Article de méthode

Développement d’un modèle efficace d’expansion des tissus murins pour la recherche sur la régénération cutanée

DOI :

10.3791/69865

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6 mars 2026

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1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Shanghai Ninth People's Hospital, Shanghai Jiaotong University School of Medicine, 2Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Shanghai Tenth People's Hospital, Tongji University School of Medicine

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette recherche présente un protocole pratique et efficace pour établir un modèle d’expansion tissulaire continue chez les rats, facilitant ainsi l’investigation des mécanismes et l’avancement technique de la régénération cutanée.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La régénération cutanée est essentielle à la guérison de diverses plaies superficielles et peut être favorisée par une stimulation mécanique. L’expansion tissulaire est une stratégie largement utilisée pour accélérer la régénération cutanée par un étirement mécanique contrôlé ; cependant, son efficacité clinique est souvent limitée par un décalage entre la charge mécanique et la capacité régénératrice de la peau. Pour remédier à cette limitation, le développement d’un modèle animal standardisé de l’expansion tissulaire est urgemment nécessaire. Dans cette étude, nous avons établi un modèle d’expansion tissulaire chez des rats Sprague-Dawley. Après l’implantation dorsale d’un expanseur tissulaire de 10 mL, 5 mL de solution saline ont été injectés immédiatement après l’opération. Après une période de récupération de deux semaines, les animaux suivaient un traitement d’injections de solution physiologique deux fois par semaine (10 mL par séance). La cinétique d’expansion a montré une tendance caractéristique de croissance rapide de la peau suivie d’une décélération progressive. Aux stades avancés, des complications graves telles que la nécrose cutanée, la dégradation tissulaire et l’exposition aux expanseurs ont été observées. Ce travail établit un cadre préclinique reproductible qui imite étroitement les processus physiologiques et pathologiques de l’expansion des tissus humains, fournissant un modèle fondamental pour étudier les mécanismes régénératifs et optimiser les protocoles cliniques.

Introduction

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La peau sert de première ligne de défense du corps, offrant une protection mécanique et empêchant la perte d’eau, tout en jouant un rôle crucial dans la régulation de la température, la réponse aux stimuli externes et la régulationimmunitaire 1. Les plaies cutanées sont courantes en pratique clinique, résultant de traumatismes, d’infections microbiennes, de dommages chimiques et de résectionchirurgicale 2. Alors que les petites blessures peuvent guérir avec une apparence normale, les blessures majeures laissent généralement une cicatrice fibrotique sévère qui altère la fonction tissulaire et peut même devenirmortelle 3. La greffe cutanée autologue à pleine épaisseur est largement considérée comme la référence pour la prise en charge des plaies majeures et la prévention descicatrices 4. Cependant, obtenir suffisamment de peau greffable reste un défi clinique crucial. Par conséquent, le développement de technologies innovantes de régénération cutanée est devenu un axe central dans les domaines de la médecine régénérative et desbiomatériaux 5.

Depuis que Neumann a introduit pour la première fois le principe d’expansion tissulaire en 1957 en implantant un ballon en polyéthylène dans la région mastoïdienne postauriculaire pour reconstruire une déformation del’oreille 6, cette technique a considérablement évolué. Aujourd’hui, c’est l’une des méthodes les plus adoptées en chirurgie reconstructive et elle reste une approche essentielle pour traiter les malformations cutanées étendues. Plus précisément, l’expansion tissulaire génère des tissus autologues supplémentaires en recrutant la peau adjacente et en stimulant la régénération7. Stimulée par une stimulation mécanique, la peau nouvellement formée ressemble étroitement à la peau native tant par son apparence que par sa structure, ce qui la rend idéale pour une applicationclinique 8. Cependant, en raison d’un décalage entre l’ampleur de la force de charge et le taux de croissance de la peau à un stade avancé, la quantité de peau récoltée s’avère insuffisante pour une couverture de plaie à grandeéchelle 9. De plus, l’avancement de la technologie d’expansion tissulaire est freiné par une efficacité d’expansion sous-optimale, des complications sévères, des indicateurs d’évaluation quantitative incomplets et des mécanismes moléculaires malcaractérisés 10. Compte tenu de la complexité des réseaux régulateurs in vivo, des modèles animaux adaptés à l’expansion tissulaire sont essentiels pour récapituler fidèlement les réponses physiologiques et pathologiques des tissus cutanés à la stimulation mécanique.

Actuellement, les modèles murins (souris et rats) et porcins sont le choix prédominant pour les études in vivo 11. Les modèles d’expansion dorsale ou de cuir chevelu chez la souris sont largement utilisés en raison de leur facilité d’utilisation ; cependant, la peau est trop fine pour tolérer une expansion prolongée ou continue12. Le modèle d’expansion dorsale chez le rat est adapté à une expansion continue en raison de son vaste espace sous-cutané, mais l’absence d’un protocole définitif pour arrêter l’expansion limite son applicabilitéclinique 13,14. Bien que la peau porcine partage le plus haut degré d’homologie avec la peau humaine, sa plus faible élasticité entraîne des réponses retardées à l’étirement mécanique, et la nécessité d’une sédation profonde pendant le procédé rend la manipulation expérimentale considérablement plus difficile15. Par conséquent, développer un modèle approprié d’expansion continue qui imite le processus clinique reste un défi scientifique.

Le but de cette étude était de développer un modèle de rat d’expansion cutanée continue. En résumé, un expanseur de silicone de 10 mL a été inséré dans la région dorsale des rats Sprague-Dawley (SD), et 5 mL de solution physiologique ont été injectés immédiatement après l’opération. Après une période de récupération de deux semaines, 10 mL de solution saline ont été administrés deux fois par semaine jusqu’à atteindre un volume cumulé de 155 mL, moment où une baisse significative de la production de peau a été observée, suggérant l’épuisement de la capacité régénérative. L’épuisement régénératif signifie un déclin critique de la capacité régénératrice cutanée, caractérisé au niveau cellulaire par une diminution du potentiel prolifératif et la dégradation de la matriceextracellulaire 16. Macroscopiquement, cela se manifeste par une détérioration marquée de la texture de la peau, se manifestant par un amincissement cutané, une ischémie et des stries distenses, pouvant évoluer vers une nécrose et une dégradationtissulaire 17. En plus de sa simplicité technique, ce modèle préclinique reproduit avec succès l’expansion cutanée continue, permettant aux chercheurs d’étudier différents stades d’expansion adaptés à des objectifs spécifiques de recherche. Cette méthode de modélisation peut également être appliquée aux rats génétiquement modifiés, facilitant l’élucidation des fonctions géniques clés et ainsi la mise en lumière des mécanismes sous-jacents. De plus, la surface abondante de la peau dorsale facilite un plan d’étude autocontrôlé, permettant d’appliquer à la fois des traitements expérimentaux et témoins au sein du mêmeanimal 18. Collectivement, ce modèle fournit un outil utile pour étudier des mécanismes spécifiques impliqués dans l’expansion tissulaire et contribue à surmonter les limites technologiques actuelles.

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Protocole

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Toutes les procédures animales ont été approuvées par le Comité d’éthique de l’Hôpital Populaire de Shanghai (n° SH9H-2025-A1673-1) et menée conformément au Guide des National Institutes of Health for the Care and Use of Laboratory Animals.

1. Préparation

  1. Acclimatez tous les rats SD pendant 7 jours avant l’étude. Rats SD domestiques dans un établissement animalier avec un cycle de lumière de 12 h et de 12 h d’obscurité. Fournir un régime alimentaire standard à base de blé/soja et de l’eau à volonté tout au long de l’expérience.
  2. Concevez des expanseurs tissulaires semi-cercles de 10 mL pour un usage expérimental (Figure 1A), comprenant un ballon expansile, un port d’injection et un cathéter conjonctif. Stérilisez les expanseurs par irradiation par faisceau d’électrons (25 kGy). Avant l’opération, vérifiez l’intégrité de chaque expanseur pour garantir sa sécurité. Injectez 10 mL de solution saline par le port d’injection, puis observez la perméabilité du cathéter conjonctif et l’expansion pour confirmer l’absence de fuite d’eau.
    REMARQUE : Égouttez le sérum physiologique pré-injecté.

2. Soins animaliers préopératoires et intraopératoires

  1. Acquérir des rats mâles SD, âgés de 6 à 8 semaines, pesant entre 240 et 260 g.
  2. Anesthésiez les rats SD par inhalation d’isoflurane. Placez les rats dans la chambre d’induction et induisez une anesthésie à l’aide d’isoflurane à 5 % à un débit de 3 L/min. Maintenez l’anesthésie pendant l’opération en utilisant 2 % d’isoflurane à un débit de 1,5 L/min.
  3. Placez les rats SD anesthésiés sur un coton pour maintenir la chaleur pendant l’opération, puis placez-les sur un coussin chauffant (environ 28 °C) pendant 20 minutes après la récupération pour éviter l’hypothermie.
  4. Utilisez le réflexe de retrait pincé de l’orteil pour évaluer la profondeur de l’anesthésie.
    REMARQUE : Surveillez la fréquence et le schéma respiratoire, la température corporelle et la couleur de la peau des orteils des rats SD anesthésiés.

3. Implantation d’expanseur tissulaire

  1. Raser la peau dorsale des rats SD avec une tondeuse à poils. Évaluez la couleur de la peau, la texture et la présence de toute lésion afin de déterminer leur aptitude à l’expansion.
  2. Tracez une ligne pointillée horizontale au centre du dos pour marquer l’emplacement de l’incision. Désinfectez la zone rasée avec de l’alcool à 75 %, et couvrez avec un drapeau stérile d’ouverture.
  3. Administrez une solution séline normale par voie sous-cutanée le long de la ligne marquée à l’aide d’une seringue de 1 mL avec une aiguille de 30 g (0,31 mm de diamètre), puis effectuez une incision horizontale à l’aide d’un scalpel. Effectuer une dissection extensive du tissu sous-cutané au-dessus et en dessous de l’incision le long du fascia musculaire dorsal. Créez une poche suffisamment grande pour accueillir le ballon d’expansion et le port d’injection à l’aide de pinces anti-moustiques. Positionnez le pôle inférieur du ballon d’expansion à 3 à 5 cm de l’incision, avec l’apex face à la couche cutanée et la plaque de base reposant sur le muscle. De plus, suturez le fascia des deux côtés adjacents à la jonction entre le cathéter conjonctif et le port d’injection pour stabiliser le port. Ajustez la position du ballon et de la prise d’injection pour s’assurer que le tube de connexion est exempt de courbes ou de courbes brusques (Figure 1B).
    REMARQUE : L’injection normale de solution saline facilite l’incision cutanée et l’identification anatomique du plan anatomique. Orientez le port d’injection avec le côté tendre vers la couche cutanée pour permettre les injections de solution ultérieures.
  4. Fermez les incisions en utilisant des points de suture 4-0 interrompus. Ensuite, injectez un premier 5 mL de solution saline avec une aiguille pour le cuir chevelu de 25 g (0,5 mm de diamètre).
    REMARQUE : Suture soigneusement l’incision pour éviter de percer l’expanseur avec la pointe de l’aiguille de suture. Insérez l’aiguille du cuir chevelu verticalement dans le port d’injection et retirez-la verticalement.
  5. Laissez le rat SD récupérer de l’anesthésie, et placez-le dans une cage individuelle.

4. Processus d’expansion continue

  1. Laissez les rats SD porteurs d’expanseurs récupérer pendant 2 semaines, assurant ainsi une cicatrisation complète de l’incision. Marquez une case de lignes pointillées de 2,5 × 2,5 cm sur la zone d’expansion pour faciliter la visualisation des modifications de la peau (Figure 2A).
  2. Anesthésiez les rats SD en utilisant la méthode décrite aux étapes 2.2 à 2.4. Rasez la région d’expansion pour faciliter l’observation. Interrompez immédiatement le processus d’expansion si l’expansion cutanée est compliquée par une infection, une ecchymosis ou une nécrose.
    REMARQUE : Rasez la zone en expansion au moins une fois par semaine pour permettre une croissance rapide des poils.
  3. Rasez la zone autour du port d’injection et désinfectez avec de l’alcool à 75 %. Fixez le port, puis injectez lentement 10 mL de solution saline normale à l’aide d’une aiguille de 25 G. Appuyez sur le point d’injection avec une gaze aseptique pendant 2 minutes pour confirmer l’hémostasie.
  4. Laissez les rats SD récupérer de l’anesthésie, placez-les sur un coussin chauffant pendant 20 minutes, puis transférez-les dans des cages individuelles.
  5. Injectez du sérum physiologique normal deux fois par semaine. Surveillez les complications liées à l’expansion lors du suivi, y compris la fuite de l’expanseur, le pliage du tube de connexion, l’exposition à l’expanseur, l’ecchymosis cutanée, la nécrose, l’infection et la dégradation (Figure 2E). Étudiez un éventuel pli de cathéter si une résistance est rencontrée lors de l’injection de sérum physiologique. On peut suspecter une fuite d’expanseur si le ballon d’expansion s’assouplit. Identifier l’ecchymosis localisée comme un signe de perfusion compromise, et l’assombrissement de la peau comme une nécrose. Suspicion d’infection après avoir observé une rougeur localisée marquée, un gonflement et une température locale élevée de la peau. Classez les plaies non cicatrisantes comme dégradation cutanée et examinez une éventuelle exposition aux expanseurs.
    REMARQUE : Examinez la peau dilatée avant et après chaque injection afin de faciliter la détection précoce des événements indésirables. Interrompez immédiatement la procédure d’expansion en cas de complications graves, notamment une fuite d’expanseur, une dégradation ou une nécrose cutanée, ainsi que l’exposition à l’expanseur, afin de maximiser la récupération de peau viable.

5. Mesure de la surface d’expansion et collecte de peau régénérée

  1. Mesurez la zone d’expansion à l’aide d’un scanner 3D à haute précision. En scannant la peau au-dessus de l’expanseur, la surface de la région balayée est automatiquement calculée (Figure 2B).
    REMARQUE : Effectuez des scans sur des rats SD anesthésiés avant chaque injection.
  2. Photographiez la peau élargie avec un appareil photo numérique ; mesurer et peser la surface délimitée par la case pointillée, et noter les variations de surface (Figure 2C) et de masse (Figure 2D).
  3. Euthanasiez les rats SD par exposition à un excès de dioxyde de carbone à la fin de l’expérience.
    REMARQUE : Dans cette recherche, définissez le critère comme un volume total d’injection de 155 mL afin de reproduire l’ensemble du processus d’expansion en pratique clinique.
  4. À l’autopsie, marquez les zones d’échantillonnage à la fois sur la peau élargie et sur la peau normale adjacente. Après avoir aspiré la moitié du volume total de l’expanseur, incisez horizontalement la peau recouvrant le port d’injection à l’aide de ciseaux. Disséquez extensivement le plan entre l’expanseur et la peau dilatée à l’aide de pinces à moustiques pour permettre un retrait complet et intact de l’expanseur. Prélever des échantillons de peau à l’aide de ciseaux et diviser le tissu en deux. Fixez-les dans une solution de paraformoldéhyde à 4 % et procédez-les pour la coloration histologique.
    REMARQUE : Délimiter les zones d’intérêt à prélever avant le retrait de l’expanseur afin d’éviter une mauvaise identification due à la rétraction cutanée, en assurant une identification précise des régions traitées localisées (Figure 3A).
  5. Placez séparément les carcasses d’animaux collectées dans des sacs jaunes pour déchets médicaux. Jetez les expanseurs usagés, seringues et gazes dans des sacs jaunes pour déchets médicaux. Jetez les lames, aiguilles et autres objets tranchants dans des récipients désignés pour les objets tranchants.
    REMARQUE : Toute élimination des déchets dans cette étude respecte les règlements de gestion du Centre expérimental des animaux du Neuvième Hôpital Populaire de Shanghai.

6. Coloration histologique de la peau

  1. Incorporez des échantillons de peau dans la paraffine, découpez en sections de 5 μm, puis placez-les sur des lames adhésives.
  2. Utilisez la coloration hématoxyline et éosine (coloration HE) pour évaluer l’épaisseur de la peau (Figure 3B,C), et la coloration Masson trichrome pour évaluer le dépôt de collagène (Figure 3D,E). Scannez les sections avec un scanner de diapositives complètes et analysez avec le logiciel ImageJ version 1.54.
  3. Utilisez la coloration par immunofluorescence CD31 pour évaluer la vascularisation. Appliquez des anticorps primaires et incubez toute la nuit à 4 °C, utilisez des anticorps secondaires conjugués au FITC, puis examinez au microscope à fluorescence (Figure 3F,G).
  4. Analysez les données quantitatives à l’aide du logiciel GraphPad Prism version 10.0, et présentez les résultats en moyenne ± écart-type (SD). Effectuer des comparaisons statistiques à l’aide du test t de Student, en définissant la signification statistique par *p < 0,05.

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Résultats

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Dans cette étude, nous avons établi un protocole standard pour un modèle d’expansion tissulaire continue. Après confirmation de la sécurité de l’expanseur (Figure 1A), il a été implanté chirurgicalement par voie sous-cutanée dans la région dorsale des rats SD. Sa surface gonflante était positionnée vers la peau. Pour éviter le déplacement de l’expanseur, le point de connexion entre le cathéter et le port d’injection était fixé au fascia musculaire (Figure 1B). A...

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Discussion

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L’expansion tissulaire est devenue une technique largement utilisée pour générer une peau supplémentaire qui ressemble beaucoup à la peau saine voisine en termes de texture etde couleur. Il a été appliqué dans diverses conditions cliniques, notamment la réparation de cicatrices, la reconstruction mammaire et la reconstruction après la résection de tumeurs de la surfacedu corps 20. Cependant, l’expansion tissulaire à long terme reste un défi...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Remerciements

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Cette étude est parrainée par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subventions n° 82372536, 82572898, 82472543), le Centre de recherche en chirurgie plastique de Shanghai du Centre de recherche prioritaire de Shanghai (2023ZZ02023), le programme de développement des jeunes « Rising Stars of Medical Talents » de Shanghai (programme spécialiste des jeunes talents médicaux), et le programme spécial de recherche clinique de l’industrie de la santé de la Commission municipale de la santé de Shanghai (subvention n° 20244Y0031).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Anticorps CD31Abcam Shanghai Trading Co., Ltdab182981Coloration IHC
Instrument d’irradiation par faisceau d’électronsTongwei Xinda Technology (Jiangsu) Co,. LtdAccélérateur d’électrons à haute énergie (10 MeV, 24 kW)Stérilisation
Anticorps secondaire conjugué au FICProteintech Group, IncSA0003-2Coloration IHC
Graghpad Prism software  ;Logiciel GraphPadVersion 10.0Analyse statistique
Kit de coloration à l’hématoxyline et à l’éosineBeyotime Biotech IncC0105SColoration histologique
Scanner 3D de haute précision3D BRILLANTEEinScan Pro 2X V2Mesure de la surface   ;
Logiciel Image JInstituts nationaux de la santéVersion 1.54Analyse statistique
Kit de coloration trichrome de MassonBeyotime Biotech IncC0189SColoration histologique
Expanseurs tissulairesShanghai Winner Plastic Surgery Products Co., Ltd.N/APersonnalisation spéciale

Références

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