéricine BSigma-AldrichA294225 & mu ; g/litre
Roulements à billesMcMaster-Carr  ;N/A
Chlorure de calcium dihydratéSigma-Aldrich223506
Rail de voituresMcMaster-Carr  ;N/A
FLIPR Ca2+ 6Dispositifs moléculairesR8190
GraphPad PrismDotmaticsN/A
Jambon » s F-12 moyen & nbsp ;Sigma-AldrichN8641500 mL  ;
La solution salaire équilibrée de Hanks & nbsp ;Thermo-Sciences14025092500 mL  ;
TAMPON HEPES   ;Thermo-Sciences15630080100 mL
Logiciels LeonardoAlvé ; OleN/A
MatlabMathworksN/A
méthoxy polyéthylène glycol &ndash ; Succinimidyl Valerarate (mPEG-SVA)Laysan Bio IncN/A50mg/mL
Nusil Gel-8100Nusil  ;N/A
Plaques de PetriThermo-Sciences26399190 mm  ;
solution physiologique tamponnée phosphate & nbsp ;Sigma-Aldrich10010023500 mL  ;
poly-L-lysine (PLL)Sigma-AldrichP8920500 & mu ; g/mL
Cellules musculaires lisses des voies respiratoires humaines primaires   ;ATCCPCS-130-011
Module optique PRIMO   ;Alvé ; OleN/A
VisMcMaster-Carr  ;N/A
SigmaStatLogiciel SystatN/A
Enrouleur à filerLaurellModèle WS-650MZ-23NPPB
Composants de fixation de la trame et de la bande & nbsp ;Installation des instruments scientifiques de l’Université de BostonN/AAcier inoxydable
Sylgard 184 base d’élastomère et kit d’agent de durcissementDowH047J8Q026
Flacon de culture tissulaire T-25 - Bouchon de ventilation, stérileCellTreat229331
Abaisseur de langue & nbsp ;Thermo-Sciences22-363-154

Références

  1. Alvarez, Y., Smutny, M. Emerging role of mechanical forces in cell fate acquisition. Front Cell Dev Biol. 10, 864522(2022).
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