Article de méthode

Imagerie par résonance magnétique multi-animaux pour les mesures tumorales dans des modèles de cancer du pancréas chez la souris

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DOI :

10.3791/69927

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3 février 2026

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1Precision Health Program, Michigan State University, 2Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 3Veterinary Diagnostic Laboratory, College of Veterinary Medicine, Michigan State University, 4Institute for Quantitative Health Science and Engineering, Biomedical Imaging, Advanced Molecular Imaging Facility, Michigan State University

Dans cet article

Résumé

Ce protocole utilise un lit multichambre pour l’imagerie par résonance magnétique parallèle (IRM) de jusqu’à quatre animaux afin de détecter des tumeurs adénocarcinomes pancréatiques dans des modèles murins génétiquement modifiés. Ce protocole d’IRM multi-animaux est rapide et économique pour détecter et mesurer les tumeurs, facilitant la sélection animale pour les études précliniques et la surveillance longitudinale de la croissance tumorale.

Résumé

Les modalités avancées d’imagerie in vivo , telles que l’imagerie par résonance magnétique (IRM), sont des outils de recherche essentiels pour détecter efficacement les tumeurs dans des modèles murins précliniques. L’IRM fournit des informations anatomiques détaillées sur la localisation et la taille de la tumeur. Cependant, cette modalité d’imagerie est coûteuse et chronophage. Pour surmonter cette barrière d’accès sans compromettre la qualité de l’imagerie, un protocole d’IRM multi-animaux a été mis en place. Ce protocole utilise un insert de lit à quatre chambres pour obtenir des IRM anatomiques multi-animaux à haute résolution en une seule session d’acquisition. Imaginer simultanément plusieurs souris réduit le temps et le coût de cette procédure. Ce protocole décrit un flux de travail d’IRM multi-animaux conçu pour augmenter l’efficacité de la détection tumorale et de la surveillance longitudinale des tumeurs dans un modèle murin génétiquement modifié par Kras, p53-supprimé (KPC), d’adénocarcinome canalaire pancréatique. Ce modèle de KPC cliniquement pertinent bien établi a fourni des informations précieuses sur les mécanismes moléculaires sous-jacents à la carcinogenèse pancréatique, à la progression tumorale et à la résistance au traitement. En tant que preuve de concept, ce protocole est appliqué pour valider le bénéfice thérapeutique de l’agent chimiothérapeutique standard gemcitabine dans le modèle KPC. Les applications futures de ce plan d’étude préclinique guidée par IRM sont brièvement discutées afin d’évaluer l’efficacité thérapeutique des thérapies combinées.

Introduction

L’adénocarcinome canalaire pancréatique (PDAC) reste l’une des malignités les plus mortelles. Malgré des améliorations modestes de la survie ces dernières années, le taux de survie à 5 ans reste seulement de 13 %1. Dans la plupart des cas, le PDAC est détecté à un stade avancé, souvent impliquant une invasion locale ou une métastase lointaine, ce qui complique le traitement. La maladie est biologiquement diversifiée et caractérisée par des cellules tumorales très invasives, un strome desmoplasique dense et une faible vascularisation 2,3,4. Ce microenvironnement tumoral complexe continue de freiner les efforts visant à caractériser pleinement les composants cellulaires et non cellulaires qui influencent la progression de la maladie. Pour y remédier, des modèles précliniques efficaces sont nécessaires qui imitent étroitement la progression de la maladie humaine et la desmoplasie.

Une variété de modèles murins peuvent être utilisés pour étudier la biologie de la progression du cancer et évaluer l’efficacité de nouveaux traitements 5,6. Le modèle murin génétiquement modifié (GEMM) propulsé par KRas développe spontanément des tumeurs pancréatiques qui récapitulent de nombreuses caractéristiques physiopathologiques et moléculaires du PDAChumain 3,7,8,9,10,11. En particulier, le modèle KPC piloté par Kras, supprimé par p53 (LSL-KrasG12D ; p53lox/+ ; Pdx1-Cre) est un PDAC bien caractérisé GEMM 7,8,9. L’imagerie tumorale est un élément important des études précliniques. La détection et la mesure de la taille tumorale permettent de sélectionner les animaux pour les études précliniques, de surveiller longitudinalement la croissance tumorale et la progression de la maladie, ainsi que d’évaluer la réponse au traitement.

Des modalités avancées d’imagerie in vivo telles que l’imagerie par ultrasons (US), la bioluminescence (BLI), la tomographie par ordinateur (CT), l’imagerie par fluorescence (FLI), la tomographie par émission de positrons (PET) et l’imagerie par résonance magnétique (IRM) peuvent être utilisées pour l’imagerie tumorale dans le modèle KPC et dans les modèles PDACsimilaires 12,13,14,15,16. Cependant, l’imagerie tumorale dans le modèle KPC peut être difficile, et chacune de ces modalités présente des forces et des limites uniques. Les technologies d’imagerie optique, telles que la bioluminescence (BLI) et l’imagerie par ultrasons (US), sont non invasives et économiques. Cependant, leur résolution spatiale limitée, en particulier pour les organes internes, peut entraîner une mauvaise corrélation avec les volumestumoraux 12, 15, 17, 18. La bioluminescence nécessite des cellules génétiquement modifiées exprimant le signal luciférase, ce qui dépend également de l’apport du substrat, du flux sanguin et de l’oxygénation des tissus. Un tomographe informatique offre une imagerie rapide avec des artefacts de mouvement minimes mais un contraste des tissus mous faible, sans agents de contraste. Le contraste iodré peut provoquer une toxicité chez la souris. L’imagerie par fluorescence nécessite des agents de contraste/sondes fluorescentes, et l’autofluorescence des organes abdominaux réduit la sensibilité.

En raison des contraintes associées à d’autres méthodes d’imagerie, l’imagerie par résonance magnétique (IRM) est généralement considérée comme la technique la plus fiable pour évaluer les tumeurs profondes, offrant un contraste des tissus mous supérieur et une sensibilité moléculaire supérieure pour les structures anatomiquesinternes 13,14,15,19 . Cependant, les protocoles standards d’IRM préclinique entraînent des coûts opérationnels élevés et de longs délais d’acquisition, et peuvent constituer un obstacle pour de nombreux laboratoires de recherche. L’IRM multi-animaux peut surmonter ce barrière d’accès en réduisant le temps de préparation avant l’échographie (anesthésie), le temps de balayage et la récupération post-échographie. Ce protocole démontre la faisabilité technique de l’imagerie tumorale par PDAC (Figure 1, Figure 2, Figure 3 et Figure 4) et l’utilisation des résultats d’images pour recruter des animaux pour un traitement chimiothérapeutique avec la gemcitabine (Figure 5). Les tumeurs PDAC présentent de multiples mécanismes inhérents qui contribuent à la résistance face aux agents de chimiothérapie standard (SOC). comme la gemcitabine, la gemcitabine/nab-paclitaxel, ou le FOLFIRINOX 2,3,4. Ce protocole offre une plateforme adaptée et robuste pour évaluer de nouveaux agents thérapeutiques et la chimiothérapie SOC afin de trouver des combinaisonsprometteuses 20, 21, 22, 23, 24, 25, 26, 27 qui pourraient améliorer la réponse au traitement chez les patients.

Protocole

Toutes les expériences décrites ont été menées conformément aux protocoles approuvés par le Comité de Soins et d’Utilisation Institutionnels des Animaux de l’Université d’État du Michigan. Toutes les procédures impliquant des animaux vivants respectent les directives établies afin d’assurer le bien-être et le traitement humain des animaux. Ce protocole décrit l’utilisation et le traitement du modèle murin KPC du PDAC : LSL-K-Ras G12D (Krastm4Tyj) ; p53lox/lox (Trp53tm1Brn) ; Pdx1-Cre (Pdx1-cre6Tuv)9.

1. Pré-imagerie de la préparation animale

  1. Assurez-vous d’une vérification correcte du génotypage des souris KPC avant utilisation. Transporter les souris expérimentales de l’installation animale vers l’installation d’imagerie.
  2. Anesthésiez jusqu’à quatre souris dans une chambre d’induction scellée préchauffée avec 1,5-2 % d’isoflurane et 0,8-2 L/min d’oxygène. Confirmez l’anesthésie en appliquant un stimulus toxique (pincement des orteils).
  3. Appliquez un lubrifiant ophtalmique sur les deux yeux de chaque souris pour éviter la dessiccation cornéenne.

2. Installation de lit d’IRM multi-animaux

  1. Placez deux souris anesthésiées en position ventrale sur la partie inférieure (gauche et droite) de l’insert de lit imprimé en 3D, qui est fixé au support standard pour un seul rat fourni par le fournisseur. Assurez-vous que les animaux sont bien placés avec la colonne vertébrale et les membres droits.
    REMARQUE : Une imprimante 3D a été utilisée pour imprimer les inserts de plateau (Fichier Supplémentaire 1 et Fichier Supplémentaire 2).
  2. Reliez l’entrée d’air dans le lit du fournisseur aux cônes de nez à l’aide de tubes (diamètre intérieur 1/16 », diamètre extérieur 1/8 »), et de raccords Luer (par exemple, 7 connecteurs mâle 1/16 », 2 femelle 1/16 », 2 connecteurs femelle-femelle, 2 connecteurs T de prise à douille).
  3. Fixez la tête de la souris dans un cône nasal pour maintenir l’anesthésie (1,5-2 % d’isoflurane, 0,8-2 L/min d’oxygène). Couvrez le dessous avec le haut des inserts imprimés en 3D (Figure 2B).
  4. Placez les deux autres souris anesthésiées en position ventrale sur la partie supérieure (gauche et droite) de l’insert du lit imprimé en 3D.
  5. Fixez la tête de la souris dans un cône nasal pour maintenir l’anesthésie (1,5-2 % d’isoflurane, 0,8-2 L/min d’oxygène).
  6. Collez le tapis de surveillance respiratoire sur le coin supérieur gauche de la souris. Assurez-vous que le tampon de surveillance est au niveau de l’abdomen, et non de la poitrine, pour mesurer la respiration sans signal du battement cardiaque.
  7. Réglez le taux d’isoflurane pour maintenir un taux respiratoire de 30 à 40 bpm tout au long de l’échographie, généralement 1,5 à 2 %. Si la piste respiratoire n’est pas visible ou si l’amplitude est trop basse, assurez-vous que le coussinet est bien maintenu par le ruban et que toutes les connexions dans le tube sont serrées.
  8. Couvrez le lit pour compléter la chambre d’IRM multi-animaux (Figure 2B).
    REMARQUE : Le lit PET/IRM pour rats uniques fourni par le fournisseur est équipé d’air chaud circulant pour maintenir la température corporelle des animaux (~35-37 °C). Jusqu’à quatre souris peuvent être scannées simultanément avec des inserts imprimés en 3D. Les réglages exacts de la température de l’eau chaude, ainsi que des débits d’admission et d’évacuation d’air, dépendront de l’installation sur chaque site, y compris la distance entre la salle de contrôle et l’IRM. Ces systèmes peuvent être mis en place sur chaque site à l’aide d’une série de scans pilotes où la température est surveillée tout au long de l’ensemble puis standardisée pour chaque étude.

3. Installation du prébalayage et calibration de l’imagerie

  1. Assurez-vous que les souris sont au centre de la bobine IRM dans le sens de la longueur en alignant le laser rouge avec le centre du lit multi-chambres avant d’envoyer le support dans l’allonge.
  2. Attribuez une étiquette au balayage en utilisant l’identifiant de la souris et la date du balayage dans le format suivant : Effort, ID de souris, Date de numérisation.
  3. Configurez un balayage FLASH pondéré T1 avec une tranche axiale, deux tranches coronales et deux tranches sagittales pour visualiser les souris dans le lit à quatre chambres et définir la zone d’imagerie en utilisant les réglages suivants : TR/TE 50/2,4 ms, 2 moyennes, angle de basculement 20°, résolution 0,313 mm, épaisseur de tranche de 1 mm, temps de balayage 13 s.
  4. Vérifiez que tout le corps de la souris est dans le champ de vision et que les souris sont droites. Sinon, répétez les étapes de positionnement de la souris et/ou déplacez le lit de la souris dans ou hors du canon.
    REMARQUE : Ces paramètres étaient basés sur les spécifications du système IRM utilisé. Ces paramètres peuvent être ajustés selon les besoins afin d’optimiser l’acquisition d’image selon les exigences expérimentales et/ou les capacités du système d’IRM.

4. Imagerie par résonance magnétique multi-animaux

  1. Configurez la séquence d’écho rapide pondérée en T2 avec les paramètres suivants : Temps de répétition (TR) : 3 200 ms, Temps d’écho : 46 ms, Nombre de moyennes : 10, Résolution en plan : 300 x 300 μm, Nombre de coupes coronales : 14, Espace intratranche : 0,3 - 0,7 mm, Suppression de la graisse : Activée, Facteur rare : 8, Packages de tranches : 2, Temps total d’acquisition de l’image : 14 min.
  2. Cliquez sur le centre (translation) et le bord (rotation) des cases jaunes et vertes sur l’image localisatrice pour ajuster la position du paquet de tranches selon les besoins afin d’optimiser la couverture de la région pancréatique et des autres organes abdominaux pour les animaux du haut et du bas.
  3. Confirmez que les quatre souris sont correctement alignées dans la configuration du lit multi-animaux avant de procéder à l’analyse.
  4. Surveillez la respiration tout au long des séquences d’imagerie et ajustez le taux d’isoflurane si nécessaire.
  5. Après l’IRM, vérifiez que la qualité de l’image est adéquate. Cherchez l’artefact de mouvement, qui apparaît comme flou, si une souris a bougé pendant le scan. Vérifiez que l’abdomen est entièrement couvert. Si besoin, repositionnez les souris et refaites le scan.

5. Récupération de la souris

  1. Une fois l’examen terminé et vérifié, retirez le lit du système d’IRM.
  2. Ouvrez le dessus du lit multichambre. Retirez le moniteur respiratoire de la souris en haut à gauche et transférez les animaux du haut et du bas des inserts imprimés en 3D dans la cage de récupération.
  3. Placez les animaux dans une cage de récupération au-dessus d’un coussin chauffant à 37 °C pour une récupération post-anesthésique.
  4. Surveillez la fréquence respiratoire et les mouvements pour assurer une récupération complète après l’anesthésie avant de ramener les souris dans les cages domestiques. Les signes de récupération incluent une respiration et un mouvement normaux (marche).

6. Traitement et analyse de fichiers par imagerie par résonance magnétique

  1. Exportez les images DICOM du logiciel IRM vers un programme d’analyse d’images pour recadrer les images d’une image avec quatre souris vers une image pour chaque souris individuelle.
  2. Dans le logiciel, ouvrez l’image pour l’ensemble principal d’animaux dans le module View . Les réglages automatiques de fenêtre/niveau sont suffisants, mais ajustez dans l’onglet contrôle général de l’image si nécessaire, afin que les souris soient visibles. Dans l’onglet VOI , dessinez manuellement une large case autour du coin supérieur droit de la souris à l’aide d’un objet analytique cube ; puis recadrer l’image autour de cette case depuis l’onglet Opérations de masquage et de contouring . Lors de l’enregistrement du nouveau fichier, modifiez les métadonnées DICOM et le nom du fichier pour obtenir le bon identifiant de souris ; puis, répétez pour la souris en haut à gauche en utilisant la même image, ouvrez l’image pour le groupe inférieur de souris, et répétez le recadrage et la sauvegarde du ROI.
    REMARQUE : Le VOI n’a pas besoin d’être précis.
  3. Utilisez un logiciel de visualisation IRM pour analyser les images stockées dans les fichiers DICOM.
  4. Analysez les tranches d’imagerie du dorsal au ventral ou du ventral au dorsal. Localiser la rate et l’estomac afin d’établir un contexte adéquat pour l’identification du pancréas et/ou des tumeurs pancréatiques.
  5. Définir la « Région d’Intérêt » (ROI) en traçant une ligne sur la frontière tumorale et effectuer une segmentation semi-automatisée pour calculer le volume tumoral. Notez les kystes liquidiques et autres anomalies hyperchromatiques (Figure 3 et Figure 4).
    REMARQUE : Un viseur d’IRM doit être utilisé pour analyser les fichiers DICOM.

7. Traitement à la gemcitabine

  1. Effectuer des IRM hebdomadaires sur les animaux atteints de KPC jusqu’à ce que la tumeur commence à se former et puisse être détectée (volume de ≥20mm 3). Avant de scanner, assurez-vous que les souris sont en bonne santé (pas de perte de poids excessive ni de signes de détresse, de difficultés respiratoires et/ou de halètement).
  2. Mettez en place un traitement une fois les critères tumoraux remplis.
    REMARQUE : Pour le groupe traité, la gemcitabine a été injectée par voie intrapéritonéale (p.i.) à une dose de 100 mg/kg deux fois par semaine.
    ATTENTION : La gemcitabine est un agent chimiothérapeutique cytotoxique. Manipulez avec un équipement de protection individuelle (EPI) approprié, incluant des gants et une blouse de laboratoire. Éliminer les seringues et matériaux contaminés conformément aux protocoles institutionnels de gestion des déchets dangereux.
  3. Effectuer des IRM (suivant les sections 1 à 6) une fois par semaine pour surveiller la réponse tumorale à la gemcitabine.
  4. Sacrifiez les animaux lorsque la tumeur remplit les critères d’euthanasie basés sur les mesures de volume issues de l’IRM (Section 6) et/ou d’autres symptômes.
  5. Lors de l’IRM des souris traitées, placez une barrière protectrice pour empêcher le transfert potentiel de l’agent chimiothérapeutique par excrétions. Pendant et après avoir travaillé avec la gemcitabine, suivez de bonnes pratiques d’hygiène personnelle. Jetez les seringues vides usagées dans un contenant pour objets tranchants de chimiothérapie.
  6. Après avoir terminé le travail, pulvérisez tout le matériel d’anesthésie, les lits d’IRM et toutes les surfaces de travail avec 70 % d’éthanol. Placez les barrières protectrices et gants chimiquement contaminés utilisés lors de l’imagerie dans un sac plastique, attachez le sac, puis placez-le dans un tonneau en fibre pour l’incinération.
  7. Planifiez des séances d’imagerie avant la prochaine session de traitement afin de minimiser l’exposition à l’agent chimiothérapeutique.
    REMARQUE : Une fréquence d’IRM toutes les deux semaines peut être envisagée en fonction du taux de croissance tumorale et du traitement choisi. Les réponses au traitement par cinétique tumorale peuvent être évaluées par imagerie longitudinale (Figure 5).

Résultats

Les animaux atteints de KPC développent des tumeurs pancréatiques après 12 semaines de9 ans. À l’aide d’un lit IRM multichambre, le dépistage tumoral des souris KPC a été initié à l’âge de 10 semaines. Cela a permis de recruter des animaux présentant des tumeurs d’environ 200mm3 pour l’étude préclinique avec le traitement à la gemcitabine. Des différences dans la cinétique tumorale et des variations dans la présentation tumorale ont été observées. La plupart des tumeurs KPC présentaient un schéma de croissance solide avec un focus unique ou prédominant (Figure 4A), ce qui facilitait le recrutement animal pour les traitements et l’évaluation du volume tumoral. Cependant, des animaux présentant plusieurs petites tumeurs solides réparties dans tout le pancréas ont également été observés (Figure 4A). Certains cas de PDAC peuvent également présenter des lésions kystiques intratumorales remplies de liquide, accompagnées de lésions kystiques péritumorales non néoplasiques et d’une rétention de liquide résultant d’une obstruction canalaire de la vésicule biliaire et/ou du pancréas. (Figure 4A).

Après le recrutement, les animaux ont été répartis au hasard dans deux groupes expérimentaux : un groupe témoin qui n’a reçu aucun traitement et un groupe traité qui a reçu une administration intraperitonéale (i.p.) de gemcitabine à une dose de 100 mg/kg deux fois par semaine. Sur les 23 animaux éligibles au total, 4 femelles et 7 mâles ont été répartis au groupe témoin, et 6 femelles et 6 mâles au groupe traité. Des IRM hebdomadaires ont été réalisées à l’aide du système multi-animaux (Figure 5A), ce qui nous a permis de surveiller en continu les changements dans la cinétique de croissance tumorale chez les groupes témoins et traités (Figure 5B).

Les données d’imagerie traitées montrent que les tumeurs du modèle KPC traité à la gemcitabine présentaient un schéma de croissance plus lent que le groupe témoin non traité (Figure 5C), ce qui était associé à une augmentation statistiquement significative (test de rang logarithmique, p = 0,04) de la survie globale de la cohorte traitée (Figure 5D). La survie médiane pour la KPC non traitée était de 20 semaines, tandis que le groupe traité a montré une prolongation de la survie médiane de plus de 23 semaines (Figure 5D).

Figure 1
Figure 1 : Flux de travail de la procédure d’imagerie par résonance magnétique multianimaux, traitement et analyse d’image. Les étapes clés du protocole d’IRM multi-animaux sont mises en avant, de la préparation au scan aux études précliniques guidées par imagerie. Jusqu’à 4 animaux sont anesthésés dans une chambre d’induction (préparation pré-scan) et préparés pour être placés dans un lit multi-animaux (installation de lit IRM multi-animaux). Une image pré-balayée des animaux en configuration 2 x 2 (2 dans le compartiment supérieur, 2 dans le compartiment inférieur) suivie d’un balayage par résonance magnétique (imagerie IRM). Les données d’imagerie de chaque animal sont enregistrées sous forme de fichiers individuels et analysées indépendamment (analyse d’images). La recherche d’images et la taille de la tumeur sont utilisées pour sélectionner les animaux pour les études précliniques et surveiller la réponse au traitement (essais précliniques). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 2
Figure 2 : Étapes clés pour l’IRM multi-animaux, de la configuration à l’image. (A) Panneau supérieur, assemblage du système personnalisé de lit d’IRM multianimaux. Des inserts de lit imprimés en 3D sur mesure avec ports anesthésiques intégrés s’insèrent dans un support standard pour PET/IRM pour un seul rat. Panneau inférieur, ces inserts imprimés en 3D divisent le lit en deux chambres, permettant l’imagerie simultanée de jusqu’à quatre animaux : les animaux 1 et 2 au-dessus de l’insert supérieur, et les animaux 3 et 4 sur le dessus de l’insert inférieur. Les inserts du plan transversal et du plan modifié frontal de l’imprimante 3D depuis le visualiseur STL sont affichés. (B) Placement séquentiel des souris dans un lit IRM multichambre (de haut en bas). Image du haut, deux animaux placés en position ventrale sur la partie inférieure (gauche et droite) de l’insert imprimé en 3D, qui se trouve à l’intérieur du lit PET/IRM fourni par le fournisseur. Image du milieu, les deux autres souris sont placées en position ventrale sur la partie supérieure (gauche et droite) de l’insert imprimé en 3D ; La souris positionnée sur le côté gauche de l’insert supérieur est équipée d’un moniteur respiratoire. Image du bas : assemblage achevé de quatre animaux avec la couverture au-dessus. Tous les animaux ont la tête fixée dans un cône nasal pour maintenir l’anesthésie (1,5-2 % d’isoflurane, 0,8-2 L/min d’oxygène). Disposition finale des quatre animaux dans le support de lit IRM avec administration anesthésique, chauffe-eau chaud et système de surveillance des signes vitaux permettant l’IRM et l’acquisition de données de tous les animaux en une seule séance. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 3
Figure 3 : Collecte et traitement des données à partir d’IRM multianimaux. (A) Vue représentative (plan médial) de l’IRM initiale des quatre animaux. (B) IRM (plan dorsal) des quatre souris dans un lit multichambre : deux souris positionnées en bas (3, 4) et deux souris en haut (1, 2) des inserts imprimés en 3D. (C) Fichier IRM haute résolution final de chaque scan souris individuel. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Présentations diverses des tumeurs PDAC : une IRM intégrée et une analyse histologique. (A) Image IRM représentative (plan dorsal) illustrant la variabilité anatomique des tumeurs PDAC (de gauche à droite) : pancréas normal, tumeurs multifocales avec lésions kystiques remplies de liquide, et masse tumorale solide. Les organes anatomiques sont codés par couleur comme suit : estomac (jaune), rate (verte), tumeur (violette), accumulation de liquide due à un blocage des canaux (bleu). Barres de blancs = 1 cm. (B) Sections histologiques des tumeurs colorées à H&E aux côtés de classes cellulaires basées sur des superpositions de classificateurs entraînés assistés par ordinateur, mettant en lumière les caractéristiques histopathologiques des tumeurs alignées avec les résultats de l’IRM. Zone tumorale (T) délimitée en noir pour tous les échantillons lorsque la tumeur est présente. Les classes cellulaires sont indiquées en couleur : tissu pancréatique normal (gris), tumeur (rouge) et cellules immunitaires (jaune). Barre noire = 0,5 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Application de l’IRM multi-animaux pour le recrutement animal et le suivi de la croissance tumorale pendant le traitement à la gemcitabine. (A) Chronologie du dessin expérimental : Des animaux âgés de 14+ semaines ont été recrutés après qu’une IRM ait détecté une tumeur ≥ 200mm 3. Les souris du groupe traité ont reçu la gemcitabine (100 mg/kg, i.p., b.i.w.) jusqu’à atteindre les critères d’euthanasie. Des IRM multi-animaux ont été réalisées tout au long de l’expérience pour tous les animaux afin de surveiller la cinétique de croissance tumorale. (B) Images IRM représentatives (plan dorsal) montrant la progression tumorale d’un animal du groupe non traité et d’un animal du groupe traité, du jour 0 jusqu’au dernier jour de l’expérience (point final de survie). Barre de l’échelle blanche = 1 cm. (C,D) Graphiques illustrant la cinétique de croissance tumorale (C, n = 4 [2 F, 2 M] vs. 4 [2 F, 2 M]) et la survie globale (D, n = 11 [4 F, 7 M] vs. 12 [6 F, 6 M]) dans le groupe témoin non traité et traité. La signification statistique pour les courbes de survie de Kaplan-Meier a été déterminée par le test de rang logarithmique (Mantel-Cox) (* p < 0,05). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Fichier supplémentaire 1 : Fichier STL pour l’impression 3D de l’insert inférieur avec ports anesthésiants intégrés, qui s’adapte à un support standard de lit PET/IRM pour un seul rat. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier supplémentaire 2 : Fichier STL pour l’impression 3D de l’insert supérieur avec ports anesthésiants intégrés, qui s’adapte à un support de lit standard pour PET/IRM pour un seul rat. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

Ce protocole utilise un lit standard PET/IRM pour un seul rat fourni par le fournisseur, modifié avec des inserts imprimés en 3D sur mesure, permettant le balayage simultané de jusqu’à quatre souris (Figure 1). Cette configuration multi-animaux réduit considérablement non seulement le temps coûteux de l’IRM, mais aussi la durée totale de la procédure. Il permet la préparation parallèle (anesthésie, positionnement au lit et chargement au lit), le scan et la récupération de quatre animaux en une seule séance, comparé au temps supplémentaire nécessaire pour la préparation, le scan et la récupération individuelle de chaque animal en quatre séances distinctes. L’installation comprend également des cônes de nez individuels pour une administration contrôlée par anesthésie à chaque animal, une surveillance vitale dédiée pour un animal, et des capacités de chauffage intégrées pour maintenir la température corporelle de toutes les souris scannées (Figure 2). Les inserts imprimés en 3D assurent un alignement cohérent des animaux et améliorent la cohérence de la segmentation. La surveillance respiratoire en temps réel permet une évaluation continue et un ajustement de l’anesthésie lors de l’échographie, minimisant ainsi les artefacts de mouvement.

Ce protocole a été utilisé pour détecter et surveiller longitudinalement la progression de la tumeur pancréatique dans le modèle KPC (Figure 5A-C) traité avec l’agent chimiothérapeutique gemcitabine, servant d’étude préclinique de preuve de concept. La gemcitabine, seule ou combinée, est un traitement de première ou deuxième intention pour les patients atteints d’un cancer du pancréas local oumétastatique 28,29,30. Ces résultats chez les animaux traités à la gemcitabine sont cohérents avec les rapports précédents, qui ont également montré un bénéficede survie 31. Plus important encore, ce protocole offre une plateforme adaptée et robuste pour étudier les thérapies combinées de nouveaux agents thérapeutiques et la chimiothérapie SOC dans le modèle KPC ou des modèles similaires de PDAC. Ces thérapies combinées peuvent être des inhibiteurs de petites molécules, de l’immunothérapie, des siARN, des modulateurs d’activité des microARN et d’autres oligonucléotides thérapeutiques contre des cibles moléculairesclés 20,21,22,23,24,25,26,27 . Ces thérapies combinées peuvent également inclure des cibles génétiquement modifiées afin de comprendre leur interaction avec la chimiothérapie SOC ou d’autres thérapies à un stade précoce dudéveloppement 9,20,32.

Bien que ce protocole se concentre sur l’imagerie du pancréas et d’autres organes de la cavité abdominale, ce protocole multi-animaux et les séquences d’IRM décrites peuvent être appliqués à la caractérisation anatomique d’autres modèles murins de cancer, tels que le cancer du sein et le glioblastome, ou d’autres maladies touchant le rein et/oule foie 33. Nous connaissons d’autres protocoles décrivant l’IRMmulti-animaux 18,34. Par exemple, Dazai et al. ont décrit une IRM neuroanatomique sur jusqu’à septsouris 18. Bien que cette configuration permette l’imagerie cérébrale de sept animaux, elle ne permet pas de contrôler individuellement l’anesthésique et la température pour chaque souris. Leur chambre d’hébergement est conçue pour les souris pesant moins d’environ 32 g ; En revanche, notre lit multichambre supporte une plus grande variété de tailles corporelles de souris. Selon l’organe visé, le temps de balayage et la résolution, le protocole de Dazai et al. peut offrir certains avantages par rapport à celui décrit ici.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu, en partie, par la subvention R01 CA258314 du National Cancer Institute et par la subvention MSU Tetrad Initiative for Interdisciplinary Research édition 2024 à LFS. Nous remercions le centre d’analyse tissulaire du programme de santé de précision de MSU, l’installation avancée d’imagerie moléculaire de l’Institute for MSU Quantitative Health Science and Engineering/Programme de santé de précision, les ressources animales du campus de MSU, le laboratoire vétérinaire de diagnostic de MSU et le centre QBEAM (Quantitative Bio Element Analysis and Mapping Mapping) de MSU pour leur assistance technique.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
imprimante 3D & nbsp ;StratasysJ750  ;Pour les inserts de lit IRM multi-animaux
Gemcitabine HClApexBioA1402-500Pour les injections IP & nbsp ;
HOROSHOROShttps://horosproject.org/Pour l’analyse IRM
IsofluraneCovetrus11695067772Pour l’anesthésie de la souris
Vaporisateur à isofluraneSOMNI ScientificVS6002Pour l’anesthésie de la souris
Seringues d’insuline U-100 à faible doseBD14-826-79Pour les injections IP & nbsp ;
Accouplements de tubes Luer Lock, bouchons droits en nylon, barbelés pour tube 1/16" d’intérieur x7McMaster51525K521Pour l’assemblage de lits IRM multi-animaux
Accouplements de tubes Luer Lock, bouchon, pour tube à bardbed de 1/16" ID x2McMaster7466N11Pour l’assemblage de lits IRM multi-animaux
Connecteur Luer mâle à mâle X2SAIMMLPour l’assemblage de lits IRM multi-animaux
Système de surveillance et de barrage des petits animaux compatible avec l’IRMSAIIModèle 1030Surveiller les animaux lors de l’IRM
Adaptateur de lit IRMBrukerT150743Composant de lit IRM fourni par le fournisseur
Bobine IRM, 72 mm de diamètre intérieurBrukerT20209V3Bobine IRM fournie par le fournisseur
Rat moyen à berceau multimodalBrukerT151629Lit d’IRM fourni par le fournisseur
lubrifiant ophtalmique & nbsp ;Covetrus75848Pour une utilisation en anesthésie
Logiciel ParaVision 360Brukerhttps://www.bruker.com/en/products-and-solutions/preclinical-imaging/paravision-360.htmlPour l’analyse IRM
PMOD 4.2Brukerhttps://www.bruker.com/en/products-and-solutions/preclinical-imaging/pmod.htmlPour l’analyse IRM
système d’IRM préclinique   ;BrukerBioSpec 70/30Pour l’IRM
Résine Stratasys Vero ClearStratasysRGD810Pour la fabrication de lits d’IRM multi-animaux
Connecteurs prise en T à douille, tube Luer Lock x2McMaster51525K443Pour un lit d’IRM multi-animaux & nbsp ;
Tube (diamètre intérieur 1/16 », diamètre extérieur 1/8 »)BrukerT12330Pour l’assemblage de lits IRM multi-animaux

Références

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