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Profilage d’accessibilité par chromatine chez les larves L4 de Caenorhabditis elegans

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DOI :

10.3791/69791

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17 avril 2026

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1Departamento de Biología Celular y Desarrollo, Instituto de Fisiología Celular (IFC), Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM)

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole ATAC-seq rapide et simple à implémenter dans un ver entier de Caenorhabditis elegans à étage L4 utilisant seulement 30 μL de pastille de ver.

Résumé

L’accessibilité à la chromatine joue un rôle essentiel dans la transcription, la réparation de l’ADN et la ségrégation des chromosomes. Les régions hyper-accessibles sont généralement corrélées à des promoteurs et des amplificateurs actifs, facilitant la liaison des facteurs de transcription et l’activité régulatrice. Le test pour la chromatine accessible à la transposase via séquençage (ATAC-seq) permet un profilage génomique de l’accessibilité à la chromatine avec très peu de cellules. Cependant, son application chez Caenorhabditis elegans est limitée par la riche cuticule collagène du nématode, qui complique la dissociation cellulaire. Ici, nous présentons un protocole optimisé pour effectuer ATAC-seq sur des vers entiers à l’étape L4. La procédure commence par des cultures synchronisées et implique la perturbation des cuticules, la dissociation enzymatique et la préparation à la suspension cellulaire. Les noyaux perméabilisés sont ensuite soumis à la transposition de Tn5, puis à une amplification par réaction en chaîne par polymérase (PCR) et à la purification des bibliothèques prêtes pour le séquençage de nouvelle génération (NGS). Ce protocole nécessite 30 μL de granule de vers, peut être réalisé en une seule journée, et génère entre 5 000 et 9 000 pics d’accessibilité dans la souche de référence Bristol N2. Ce flux de travail rationalisé peut être adapté à d’autres étapes du développement ou à des populations cellulaires purifiées par FACS. En réduisant les barrières techniques à l’ATAC-seq chez C. elegans, cette méthode élargit les possibilités d’étude de l’accessibilité de la chromatine à l’échelle du génome en réponse à des perturbations génétiques et environnementales dans un contexte d’organisme entier.

Introduction

Les génomes eucaryotes sont densément regroupés à l’intérieur du noyau cellulaire. Pour faire face aux contraintes spatiales, l’ADN est étroitement enveloppé autour des nucléosomes, des complexes multiprotéiques composés de huit histones très conservés dans différentsphylums 1. Les schémas d’accessibilité à la chromatine varient selon l’état cellulaire dans un tissu, et les schémas spécifiques auxgènes 2,3,4. L’accessibilité des nucléosomes est fortement corrélée à la transcription active, en particulier aux promoteurs et aux régions régulatrices distales telles que les amplificateurs, qui sont accessibles aux facteursde transcription 5. Les régions de chromatine ouverte jouent également un rôle important dans la réparation, la réplication et la ségrégation deschromosomes 3. En revanche, une accessibilité réduite est généralement corrélée à l’hétérochromatine silencieuse et à des séquencesrépétitives 6,7.

La cartographie de l’accessibilité à la chromatine a été une approche puissante pour comprendre la régulation génique. Différentes techniques ont été employées pour examiner l’accessibilité à la chromatine. Parmi les premières méthodes, la micronucléase microcoque (MNase) et la digestion de la DNase I ont été utilisées pour cartographier le positionnement et l’accessibilité des nucléosomes à des locispécifiques 8,9. Ces techniques ont ensuite été mises en œuvre pour des études à l’échelle du génome lorsqu’elles sont associées au séquençage de nouvelle génération (NGS)10,11. Cependant, ces techniques nécessitent une calibration minutieuse de la concentration enzymatique et du temps de réaction, ainsi qu’un nombre important de cellules, pour une mise en œuvre réussie.

En 2013, le laboratoire Greenleaf a mis en place le test pour la chromatine accessible par transposase en utilisant le séquençage (ATAC-seq) afin de cartographier de manière transparente l’accessibilité à la chromatine à l’échelle du génome en utilisant un faible nombre de cellules12. ATAC-seq profite de la transposase Tn5 commercialement disponible pour insérer de manière préférentielle des séquences d’ADN courtes (c’est-à-dire des codes-barres) dans les régions de chromatine ouverte, généralement dépourvues de nucléosomes, et est corrélée avec des promoteurs et des amplificateurs actifs. Le protocole nécessite la perméabilisation cellulaire et l’isolement des noyaux, suivis d’une digestion limitée avec Tn5 pour le marquage de la chromatine hyper-accessible. Par la suite, des indices complémentaires sont intégrés lors de la PCR, facilitant le multiplexage des échantillons avant laNGS 13. ATAC-seq s’est avéré être un protocole robuste qui permet également une empreinte en facteur de transcription in silico et a été mis en œuvre pour la résolution unicellulaire 14,15,16,17. En plus des échantillons de souris et d’humains, ATAC-seq a été mis en œuvre dans divers systèmes, notamment le poisson-zèbre et des invertébrés tels que Drosophila et le nématode Caenorhabditis elegans 18,19,20.

Depuis des décennies, C. elegans est un système modèle puissant dans des domaines tels que le développement, la biologie cellulaire et les neurosciences, menant à des découvertes majeures telles que l’identification des microARN et l’interférence ARN (ARNi)21,22. Il possède un génome compact de 100 Mo avec ~20 000 gènes codant pour les protéines23. La régulation génique se produit par l’activité des promoteurs ainsi que par des amplificateurs distals, qui ont été cartographiés via ATAC-seq à travers différents tissus, stades de développement et points de vieillissement24,18. Le profilage de l’accessibilité à la chromatine est ainsi devenu un outil précieux pour comprendre la régulation génique chez C. elegans. Par conséquent, ATAC-seq présente un potentiel particulier pour étudier les paysages épigénétiques dans différentes conditions environnementales ou les isolats sauvages afin de découvrir des réponses transcriptionnelles diverses. De plus, elle pourrait fournir des informations sur l’architecture de la chromatine d’autres nématodes pathogènes et non pathogènes.

L’un des principaux défis méthodologiques chez C. elegans est la présence d’une cuticule riche en collagène qui doit être dissociée pour obtenir une suspension cellulaire homogène à partir de versentiers 25. Pour relever ce défi, nous avons compilé et optimisé différents protocoles pour désintégrer les nématodes, puis réalisé l’ATAC-seq chez C. elegans18,26. L’utilisation du stade larvaire L4 est préférée, car les animaux à ce stade de développement possèdent une lignée germinale transcriptionnellement active, qui se traduit par la chromatine ouverte, fournissant une source cohérente et informative d’accès à la chromatine dans les cellules somatiques. Ici, nous présentons un protocole rapide et efficace pour la dissociation des vers et la génération de suspension cellulaire, permettant l’ATAC-seq chez C. elegans. Notre méthode est optimisée pour les vers de stade L4 et nécessite aussi peu que 30 μL de granule de vers, avec le potentiel d’adaptation pour d’autres stades de développement ou pour des échantillons plus petits, tels que les cellules purifiées par FACS. Ce protocole peut être réalisé dans différentes souches et conditions de C. elegans, permettant d’identifier des pics d’accessibilité de 5 000 à 9 000 chromatine dans la souche de référence Bristol-N2, posant ainsi les bases des analyses ultérieures d’accessibilité à la chromatine.

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Protocole

Il est recommandé de porter des gants en permanence.

REMARQUE : Jour 1 : Préparation de la population synchronisée de vers. Tous les vers ont été cultivés sur des plaques NGM ensemencées avec E. coli OP50. Éléments nécessaires avant de commencer : (par échantillon ou souche), une plaque(s) de ver adulte de 90 mm ou deux de 60 mm, une plaque de 90 mm ou deux de 60 mm avec nourriture, tampon stérile M927 (3 g KH2PO4, 6 g deNa 2HPO 4, 5 g de NaCl, 1 ml 1 M MgSO4, H2O à 1 L. Stériliser par autoclavage)

1. Collecte des vers

  1. Prenez une plaque de 90 mm (ou deux de 30 mm) avec la population adulte du ver.
  2. Récupérez les vers avec un tampon M9 et transférez-les dans un tube centrifuge de 15 mL.
  3. Répétez l’étape précédente pour récupérer tous les vers de la ou des plaques.
  4. Laissez les vers se déposer dans le tube de 15 mL pendant une minute puis retirez soigneusement le tampon M9.
  5. Assurez-vous d’avoir ~1 mL de vers.

2. Blanchiment

  1. Ajouter 5 mL de tampon M9 + 650 μL de NaOH 5M + 1 300 μL d’eau de Javel domestique (solution à 5 % de NaClO).
  2. Vortex à vitesse maximale pendant 1 à 2 minutes (pas plus de 2,5 minutes).
  3. Centrifugez à 1 000 x g pendant 1 minute à température ambiante (RT).
  4. Retirez le surnageant et ajoutez 9 mL de tampon M9.
  5. Répétez les sections 2.3 et 2.4 cinq fois de plus.
  6. Resuspendez les embryons dans 7 mL de tampon M9.
    REMARQUE : Le protocole de blanchiment peut varier en efficacité selon la température et le type d’eau de Javel commerciale28.

3. M9 (liquide) éclosion nocturne des œufs

  1. Assurez-vous que le tube de collecte contenant les œufs blanchis est bien fermé.
  2. Placez le tube en mouvement lent à 20 °C (par exemple, dans un shaker à l’intérieur d’une pièce à 20 °C).
  3. Les vers éclosent pendant la nuit et s’arrêtent en L1.
    REMARQUE : Ne laissez pas le tube plus de 12 heures.

4. Jour 2 : croissance des vers : récupération des vers L1 .

  1. Prenez le tube du shaker et confirmez au microscope qu’il y a des vers L1 .
  2. Laissez le tube se déposer verticalement pendant environ 1 heure à la phase de réflexion.
  3. Retirez le surnageant et transférez ~300 vers L1 sur une assiette de 90 mm ou deux plaques de 30 mm avec de la nourriture.
  4. Placez-les dans un incubateur à 20 °C et laissez-les pousser pendant 26 heures pour atteindre le stade L4.

5. Jour 3 : Préparation des solutions stock : Les solutions suivantes doivent être prêtes à produire de nouvelles solutions dès le jour 4

REMARQUE : Cela peut se faire au jour 2 ou 3.

  1. 1 mL de SDS à 10 %.
  2. 50 mL de 1M HEPES pH 8 (autoclave).
  3. 250 mL de 20 % de saccharose (autoclave).
  4. 100 mL de NaCl 2M : préparez (autoclave).
  5. 50 mL de 2M KCl (autoclave).
  6. 10 mL de 1MCaCl 2 (autoclave).
  7. 10 mL de 1MMgCl 2 (autoclave).
  8. 100 mL de 1M Tris, pH 7,4.
  9. 5 mL de NaCl 5M (autoclave).
  10. 500 μL de 10 % Tween-20.
  11. 500 μL de 10 % de Nonidet P40/IGEPAL.
  12. 100 μL de Digitonin à 5 % (doit être chauffé à 65 °C pour se dissoudre).
  13. 500 μL de 10 % de BSA (filtre avec 0,22 μm) stockés à 4 °C.
    Jour 4 : vers de stade L4 pour ATAC
    REMARQUE : Avant de commencer, veillez à avoir un incubateur à 25 °C, une centrifugeuse à 4 °C prête, chauffer la Digitonine à 65 °C (pour une préparation de tampon frais), avoir un tampon M9 stérile, un H2O stérile et des filtres à 20 μm.

6. Préparation de la solution

  1. Préparez de nouvelles solutions (voir Tableau 1). Manipulez toujours du L-15 à 10 % de FBS et le tampon d’œufs dans des conditions stériles et gardez-les au froid.

Tableau 1 : Bouillons pour la préparation de la solution fraîche. Recettes pour la préparation du stock à la dissociation des nématodes et au protocole de suspension cellulaire (sections 6 et 7). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

7. Protocole de dissociation des nématodes et suspension cellulaire

REMARQUE : Une plaque de 90 mm ou deux de 30 mm avec une population de vers synchronisée L4 sera nécessaire.

  1. Après 26 heures dans l’incubateur à 20 °C, confirmez au microscope que la majorité des vers sont au stade L4.
  2. Récupérez tous les vers des plaques avec un tampon M9 et mettez-les dans un tube centrifugeuse de 1,5 mL.
  3. Lavez 5 fois avec 1 mL deH2Ostérile en laissant les vers se déposer par gravité.
  4. Transférez la sonde avec les vers dans un incubateur à 25 °C pendant 30 minutes pour éliminer les restes de nourriture intestinale.
  5. Prenez 50 μL de la pastille de ver et placez-la dans un nouveau tube.
  6. Ajoutez 200 μL de tampon frais SDS-DTT et mélangez dans un rotateur tubulaire pendant exactement 5 minutes (pas plus).
  7. Ajoutez 1 mL de tampon à œufs froids et faites tourner un picofuge pour enlever le surnageant. Répétez 6 fois.
  8. Ajoutez 80 μL de pronase fraîchement préparée (15 mg/mL).
  9. Avec une pipette de 200 μL (avec pointes filtrées), mélangez 70 fois le mélange de vers pronase et faites couver pendant 15 minutes à la répression de la réinsertion.
  10. Ajoutez 800 μL de substrat L-15 à 10 % FBS et centrifugez 5 minutes à 500 x g à 4 °C.
  11. Ajoutez 1 mL de substrat L-15 à 10 % de flics et répétez la centrifugation.
  12. Répétez l’étape précédente deux fois de plus.
  13. Retirez le surnageant et re-suspendez dans 900 μL de milieu L-15 à 10 % de FBS.
  14. Filtrez avec un filtre de 20 μm.

8. Isolation des noyaux et marquage par chromatine

REMARQUE : Utilisez des pointes filtrées par pipette. Avant de commencer : retirez le tampon Tn5, laissez-le dégeler, réglez un thermobloc à 37 °C, retirez le kit de purification du produit PCR (tableau des matériaux), placez le tampon EB à 37 °C, la centrifugation des colonnes doit être effectuée à la température de la réduction.

  1. Centrifugez la suspension à cellules filtrées pendant 5 minutes à 500 x g à 4 °C.
  2. Retirez le surnageant, en laissant ~50 μL.
  3. Ajoutez 45 μL de tampon de lyse (fraîchement préparé) et resuspendez soigneusement.
  4. Ajoutez soigneusement 50 μL de tampon de lavage (ne pas mélanger).
  5. Centrifugez pendant 5 min al 500 x g à 4 °C. Retirez le surnageant. Garde-le dans la glace.
  6. Pendant la rotation, préparez pour chaque réaction (Rx) le mélange Tn5 suivant par échantillon : 25 μL TamponTampon 29, 24,8 μL H2O sans nucléase, 0,2 μL enzyme Tn5. Préparez un master mix pour plusieurs échantillons.
  7. Après centrifugation, retirez le surnageant. Gardez les noyaux sur la glace. Ajoutez 50 μL de mélange Tn5 au pellet de noyaux et pipettez lentement sept fois. Incubez à 37 °C pendant 30 minutes sur un thermobloc. Veillez à donner de petits coups sur chaque tube toutes les 10 minutes.
    REMARQUE : Retirez le kit de purification PCR et placez le tampon EB dans un incubateur à 37 °C. Les 5 étapes suivantes utiliseront les tampons de ce kit.
  8. Après l’incubation de Tn5, ajoutez 300 μL de tampon PB (jaune) du kit et mélangez un vortex à vitesse maximale pendant 25 s.
  9. Prenez tout le volume du tube et transférez-le dans la colonne de rotation (violette, stockée à 4 °C) et centrifuge-la 1 minute à vitesse maximale en RT.
    REMARQUE : La colonne contiendra l’ADN, donc le surnageant peut être jeté en toute confiance.
  10. Ajoutez 750 μL de tampon PE à la colonne de rotation et centrifugez 1 minute à vitesse maximale en RT.
  11. Jetez le surnageant avec le tube de collecte. Placez la colonne dans un nouveau tube de 1,5 mL et répétez la centrifugation ; Jetez le tube de 1,5 mL.
  12. Placez la colonne dans un nouveau tube de 1,5 mL marqué et ajoutez 10 μL de tampon EB à 37 °C au centre de la colonne. Veillez à ne pas toucher la colonne. Laisse la place à RT pendant 1 minute.
  13. Centrifuger pendant 1 minute à vitesse maximale en RT ; jamais à 4 °C.
  14. Répétez les deux dernières étapes pour un total d’élution de 20 μL dans le tampon EB.
    REMARQUE : Pause optionnelle : En cas d’arrêt, l’échantillon peut être stocké à -20 °C. Ici, la chromatine marquée est dans un volume de 20 μL.

9. Amplification de la bibliothèque

  1. Pour l’amplification de la bibliothèque ATAC, une PCR en temps réel doit être réalisée afin d’estimer le nombre approprié d’amplification du cycle (voir Tableau 2). Faites cela sur une plaque PCR.
  2. Pour estimer les nombres de cycle pour l’amplification finale, il faut prendre le nombre de cycle correspondant au premier tiers de la courbe d’amplification. Il est idéal que le nombre de cycles ne dépasse pas 15. Le nombre de cycle doit être estimé pour chaque échantillon.
    REMARQUE : Après la qPCR, l’ADN marqué est dans un volume de 18 μL. Pause optionnelle : Si vous souhaitez arrêter, les échantillons peuvent être stockés à -20 °C.
  3. Amplification finale de la bibliothèque ATAC :
    1. Chaque échantillon doit avoir une amorce différente pour le RV (prenez des notes).
    2. Chaque échantillon doit être amplifié pour le nombre de cycle (N) estimé pour chacun.
    3. Effectuez cette PCR dans des tubes de 200 μL (voir Tableau 3).
    4. Ici, il y a 8 μL d’ADN marqué et 50 μL de bibliothèques ATAC amplifiées
    5. Pause optionnelle : Si vous souhaitez s’arrêter, un ou plusieurs échantillons peuvent être stockés à -20 °C.

Tableau 2 : Instructions pour la première amplification de la bibliothèque. Programme de recettes et PCR pour la première amplification de la bibliothèque (section 9). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 3 : Instructions pour l’amplification finale de la bibliothèque ATAC. Programme de recette et PCR pour l’amplification finale de la bibliothèque (section 9). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

10. Purification des bibliothèques

REMARQUE : Avant de commencer, sortez les billes de sélection de taille (AMPure, SPRIselect ou billes calibrées maison) du réfrigérateur pour les laisser s’adapter à la température ambiante. Mélangez vigoureusement les billes avec le vortex à chaque fois avant d’utiliser.

  1. Préparez 1 mL d’éthanol à 80 % (de qualité moléculaire).
  2. Ajoutez 25 μL (0,5 vol) de billes dans le tube d’échantillonnage (où il y en a 50 μL) et mélangez avec la pipette.
  3. Incuber en RT pendant 10 minutes.
  4. Placez les tubes dans le rack magnétique pendant 5 minutes.
  5. Transférer le surnageant (70 μL) dans un nouveau tube propre de 200 μL.
    REMARQUE : À cette étape, les fragments d’ADN de <200 pb sont jetés.
  6. Ajoutez 65 μL (1,3 vol) de perles et mélangez 10 fois.
  7. Incuber en RT pendant 10 minutes.
  8. Placez les tubes dans le rack magnétique pendant 5 minutes.
  9. Jetez le surnageant (sans prendre le tube du rack magnétique).
    REMARQUE : À ce stade, les billes contiennent les fragments d’ADN de >200 pb et <1000 pb.
  10. Le tube encore sur la grille magnétique, ajoutez 200 μL d’éthanol frais préparé à 80 % directement sur les billes et pipettez plusieurs fois pour les laver.
  11. Retirez l’éthanol et répétez le lavage avec 200 μL d’éthanol.
  12. Jetez l’éthanol, puis laissez sécher les billes avec le couvercle ouvert ~2 à 5 minutes (ne les laissez pas trop sécher).
  13. Sortez le(s) échantillon(s) du support magnétique. Reposez 50 μL de H2Ostérile. Assurez-vous de bien laver toutes les billes des parois du tube.
  14. Enfin, incubez le(s) tube(s) dans le support magnétique pendant 5 minutes.
  15. Transférez le surnageant dans un nouveau tube propre. Ici, les bibliothèques ATAC amplifiées et purifiées sont stockées.
    REMARQUE : Les bibliothèques peuvent être stockées à -20 °C pendant une courte période (jusqu’à quatre semaines) ou plus longtemps à -80 °C.

11. Répartition de la taille des fragments

  1. Une fois l’amplification finale terminée, il est conseillé de faire passer une partie de l’échantillon par électrophorèse capillaire afin de pouvoir observer le motif de distribution de la taille des fragments.

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Résultats

Le contrôle qualité après l’évaluation garantit une préparation précise de la bibliothèque
Pendant le protocole, il est important de porter une attention particulière à la qPCR effectuée après la marquage de la chromatine (section 9), car elle constitue une étape essentielle pour évaluer la qualité de l’ADN et la performance de l’expérience. La figure 1A montre deux courbes d’amplification ; Le gauche (moins de 15 cycles) représente un matériel de bonne qualité qui montre...

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Discussion

Nous décrivons ici un protocole optimisé pour profiler l’accessibilité de la chromatine à l’échelle du génome par ATAC-seq chez des vers entiers de Caenorhabditis elegans à stade L4. L’accessibilité à la chromatine influence directement l’expression génique, la réparation de l’ADN, la réplication et la recombinaison, et bien que l’ATAC-seq soit devenu une approche standard pour les échantillons cellulaires et tissulaires, son application aux organismes intacts pose des défis tec...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun conflit d’intérêts. Aucune IA générative n’a été utilisée dans la rédaction, l’analyse ou la préparation de ce manuscrit.

Remerciements

J. Hersch-González a reçu une bourse doctorale du Consejo Nacional de Humanidades, Ciencias y Tecnologías, CONAHCYT (aujourd’hui Secretaría de Ciencia, Humanidades, Tecnología e Innovación, SECIHTI) (#CVU 846476). J Hersch-González a bénéficié d’une bourse CONAHCYT (aujourd’hui SECIHTI) (788519). Ce projet a été soutenu par la subvention PAPIIT-UNAM IN217824 et la subvention SECIHTI CBF-2025-I-2275 à VJV. À l’IFC, nous remercions l’UBM : Laura Ongay-Larios, Guadalupe Códiz Huerta et Minerva Mora Cabrera ; l’UBMI : Augusto César Poot-Hernández et Carlos Peralta Alvarez ; et Unidad de Cómputo, Imagenología, Taller et Biblioteca. Nous remercions chaleureusement le Caenorhabditis Genetics Center (CGC) pour avoir fourni les souches utilisées dans ce travail. Le CGC est financé par le Bureau des programmes d’infrastructure de recherche des NIH (P40 OD010440).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
250 mL, 0.22 µm PESUltra Curzsc-200253
AgarBD214010
Agencourt AMPURE XPNalgeneA63886
Bovine Serum AlbuminMaplica200100
Calcium ChlorideSigmaC5670-100G
CellTrics 20 µmSysmex04-0042-2315
CholesterolSigmaC8503-25G
DigitoninSigmaD141-500 mg
Disposable glovesMicroflex94-243
DL-DithiothreitolsigmaD0632-10GNocif
Ethyl alcohol, pureSigma1003661421
Fetal Bovine SerumbiowestS181S-500
HEPESSigmaH3375-250 G
Illumina Tagment DNA Enzyme and Buffer (large Kit)Illumina20034211
Kapa Syber 50 mLSigmaKK4618
L-15 Medium (Leivobitz)sigmaL4386-10L
Magnesium Chloride anhydrousSigmaM8266-100G
Magnesium Sulfate HeptahydrateSigmaM1880-500G
Magnesium Sulfate HeptahydrateSigmaM1880-500G
MinElute PCR Purification Kit (50 preps)Qiagen28004
NEBNext® High-Fidelity 2X PCR Master MixNEBM0541S
Nonidet P40 SubstituteSigma74835-1L
Pen StrepGibco15140-122
PeptoneBD211677
Petri dish 60 mmTritechT3308
Petri dish 90 mmInterluxC9015-2C
Pipet tips 10 µL, filterCellpro800108
Pipet tips 20 µL, filterCellpro800708
Pipet tips 200 µL, filterCellpro800608
Potassium ChlorideSigmaP9541 -500G
Potassium Phosphate Dibasic PowderJ.T. Baker3252-01
Potassium Phosphate Monobasic, CrystalJ.T. Baker3246-01 500G
Sodium ChlorideJT Baker3624-01
Sodium dodecyl sulfatesigmaL4509-100G
Sodium HydroxideMacron7708-10
Sodium HypochloriteCloralex544394479
Sodium Phosphate Dibasic 7-Hydrated CrystalJ.T. Baker3824-01
SPRIselectBeckmanB23318
SucroseSigmaS0389-500G
Syringe Filter PVDF 0.22 µmUltra CurzSc-358812
Trizma baseSigmaT1503 1KG
Tween 20SigmaP9416-50ML

Références

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