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Un modèle d’athérosclérose chez les souris induit à la fois par une ligature carotidienne partielle et une surexpression de PCSK9

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DOI :

10.3791/69862

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27 février 2026

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1Department of Vascular Surgery, Peking Union Medical College Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences & Peking Union Medical College, 2State Key Laboratory of Complex, Severe, and Rare Diseases, Department of Pathophysiology, Institute of Basic Medical Sciences, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3Qinghai Cardio-Cerebrovascular Specialty Hospital, Qinghai High Altitude Medical Research Institute, 4Research Center of High Altitude Medicine

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Un modèle murin reproductible induit l’athérosclérose carotide en combinant le virus adéno-associé PCSK9 (PCSK9-AAV) - hypercholestérolémie médiée par un régime riche en graisses et une ligature partielle de la carotide gauche (PCL), récapitulant la physiopathologie humaine. Cela permet une induction rapide de lésions athérosclérotiques carotidiennes de type humain chez des souris de type sauvage sans modification génomique, fournissant un outil standardisé pour faciliter la recherche sur l’athérosclérose carotidienne.

Résumé

L’absence de modèles rapides et reproductibles d’athérosclérose spécifiques aux carotides chez les souris sauvages limite les études translationnelles sur la biologie et les thérapies de la plaque. Ce protocole décrit une méthode non éditée génomiquement, efficace en termes de temps, pour induire l’athérosclérose carotidienne reproductible chez des souris C57BL/6 en combinant la surexpression de PCSK9 médiée par le virus adéno-associé (AAV), un régime athérogène riche en graisses et une ligature partielle de la carotide gauche (PCL). L’objectif est de fournir un flux de travail standardisé qui reproduit les principales caractéristiques physiopathologiques de la maladie carotidienne humaine — hyperlipidémie et flux perturbé — sans nécessiter d’animaux génétiquement modifiés. Les méthodes comprennent le dosage et l’administration de PCSK9-AAV, la préparation périopératoire, la ligature chirurgicale étape par étape de la carotide gauche, les soins postopératoires, le régime alimentaire, la collecte de tissus et l’évaluation histologique incluant la coloration Oil Red O et Verhoeff-Van Gieson. Les résultats indiquent un cholestérol circulant élevé et des niveaux de lipoprotéines de basse densité par rapport aux valeurs de référence. Des plaques athérosclérotiques prononcées se développent à l’artère carotide ligée gauche, avec une accumulation lipidique significativement accrue et un épaississement significatif de l’intima moyenne artérielle par rapport à l’artère témoin droite non ligatuée. Ce protocole standardisé améliore la reproductibilité et l’accessibilité pour les chercheurs étudiant la formation, la progression et les stratégies d’intervention des plaques carotidiennes, et facilite la comparaison interlaboratoire des thérapies expérimentales.

Introduction

Les maladies cardiovasculaires (MCV) restent la principale cause de mortalité mondiale, l’athérosclérose servant de base pathologiquecommune 1. L’artère carotide est un site critique pour les lésions athéroscléreuses ; L’étude de l’athérosclérose carotide est essentielle pour comprendre la pathogenèse des MCV et développer des stratégiesthérapeutiques 2. Les modèles animaux sont des outils indispensables pour la recherche in vivo sur l’athérosclérose, pourtant les modèles existants présentent souvent des limites en termes de commodité et de capacité à reproduire des caractéristiques physiopathologiques humaines.

Comparée à l’athérosclérose dans d’autres sites artériels (par exemple, aorte, artère fémorale), la formation de l’athérosclérose carotide est plus fortement influencée par l’hémodynamique. L’artère carotide subit une forte contrainte de cisaillement (10-15 dyn/cm², dynes par centimètre carré), deuxième seulement après l’artère coronaire (6-45 dyn/cm²)3. En particulier lors de la bifurcation carotide, un écoulement vortex se produit, caractérisé par une contrainte de cisaillement oscillatoire perturbée. Cet environnement hémodynamique anormal déclenche une activation pro-inflammatoire soutenue des cellules endothéliales locales, caractérisée par une expression surrégulée de molécules d’adhésion et de chimiokines qui facilitent le recrutement des monocytes et l’initiation de l’athérosclérose3. De plus, les lésions athéroscléreuses carotidiennes humaines à haut risque présentent souvent un degré de sténose supérieur à 70 %, ce qui est défini comme le pourcentage de réduction du diamètre luminal causé par laplaque 4. Ainsi, les modèles animaux capables d’induire une sténose athéroscléreuse sévère sont importants.

Le modèle de ligature partielle de la carotide (LCP) est un modèle d’athérosclérose induit par une perturbation persistante du flux sanguin, qui présente l’avantage d’un temps de modélisation court et de lésionssévères 5. L’apolipoprotéine E (ApoE) est une protéine clé impliquée dans le métabolisme et l’élimination des lipoprotéines circulantes du cholestérol et des triglycérides, jouant un rôle crucial dans le maintien de l’homéostasie lipidique plasmique. Cependant, le modèle PCL traditionnel utilisant des souris ApoE-knockout (ApoE⁻/⁻) est difficile et coûteux àfabriquer 5. Lorsqu’un knockout du gène cible est nécessaire, un knockout double du gène (du gène cible et du gène ApoE) est nécessaire, compliquant encore davantage le processus de modélisation. En revanche, lorsque seules des souris sauvages de type C57BL/6 sont utilisées pour le LCP, le modèle ne présente pas d’hypercholestérémie, un facteur de risque central pour l’athérosclérose humaine, et présente rarement des lésions athéroscléreuses riches en lipidesproéminentes 6,7. D’autres modèles, tels que les souris ApoE⁻/⁻ ou LDLR-knockout (LDLR⁻/⁻) nourries avec un régime riche en graisses (HFD), sont largement utilisés dans la recherche sur l’athérosclérose pour étudier l’athérosclérose aortique. Néanmoins, ces modèles n’intègrent pas l’effet de la circulation sanguine perturbée et ne peuvent pas provoquer d’athérosclérose sévère en peu de temps. Des études antérieures ont démontré qu’après 3 mois d’alimentation à base de DAF, les souris ApoE⁻/⁻ ou LDLR⁻/⁻ ne développent que des plaques athérosclérotiques légères dans les régions aortiques ou brachiocéphales, tandis qu’aucune lésion de plaques évidentes ne se forme dans les artèrescarotides 8,9.

La subtilisine/kexine de type 9 (PCSK9) proprotéine convertase est un régulateur clé du métabolisme du cholestérol des lipoprotéines de basse densité (LDL-C) : elle favorise la dégradation des récepteurs LDL, augmentant ainsi les niveaux sériques deLDL-C 10. Le virus adéno-associé recombinant exprimant PCSK9 (PCSK9-AAV) permet une hypercholestérolémie contrôlable par dose chez les souris WT sans nécessiter de modificationsgénétiques 11. La combinaison de l’hypercholestérolémie induite par PCSK9-AAV, de la DCF (qui aggrave encore les troubles du métabolisme lipidique) et du LCP (qui induit des troubles hémodynamiques locaux) permet de construire un modèle animal intégrant deux facteurs de risque clés pour l’athérosclérose humaine : l’hypercholestérolémie et les troubles du flux.

S’appuyant sur les progrès de rechercheantérieurs 12, ce protocole établit une méthode standardisée pour induire l’athérosclérose carotide chez les souris C57BL/6. Comparé aux protocoles modèles existants, il offre trois avantages clés : (1) Pertinence physiopathologique : il récapitule simultanément l’hypercholestérolémie et les troubles du flux, entraînant des lésions carotidiennes présentant des caractéristiques similaires à celles de l’athérosclérose humaine de stade moyen à avancé ; (2) Reproductibilité : Une paramétrisation détaillée du dosage d’AAV, des interventions chirurgicales et du contrôle alimentaire réduit la variabilité interlaboratoire ; (3) Ponctualité : La période totale de modélisation est de 5 semaines, ce qui réduit significativement le temps nécessaire à l’établissement du modèle.

Ce protocole convient aux chercheurs étudiant la biologie de la paroi vasculaire, évaluant l’efficacité des médicaments anti-athérosclérotiques et explorant l’interaction entre l’hémodynamique et le métabolisme lipidique dans l’athérosclérose. Notamment, ce protocole est un modèle centré sur les carotides, qui ne peut pas reproduire entièrement tous les aspects des facteurs de risque systémiques humains pour l’athérosclérose, y compris, mais sans s’y limiter, le tabagisme, le diabète sucré, l’hypertension et l’obésité. Voici un guide étape par étape pour l’établissement des modèles et l’évaluation des lésions.

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Protocole

Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité d’éthique animale du Comité d’éthique des expériences animales du Collège médical de l’Union de Pékin (ACUC-A02-2024-006) et sont conformes au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.

1. Préparation expérimentale des animaux

  1. Achetez des souris mâles C57BL/6 âgées de 6 à 8 semaines (poids corporel : 22-25 g).
  2. Souris d’intérieur dans un environnement spécifique sans agents pathogènes (SPF) sous des conditions strictement contrôlées : température (23 ± 1°C), humidité (50 ± 5 %) et cycle lumière/obscurité de 12 heures (éclairage : 07h00-19h00).
  3. Avant l’expérience, fournissez aux souris un régime alimentaire standard (ratio énergétique de 10 % de matières grasses) et de l’eau stérile, avec un accès libre à la nourriture et à l’eau, pendant une semaine d’acclimatation.

2. Préparation et administration du PCSK9 - AAV

ATTENTION : Considérez l’AAV comme un danger pour la biosécurité et effectuez toutes les procédures selon le niveau de biosécurité institutionnel approprié (généralement BSL-2). Portez des gants doubles, une protection oculaire et des vêtements de protection. Évitez la génération d’aérosols lors de la manipulation. Décontaminez les matériaux contaminés par l’AAV avec des désinfectants appropriés (par exemple, 10 % d’eau de Javel) et suivez des protocoles de responsabilité et de réponse aux incidents clairement définis. Tous les déchets contaminés par le virus doivent être inactivés par immersion dans des désinfectants contenant du chlore.

  1. Achetez le PCSK9-AAV recombinant (rAAV8-HCRApoE/hAAT-D377Y-mPCSK9).
  2. Vérifiez le titre AAV par PCR quantitative en temps réel ciblant le promoteur CMV : le titre final était de 6,10×10¹³ vg/mL (génomes du vecteur par millilitre). Conservez l’AAV à -80°C et évitez les cycles répétés de gel-dégel (≤3 cycles de gel-dégel).
  3. Décongelez l’AAV sur glace pendant 15 à 20 minutes, puis inversez doucement le tube centrifugeuse 3 à 5 fois pour mélanger (évitez le vortex).
  4. Diluer le PCSK9-AAV avec une solution stérile tamponnée phosphate (PBS) jusqu’à une concentration finale de 2×10¹¹ vg/200 μL par souris.
  5. Administrer par injection de veine caudale (IV) : fixer la souris à l’aide d’un support d’injection de queue de souris visualisant les veines et injecter lentement 200 μL d’AAV dilué à l’aide d’une seringue d’insuline (débit d’injection : 10 μL/s). Le moment d’injection est d’une semaine avant le LCP (Figure 1A).

3. Préparation préopératoire pour la ligature partielle des carotides

ATTENTION : Le tribromoéthanol est un réactif contrôlé présentant un risque de surdose. Administrez strictement selon le poids corporel, évitez les injections répétées et documentez avec précision le temps et le volume de dosage. Conservez dans un contenant verrouillé et assurez-vous que la préparation et l’utilisation sont effectuées uniquement par du personnel formé. En cas de surdose suspectée, engagez une gestion d’urgence et documentez l’incident.

  1. Anesthésiez les souris par injection intraperitonéale (p.i.) de tribromoéthanol (2,5 % d’Avertine, 0,18 mL/10 g) jusqu’à ce que le réflexe de redressement disparaisse (environ 2-3 minutes). Ensuite, transférez la souris sur un coussin chauffant (37 ± 0,5°C). Vérifiez l’effet anesthésique en pinçant les orteils.
    REMARQUE : L’anesthésie est essentielle pour réussir la chirurgie. Pour minimiser les risques anesthésiques, il convient d’éviter les injections multiples d’anesthésiques. Avant l’ouverture de l’opération, la dose d’anesthésie doit être déterminée en fonction de la durée prévue de l’opération. De plus, la durée chirurgicale de chaque souris est recommandée à <30 minutes afin de réduire les risques liés à des interventions prolongées.
  2. Pendant l’opération, vérifiez la fréquence respiratoire de la souris (normale : 40-60 respirations/min) et le réflexe plantaire en pinçant doucement le coussin de la patte arrière avec des pinces toutes les 5 minutes.
  3. Appliquez soigneusement une crème dépilatoire sur la peau cervicale antérieure de la souris. Après 2-3 minutes, retirez les poils cervicales antérieurs avec des cotons-tigeons et nettoyez les poils résiduels avec du sérum physiologique. Désinfectez la peau exposée avec du povidone-iode à 5 % trois fois.
  4. Effectuer une chirurgie dans une armoire de biosécurité dans une salle aseptique pour souris. Stériliser l’espace chirurgical avec des rayons ultraviolets pour maintenir l’asepsis autant que possible et autoclaver tous les instruments métalliques.
    REMARQUE : Un environnement aseptique et une désinfection approfondie sont essentiels pour assurer la survie postopératoire et la stabilité physiologique de la souris.

4. Ligature partielle de la carotide - intervention chirurgicale

  1. Effectuer une incision médiane (environ 1,0 à 1,5 cm de long) sur le cou de la souris à l’aide de ciseaux chirurgicaux stériles ; séparer les tissus sous-cutanés et le muscle sternocléidomastoïdien avec des pinces émoussées pour exposer l’artère carotide commune gauche (LCCA).
    REMARQUE : La zone opérée doit être continuellement humidifiée avec du sérum physiologique normal chauffé afin d’éviter des traumatismes supplémentaires causés par une dessiccation vasculaire/tissulaire.
  2. Séparez brusquement le LCCA du nerf vague (situé à côté de l’artère) afin d’éviter d’endommager le nerf vague (ce qui peut provoquer une dépression respiratoire).
  3. Disséquez vers le haut le long de la LCCA pour exposer l’artère carotide interne (ACI), l’artère carotide externe (ECA), l’artère occipitale (OA) et l’artère thyroïdienne supérieure (STA) (Figure 1B).
  4. Utilisez des sutures en soie stériles 6-0 pour ligature l’artère carotide externe gauche au-dessus de l’ATS. Ensuite, utilisez une autre suture stérile en soie 6-0 pour liganer simultanément les racines de l’ACI et de l’OA.
    REMARQUE : Évitez les nerfs ligaturaux et autres tissus environnants. Bloquer complètement l’écoulement de dérivation de l’ECA/ICA/OA tout en préservant un certain degré d’écoulement rétrograde dans le LCCA. L’effet de la ligature doit être évalué en observant le saignement/flux sanguin et la pulsation artérielle distale.
  5. Vérifiez s’il y a des saignements sur le site opératoire. En cas de saignement, pressez doucement avec des cotons-tiges stériles pendant 30 à 60 secondes pour obtenir une hémostasie. Suture la peau avec un adhésif tissulaire ou une suture chirurgicale.
    REMARQUE : Évitez qu’un excès d’adhésif tissulaire ne s’infiltre dans le tissu sous-cutané.

5. Soins post-partiels de ligature carotidienne et intervention alimentaire riche en graisses

  1. Administrez 0,5 mL de solution salée normale tiède par injection intrapéritonéale pour un remplacement de liquide post-opératoire.
  2. Soulager la douleur par injection sous-cutanée de méloxicam (0,1 mg/kg) immédiatement après l’opération et 12 heures après l’opération.
  3. Placez la souris dans une cage de récupération chauffée (37°C) jusqu’à ce que le réflexe de redressement soit rétabli (environ 15-30 minutes). Surveillez la souris pour détecter des comportements anormaux (par exemple, léthargie, dyspnée) dans les 24 heures suivant l’opération.
  4. Administrez des antibiotiques pour prévenir l’infection après l’opération comme recommandé par les vétérinaires, comme de l’eau potable contenant des antibiotiques pendant 7 jours après l’opération.
  5. Nourrir avec des hormones de type occidental (avec un ratio énergétique de 40 % de lipides et 1,25 % de cholestérol) jusqu’à l’évaluation de la lésion (4 semaines après l’opération).
    REMARQUE : Conservez le HFD à 4°C pour éviter l’oxydation des graisses et utilisez-le dans les 2 semaines suivant l’ouverture. Remplacez le HFD tous les deux jours pour garantir sa fraîcheur et surveillez quotidiennement la consommation alimentaire des souris (consommation alimentaire normale : environ 4-5 g par souris par jour). La synchronisation de l’alimentation en formation de charges corporelles avec l’hypercholestérolémie induite par PCSK9-AAV maximise le dépôt lipidique dans l’artère carotide ; retarder l’initiation de l’HFD réduira la gravité des lésions.

6. Collecte et traitement des échantillons

ATTENTION : Le paraformaldéhyde émet des vapeurs toxiques. La préparation, l’utilisation et le retrait doivent être effectués dans une hotte chimique tout en portant des équipements de protection appropriés (gants, lunettes de sécurité et blouse de laboratoire). Éliminer les déchets en suivant des procédures établies de neutralisation et de collecte des déchets chimiques. Les fixateurs doivent être neutralisés et collectés centralement conformément aux protocoles institutionnels d’élimination des déchets liquides.

REMARQUE : Les échantillons d’athérosclérose carotidien humaine dans cette étude ont été prélevés chez des patients atteints de sténose de l’artère carotide ayant subi une endartériectomie carotidienne. Cette étude est conforme à la Déclaration d’Helsinki et a été approuvée par le Conseil d’éthique institutionnelle de l’Hôpital du Collège Médical Union de Pékin (PUMCH) (n° JS-2966). Tous les participants à l’étude ont donné leur consentement éclairé écrit.

  1. À 4 semaines après l’opération, anesthésiez les souris par injection intraperitonéale de tribromoéthanol.
  2. Effectuer une thoracotomie bilatérale sur des souris anesthésiées et perforer le cœur pour prélever des échantillons de sang afin de prendre des analyses de lipides sanguines. Ensuite, perfusez le ventricule gauche avec 20 mL de PBS glacé pour éliminer le sang résiduel des vaisseaux sanguins en 3 à 6 mL/min. Observez les changements de couleur tissulaire comme indicateur visuel de la perfusion terminée.
    REMARQUE : Si cela est permis par l’éthique ou les réglementations institutionnelles, des méthodes alternatives peuvent être utilisées si elles sont clairement énoncées et appliquées conformément aux exigences du Comité local de soins et d’utilisation des animaux (IACUC). Les carcasses animales doivent être incinérées par l’équipe vétérinaire institutionnelle ou des entrepreneurs agréés conformément aux réglementations sur les déchets biologiques, ou traitées selon des procédures approuvées pour l’élimination des biohazards.
  3. Disséquez et prélevez les artères carotides ainsi que le cœur, isolez l’artère carotide bilatérale au microscope, puis fixez-la dans du paraformoldéhyde (PFA) à 4 °C pendant 24 heures.
  4. Transférez l’artère carotide fixe dans une solution de saccharose à 30 % (dissoute dans le PBS) et incubez à 4°C pendant 24 heures (jusqu’à ce que le tissu coule). Enfoncez l’artère dans un composé à température de coupe optimale (OCT) et conservez à -80°C.
  5. Utilisez un cryostat pour couper des coupes transversales de 5 μm d’épaisseur de l’artère carotide commune gauche (emplacement de la section : 1 mm proximal au site de ligature ; température de coupe : -20°C ~ -22°C, ajusté finement en fonction de la teneur en eau des tissus). À l’aide d’un pinceau fin pré-refroidi, transférez doucement la section sur la plaque antiroulis du cryostate pour qu’elle reste à plat. Tenez une lame recouverte de poly-L-lysine à un angle quasi vertical et amenez-la lentement en contact avec la section.
    REMARQUE : L’étape de perfusion est cruciale pour éliminer le sang résiduel ; sinon, cela interfère avec la coloration des lésions. Fixation artérielle complète dans les 30 minutes suivant l’euthanasie afin de préserver la morphologie tissulaire.

7. Évaluation des lésions athéroscléreuses 1 - Coloration au rouge O huileux

  1. Faites sécher les sections à température ambiante (20-25 °C) pendant 30 minutes ; Trempez dans 60 % d’isopropanol pendant 1 minute, puis incubez dans une solution de travail d’huile rouge O (diluée à 3:2 avec 60 % d’isopropanol) à température ambiante (20-25 °C) pendant 10 minutes.
  2. Différenciez en immergeant complètement la lame dans 60 % d’isopropanol à température ambiante pendant ~5 à 10 s avec une légère agitation pour éliminer le colorant non lié ; colorer à l’hématoxyline pendant 30 secondes ; Rincez avec de l’eau du robinet pendant 5 secondes (pour bleuir les noyaux cellulaires).
  3. Capturez des images de coupe à l’aide d’un scanner de lames ou d’un microscope optique avec grossissements 5x, 10x et 20x ; analysez quantitativement la zone de dépôt lipidique à l’aide du logiciel ImageJ (Version 1.54p) – calculez le pourcentage de surface O-positive du rouge d’huile par rapport à l’aire intimale totale.
  4. Procédures de quantification de l’image J
    1. Ouvrez l’image ; sélectionnez l’outil Sélection à main levée pour délimiter manuellement la zone intima-media. Naviguez dans Outils d’analyse > > gestionnaire de ROI et cliquez sur Ajouter.
    2. Va dans Image > ajuste > seuil de couleur ; ajuste les paramètres de teinte et de luminosité pour correspondre aux régions O-positif Oil Red. Cliquez sur Sélectionner, puis sur Ajouter au gestionnaire de ROI.
    3. Sélectionnez à la fois le ROI intima-media et le ROI coloré, cliquez ET pour obtenir la zone Oil Red O-positive dans la région intima-media.
    4. Cliquez sur Ajouter et mesurer pour calculer les zones des régions intima-media et Oil Red O-positive.
    5. Formule de calcul :
      Zone O rouge huile ( %) = (Rouge huile O_positive_area / intimal_media_area) × 100

8. Évaluation des lésions athéroscléreuses 2 - coloration de Van Gieson de Verhoeff

  1. Récupérer les sections congelées incrustées dans le composé OCT sur des lames.
  2. Immergez les lames dans de l’eau distillée à température ambiante (20-25°C) pendant 10-15 minutes avec une légère agitation (2-3 fois) pour dissoudre complètement le composé OCT.
  3. Jetez l’eau contenant le composé OCT, puis rincez les sections avec de l’eau distillée fraîche pendant 2 minutes pour éliminer les résidus du composé OCT.
  4. Incubez les sections dans la coloration Verhoeff (contenant de l’hématoxyline, de l’iode et du chlorure ferrique) à température ambiante (20-25°C) pendant 15 minutes, en secouant doucement la lame à lames 2 à 3 fois pendant l’incubation pour assurer une coloration uniforme.
  5. Rincez rapidement les sections avec de l’eau distillée deux fois, 10 secondes à chaque fois.
  6. Différencier dans une solution de chlorure ferrique à 2 % pendant 30 à 60 s ; observez au microscope jusqu’à ce que les fibres élastiques apparaissent bleu-noir et que le fond paraisse gris. Rincez avec de l’eau distillée deux fois, 1 minute à chaque fois.
  7. Traiter les sections dans une solution de thiosulfate de sodium à 5 % pendant 1 à 2 minutes pour éliminer l’iode résiduel.
  8. Rincez à l’eau distillée pendant 2 minutes, puis contre-teinte avec une teinture Van Gieson (fuchsine acide + acide picrique) pendant 5 minutes pour colorer les fibres de collagène en rouge vif.
  9. Déshydrater séquentiellement dans 95 % d’éthanol (deux fois, 1 min chacun) et 100 % d’éthanol (deux fois, 1 min chacun) ; Clear dans Xylène pendant 5 minutes ; Les sections étaient couvertes à l’aide d’un support en résine synthétique.
  10. Capturer des images de section ; Utilisez un logiciel d’analyse d’images numériques pour mesurer l’épaisseur intima ou intimale des plaques dans quatre directions (antérieure, postérieure, gauche, droite) à l’aide de l’outil de mesure de longueur, puis calculez la valeur moyenne.
    1. Ouvrez la diapositive, zoomez sur la section transversale du vaisseau cible, puis cliquez sur l’outil de mesure.
    2. Cliquez sur les bords internes de l’intima et externes de l’intima/média dans les directions antérieure, postérieure, gauche et droite séquentiellement, et notez les quatre valeurs d’épaisseur.
    3. Calculez la valeur moyenne et notez les mesures.
      Valeur moyenne = (antérieure + postérieure + gauche + droite) ÷ 4

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Résultats

Les résultats de coloration en oxygène rouge huile ont montré que les artères ligées présentaient une formation sévère de plaques athéroscléreuses, des noyaux lipidiques évidents et des zones nécrotiques. La proportion de régions lipidiques était significativement plus élevée dans l’artère carotide gauche que dans l’artère témoin de l’artère carotide droite (p < 0,001) (Figure 2A). La coloration VVG a révélé la destruction ou la disparition des fibres élasti...

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Discussion

Ce protocole décrit une méthode standardisée pour établir un modèle d’athérosclérose carotide chez des souris C57BL/6 en combinant l’hypercholestérolémie induite par PCSK9-AAV, un régime riche en graisses (HFD) et une ligature partielle de l’artère carotide commune (PCL).

Comparé aux modèles traditionnels comme l’ApoE -/- ou le LDLR-/- ou les modèles PCL utilisant la sourisWT 5, ce modèle offre des avantages uniques dans la rec...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a reçu un financement de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82470516, 8227022021), du Fonds spécial de recherche pour les universités centrales, du Collège médical de l’Union de Pékin (3332025111), du Financement national de la recherche clinique des hôpitaux de haut niveau (2025-PUMCH-A-181, 2025-PUMCH-D-001), ainsi que de la Fondation des sciences naturelles de la province du Sichuan (2024NSFC0715).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Suture stérile en nylon 6-0Jinhuan MedicalF602NA
C57BL/6 sourisCentre des organismes modèles de Shanghai, Inc. (SMOC)SM-001NA
Chow deitBiographie de XietongNon. XT93GNA
Cryostat  ;Leica  ;CM1950NA
Crème dépilatoireVeetRB Health LLCNA
Régime riche en graissesBiographie de XietongXT108cNA
OCTSakura4582NA
Oil Red O SolutionServiceBio&NBSP ;G1017-100 mLNA
Microscope optiqueLeicaDM4BNA
Paraformeldéhyde  ;Servicebio  ;G1101-500mLNA
PCSK9-AAVWZBioscience  ;AV208001-AV8NA
Lames recouvertes de poly-L-lysineSigmaP0425NA
Scanner à diapositives3DHISTECHSCAN PanoramiqueNA
SulfaméthoxazoleSelleckS1915  ;NA
Adhésif de tissuVétérinaire 3 ans1469SBNA
Porte-injection de queue de souris visualisant les veines   ;Jinan Yiyan Science & Technology Development Co., LtdYLS-Q9GNA

Références

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Surexpression de PCSK9r gime riche en graissessouris C57BL 6virus ad no associformation de plaquescoloration au Oil Red Ocoloration de Verhoeff Van Giesonhyperlipid mie

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