Traitement mécanique de la micrograisse enrichie en SVF pour la reconstruction des défauts traumatiques des tissus mous

Summary

Ce protocole décrit une méthode reproductible pour préparer des micrograisses enrichies en SVF traitées mécaniquement à partir de tissu adipeux autologue, puis pour l’injecter dans des troubles traumatiques des tissus mous de type carie pour une reconstruction clinique.

Abstract

Les malformations traumatiques des tissus mous posent des défis importants pour la reconstruction en raison de la perte tissulaire, d’une vascularisation altérée et de difficultés à obtenir une couverture durable. Le tissu adipeux offre une source pratique de tissu autologue, et la micrograisse enrichie en fraction vasculaire stromale (SVF) traitée mécaniquement peut être préparée intraopératoirement sans digestion enzymatique.
Cette étude présente un protocole clinique standardisé pour prélever le tissu adipeux autologue et le transformer en micrograisse enrichie en SVF pour injection dans des troubles des tissus mous traumatiques de type carie. La graisse est prélevée manuellement de la cuisse ou de l’abdomen sous une basse pression négative, fragmentée mécaniquement par découpe et émulsification seringue-seringue, filtrée pour obtenir une consistance homogène en micrograisse, puis centrifugée pour isoler la fraction contenant le SVF. La micrograisse traitée est injectée dans toute la cavité de la plaie selon un motif multicouche. L’évaluation postopératoire comprend une évaluation clinique en série, une documentation photographique et la mesure de la réduction de la surface de la plaie jusqu’à l’épithélialisation.
Dans une petite cohorte, la méthode a été associée à une contraction progressive de la plaie et à une épithélialisation complète en environ 4 à 8 semaines, sans complications majeures. Bien que la composition et la viabilité cellulaires n’aient pas été quantifiées, la technique offrait une approche intraopératoire réalisable, adaptée à des contextes sans accès au traitement enzymatique ou aux installations de laboratoire. Ce protocole propose une méthode pratique et peu manipulée pour délivrer de la micrograisse enrichie en SVF dans la gestion des défauts de type cavité traumatique et peut servir de base à d’autres études contrôlées.

Introduction

Les malformations des tissus mous de type cavité traumatique restent un défi reconstructeur majeur car elles combinent perte tissulaire, perfusion locale altérée et un risque élevé d’infection et de formation d’espaces morts. Les techniques de couverture conventionnelles, telles que les greffes de peau à épaisseur fendue ou les transferts de lambeau, offrent une couverture durable dans de nombreux cas. Cependant, ils sont fréquemment limités par la morbidité du site donneur, la complexité technique et des résultats variables à long terme, notamment dans les lits contaminés ou^{cicatrisés 1,2,3}.

Le tissu adipeux est une source abondante et facilement accessible d’une population cellulaire hétérogène appelée fraction vasculaire stromale (SVF). La SVF comprend les cellules stromales mésenchymateuses, les progéniteurs endothéliaux, les péricytes et les éléments stromales de soutien. Lorsqu’elle est retenue dans les particules de tissu adipeux, le contexte extracellulaire natif de la SVF est préservé lors de la manipulation et de l’administration^{clinique 4}. Cliniquement, les greffes graisseuses enrichies pour la SVF (micrograisse enrichie par SVF) ont été rapportées comme améliorant la rétention des greffons et associées à une épithélialisation accélérée de la plaie selon diverses indications ^5,6,7.

Deux stratégies principales existent pour obtenir une SVF à partir de lipoaspiratrices. La digestion enzymatique entraîne généralement un nombre plus élevé de cellules nucléées par unité de volume mais nécessite des réactifs dédiés, une infrastructure de laboratoire, des temps de traitement plus longs, et est soumise à des restrictions réglementaires dans de nombreuses^{juridictions 4,8}. En revanche, les méthodes de traitement mécanique incluent la coupe, l’émulsification seringue-seringue, la filtration et l’utilisation de dispositifs mécaniques à système fermé. Ces approches permettent une préparation rapide et intraopératoire de micrograisses enrichies en SVF avec une manipulation minimale et des délais de traitement plus^courts 6,9,10,11. Les systèmes mécaniques récents ont rapporté des temps de traitement <15 min et des rendements proches de ceux des méthodes enzymatiques dans certaines séries, bien que le nombre de cellules mesurées et la viabilité puissent varier selon l’appareil et^{l’opérateur 9}.

Malgré l’expansion de la littérature sur la SVF mécaniquement traitée et sur la greffe graisseuse pour les ulcères chroniques et la maladie du pied diabétique, les protocoles standardisés et reproductibles spécifiquement ciblés pour les troubles traumatiques des tissus mous de type carial sont^{rares 7,12}. Les rapports cliniques publiés traitent souvent des ulcères chroniques, des plaies diabétiques ou des greffes esthétiques de graisse. Cependant, seuls quelques-uns fournissent un protocole intraopératoire par étapes spécifiant les paramètres de récolte, les critères d’émulsification, la taille des pores de filtration, la force de centrifugation (× g), la dosification par surface de la plaie et les critères de préparation à l’injection dans les contextes^{traumatisés 7,13}.

Des conseils pratiques sur l’applicabilité sont donc importants pour les équipes chirurgicales qui envisagent cette approche. D’après la littérature disponible et notre expérience chirurgicale, les volumes typiques d’aspiration intraopératoire pour une seule carie sont de ~20 à 40 mL. Ce volume produit généralement suffisamment de micrograisses transformées pour combler les petites à moyennes caries. En revanche, les reconstructions à grand volume dépassent probablement le cadre du traitement mécanique au point de soins et peuvent nécessiter des procédures par étapes ou des stratégies alternatives ^9,12. Les approches mécaniques SVF sont également moins adaptées aux plaies gravement contaminées jusqu’à ce que l’infection soit contrôlée ; Dans de tels cas, le débridement adjuvant et la prise en charge de l’infection (incluant des antibiotiques ciblés et, le cas échéant, la thérapie par plaie à pression négative) doivent précéder la^{greffe 7}.

Le présent travail vise à fournir un protocole intraopératoire détaillé et reproductible pour préparer des micrograisses enrichies en SVF par traitement mécanique et pour injecter ce produit dans des troubles des tissus mous traumatiques de type carie. Le protocole met l’accent sur des paramètres opérationnels explicites (prélèvement, fragmentation mécanique et émulsification, filtration, centrifugation exprimée en × g, technique d’injection et mesure objective de la surface de la plaie) afin que d’autres équipes chirurgicales puissent adopter et valider la méthode dans leurs propres contextes.

Protocol

Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité d’éthique institutionnelle (Approbation n° KL-2025062) et menée conformément à la Déclaration d’Helsinki. Un consentement éclairé écrit a été obtenu de tous les patients avant la participation.

1. Sélection des patients et évaluation préopératoire

1. Inclure les patients adultes présentant des troubles traumatiques des tissus mous de type carie nécessitant une intervention reconstructive après un débridement chirurgical adéquat.
   REMARQUE : Les défauts doivent montrer une cavité bien définie avec un tissu viable environnant et aucune nécrose persistante au moment de la reconstruction.
2. Excluez les patients présentant une infection systémique active ou une infection locale non contrôlée de la plaie, un diabète sucré mal contrôlé (défini comme HbA1c persistant >8 % malgré le traitement), une maladie vasculaire périphérique significative affectant le membre concerné, des troubles de la coagulation connus ou une anticoagulation actuelle ne pouvant être interrompue en toute sécurité, une malignité impliquant le site du défaut, ou des contre-indications pour la liposuccion ou l’anesthésie déterminées par l’évaluation préopératoire.
3. Effectuer la collecte de données de référence et l’évaluation des plaies
   1. Consignez les caractéristiques de base des patients, y compris l’âge, le sexe, l’emplacement de la plaie, le mécanisme de la blessure et le temps entre la blessure et la reconstruction.
   2. Effectuer une évaluation de la plaie après la préparation standard. Mesurez la longueur et la largeur de la plaie à l’aide d’une règle stérile aux points les plus larges. Prenez des photographies numériques standard avec une distance et une orientation fixes. Calculez la surface de la plaie (cm²) à l’aide d’une analyse planimétrique basée sur des photographies calibrées (voir l’étape 6.6).
4. Proposez un accompagnement préopératoire. Expliquez au patient les étapes procédurales, les bénéfices anticipés, les risques potentiels (y compris l’infection, la résorption des graisses et la nécessité de procédures supplémentaires), les exigences postopératoires et le planning de suivi au patient.
5. Confirmez la compréhension et obtenez un consentement éclairé écrit avant l’opération

2. Préparation préopératoire

1. Préparation d’équipements stériles
   1. Préparez l’équipement stérile nécessaire, notamment : canules de liposuccion (diamètre de 2-3 mm, extrémité émoussée), seringues Luer-lock (capacité de 10-20 mL), connecteurs Luer-lock stériles pour transfert seringue-vers-seringue, ciseaux chirurgicaux, canules d’injection à embout émoussé (22G × 50 mm).
   2. Vérifiez l’intégrité et la stérilité de tous les appareils avant utilisation.
2. Préparation et infiltration de la solution tumescente
   1. Puisez 1 000 mL de solution salée normale à 0,9 % dans un récipient stérile
   2. Ajoutez 2 mL d’épinéphrine à 1:1 000 pour obtenir une concentration finale de 1:500 000. Mélangez soigneusement dans des conditions stériles.
   3. Connectez la solution à une seringue Luer-lock avec une canule d’infiltration émoussée de 2 à 3 m
      REMARQUE : La lidocaïne est intentionnellement omise pour permettre une administration d’anesthésie séparée et à dose contrôlée.
   4. Introduisez la solution dans le site donneur sous-cutané (par exemple, abdomen ou cuisse) en effectuant des passages lents en forme d’éventail, des plans profonds aux superficiels.
   5. Ajustez le volume total en fonction de la surface du site donneur et du volume anticipé de lipoaspirate.
   6. Infiltrez jusqu’à ce que le tissu présente une tumescence uniforme et une vasoconstriction.
   7. Attendez 10 à 15 minutes après l’infiltration pour permettre une vasoconstriction maximale avant la récolte. REMARQUE : L’épinéphrine réduit les saignements intraopératoires et facilite la récolte d’adipeux. Omettre la lidocaïne empêche de dépasser les doses d’anesthésie sûres et permet une anesthésie locale ou régionale séparée.
3. Administration de l’anesthésie
   REMARQUE : L’anesthésie est administrée séparément de la solution tumescente, sélectionnée en fonction de la taille du défaut, du site donneur et de la tolérance du patient. L’une des approches anesthésiques suivantes est sélectionnée en fonction de la taille du défaut, du site donneur et de la tolérance du patient.
   1. Infiltration locale (bloc de champ) : Infiltrer 0,5-1 % de lidocaïne avec de l’épinéphrine 1:200 000 à l’aide d’une canule à pointe émoussée (22G × 50 mm). Répandez-vous radialement autour des nerfs sensoriels qui alimentent le site donneur. Laissez 5 à 10 minutes pour un effet anesthésique complet avant la manipulation du site donneur ou l’infiltration tumescente.
      REMARQUE : Dose maximale : 7 mg/kg de lidocaïne avec épinéphrine, ajustée au poids du patient et aux comorbidités.
   2. Anesthésie régionale (optionnelle) : Utilisez des blocs nerveux périphériques guidés par échographie selon le site donneur. Utilisez la bupivacaïne (0,25-0,5 %) ou la ropivacaïne (0,5 %), dosée selon les recommandations standards. Confirmez le début du bloc (10-20 min) avant la récolte.
   3. Anesthésie générale : réservée aux grands défauts ou aux procédures combinées. Administrez selon les protocoles institutionnels avec un suivi standard.
      ATTENTION : Assurez-vous que la dose totale d’épinéphrine systémique provenant de toutes les solutions infiltrées reste dans les limites de sécurité clinique acceptées.

3. Récolte des graisses

1. Sélectionnez le site donneur (abdomen et/ou cuisse latérale) selon les critères suivants
   1. Disponibilité d’un tissu adipeux sous-cutané suffisant pour permettre une prélèvement adéquate sans déformation des contours
   2. Absence de cicatrices locales, d’infection ou d’une chirurgie antérieure pouvant compromettre la qualité des tissus.
   3. Accessibilité et positionnement des patients sur la table d’opération pour permettre l’infiltration stérile et l’aspiration.
      REMARQUE : Choisir un site avec un tissu adéquat et un minimum de traumatismes antérieurs facilite une prélèvement régulier des adipeux et réduit les complications procédurales.
2. Réaliser une incision cutanée de 2-3 mm à l’aide d’un scalpel n°11, dans des conditions stériles. Incisez à travers l’épiderme et le derme jusqu’à la couche sous-cutanée sans pénétrer plus profondément le fascia ou le muscle.
3. Maintenez une incision petite et contrôlée pour minimiser les cicatrices.
4. Fixez une canule de liposuccion de 2-3 mm sur une seringue Luer-lock de 10-20 mL.
5. Insérez la canule par l’incision cutanée dans la couche adipeuse sous-cutanée, en restant superficielle par rapport au fascia sous-jacent.
6. Utilisez des mouvements doux et multidirectionnels pour répartir la canule uniformément sur le plan sous-cutané cible.
7. Appliquez manuellement une pression négative basse en retirant doucement le piston de la seringue pour aspirer le tissu adipeux.
8. Évitez une aspiration agressive pour minimiser les traumatismes mécaniques des cellules dérivées de l’adipe.
9. Poursuivre l’aspiration dans de petites aliquotes contrôlées, en repositionnant la canule dans la couche sous-cutanée pour maximiser l’efficacité de la récolte.
   REMARQUE : Maintenez la seringue à température ambiante (20-25 °C) pour préserver la viabilité cellulaire.
10. Prélève environ 20 à 40 mL de lipoaspirate, ajusté à la taille du défaut.
11. Après l’aspiration, retirez la canule et fermez l’incision cutanée avec une seule suture en nylon 3-0 ou 4-0, ou utilisez des bandes adhésives stériles pour les incisions plus petites par poignard. Appliquez un pansement stérile sur le site donneur.
12. Le lipoaspirate aspiré se trouve initialement dans la seringue Luer-lock utilisée pour la récolte. Détachez doucement la canule de prélèvement et transférez le lipoaspirate dans une nouvelle seringue Luer-lock stérile de 10 à 20 mL pour un traitement ultérieur.
13. Évitez l’exposition à l’air, aux hautes températures ou à une force mécanique excessive. Maintenez l’aspirat à température ambiante (20-25 °C) jusqu’au traitement (par exemple, purification, centrifugation ou injection).
    REMARQUE : L’utilisation d’une seringue stérile fraîche évite la contamination et permet un traitement standardisé. Une manipulation douce préserve la viabilité des fractions vasculaires adipocytaires et stromales

4. Traitement mécanique des micrograisses enrichies en SVF

1. Laissez le lipoaspirate prélevé debout dans des seringues Luer-lock stériles de 10 à 20 mL pendant 5 minutes à température ambiante (20-25 °C) pour permettre une séparation par gravité.
2. Après être debout, trois couches distinctes (couche supérieure de pétrole [fraction lipidique libre], couche adipose moyenne, couche aqueuse/sanguine inférieure) deviennent visibles.
3. En utilisant une technique stérile, tenez la seringue verticalement avec la buse pointée vers le haut et avancez doucement le piston pour expulser la couche supérieure d’huile jusqu’à ce qu’il ne reste plus que la fraction adipeuse. Inversez la seringue et retirez soigneusement la couche aqueuse/sanguine inférieure par avancement lent du plongeur ou par aspiration à l’aide d’une seringue stérile. Ne conservez que la fraction adipeux moyenne pour un traitement ultérieur.
   REMARQUE : L’élimination des huiles libres et des composants aqueux réduit les sous-produits inflammatoires et améliore la consistance des greffons ainsi que la viabilité cellulaire.
4. Transférez la fraction adipeuse retenue dans un plat stérile en acier inoxydable ou en verre. À l’aide de ciseaux chirurgicaux stériles, hachez doucement le tissu adipeux en fragments d’environ 1 à 2 mm, évitant ainsi une compression excessive ou des forces de cisaillement.
5. Chargez le tissu adipeux haché dans une seringue Luer-lock de 10 mL. Connectez cette seringue à une seconde seringue Luer-lock de 10 mL à l’aide d’un connecteur Luer-lock stérile femelle vers femelle.
6. Émulsiez mécaniquement le tissu adipeux en le transférant d’un seringue à l’autre pendant 20 à 30 passages à un rythme régulier et modéré. Continuez jusqu’à obtenir une consistance homograisse injectable et uniforme.
   REMARQUE : La graisse transformée doit sembler homogènement émulsionnée avec une séparation visible minimale des huiles.
7. Détacher le connecteur Luer-lock et transférer la micrograisse émulsionnée de la seringue dans un tube centrifugeuse stérile compatible avec le rotor de centrifugeuse. Assurez-vous que les tubes sont équilibrés par volume avant centrifugation.
8. Centrifugez la graisse émulsifiée à environ 400 × g pendant 3 minutes à température ambiante.
9. Après centrifugation, on observe trois couches : couche supérieure d’huile, fraction de micrograisse enrichie en SVF moyenne, couche aqueuse/sanguine inférieure (Figure 1).
10. À l’aide d’une seringue stérile, aspirez soigneusement uniquement la couche moyenne de micrograisse enrichie en SVF, évitant ainsi la contamination par les couches adjacentes.
11. Faites passer la fraction collectée à travers un filtre en maille stérile en acier inoxydable de 500 à 1 000 μm pour éliminer les débris fibreux et les grosses particules. Cette étape facilite une injection fluide et minimise l’obstruction des canules lors de la mise en bouche des greffons.
12. Chargez la micrograisse enrichie en SVF filtrée dans des seringues stériles de 1 à 5 mL pour injection immédiate.

5. Injection dans le site du défaut

1. Effectuer un débridement final de la plaie suivi d’un irrigation approfondie avec une solution saline stérile jusqu’à l’élimination de tout le tissu nécrotique.
2. Confirmez la préparation de la plaie par la présence de tissu de granulation sain et/ou de saignements ponctués, indiquant une perfusion et une viabilité tissulaire adéquates.
3. En utilisant une technique stérile, introduisez une canule à pointe émoussée (1,2-2,0 mm de diamètre) dans le défaut à travers le bord de la blessure ou la peau intacte adjacente, en évitant l’entrée directe par la base centrale de la blessure lorsque cela est possible.
   1. Profondeur et plan tissulaire : Avancer la canule dans le plan tissulaire sous-cutané immédiatement en surface du lit de la plaie ; Le placement intramusculaire est évité sauf indication spécifique liée à la profondeur du défaut.
   2. Angle d’insertion : Insérer la canule à un angle oblique bas (environ 10-30°) par rapport à la surface de la blessure pour faciliter un dépôt contrôlé et en couches.
   3. Positionnement de la canule : Maintenez la pointe de la canule dans des plans tissulaires bien vascularisés afin d’optimiser la survie des greffons et de minimiser l’extrusion.
4. Injectez la micrograisse enrichie en SVF à l’aide d’une technique de ventilation rétrograde à plusieurs couches, déposant de petites aliquotes lors du retrait lent de la canule.
5. Répartir la greffe uniformément sur la base de la plaie, les marges et le tissu sous-cutané environnant afin d’obtenir un remplissage uniforme et maximiser le contact avec le tissu vascularisé du receveur.
6. Ajustez le volume d’injection en fonction de la taille et de la profondeur de la cavité, généralement entre 5 et 12 mL.
7. L’injection est interrompue une fois que le défaut est correctement comblé et que les contours tissulaires sont restaurés, afin d’éviter toute surcorrection ou tension tissulaire excessive.
   REMARQUE : Évitez de trop remplir pour réduire le risque de nécrose graisseuse, de perfusion altérée ou d’extrusion de greffe.
8. Couvrir la plaie avec de la gaze à la vaseline (pétrolatum), placée en contact non compressif avec la surface de la plaie.
9. Appliquez un pansement secondaire pour protéger le site tout en permettant un drainage passif et en minimisant les forces de cisaillement sur la micrograisse injectée.

6. Soins postopératoires et suivi

1. Administrez des antibiotiques prophylactiques selon le protocole institutionnel, en tenant compte de la taille de la plaie, du statut de contamination et des facteurs de risque spécifiques au patient.
2. Demandez aux patients d’éviter la pression, le cisaillement ou la friction aux deux sites du donneur et du greffon pendant 1 à 2 semaines après l’opération afin de minimiser le déplacement du greffon et d’optimiser l’intégration.
3. Inspectez le pansement de la plaie à chaque visite de suivi et remplacez la gaze de vaseline (pétrolatum) si nécessaire. Ne retirez pas de force la gaze adhésive ; permettre un décollement spontané lors de l’épithélialisation afin d’éviter la perturbation du tissu en régénération.
4. Planifiez des visites de suivi à 1, 2, 4 et 12 semaines après l’intervention.
5. Acquérez des photographies numériques standardisées à chaque visite à l’aide d’un appareil fixe à la distance de la blessure, de conditions d’éclairage cohérentes et d’une référence d’échelle (par exemple, règle stérile) placée dans le même plan que la blessure. Cela garantit la cohérence de l’évaluation longitudinale.
6. Mesurez la surface de la plaie à l’aide du logiciel ImageJ (National Institutes of Health (NIH), USA) via une analyse planimétrique.
   1. Importez des photographies de plaies standardisées dans ImageJ
   2. Calibrez l’échelle de l’image à l’aide de la règle de référence
   3. Tracez manuellement la marge de la blessure à l’aide de l’outil de sélection de polygones.
   4. Calculez automatiquement la surface de la blessure à l’aide de la fonction de mesure du logiciel.
7. Pour l’évaluation des résultats, définissez l’épithélialisation complète comme une couverture complète de la surface de la plaie sans exsudat, sans obligation de pansement ni intervention secondaire.
8. Consignez toutes les complications postopératoires, y compris l’infection, la nécrose graisseuse, l’hématome, le sérome ou le retard de la cicatrisation.
   ATTENTION : Éliminer tous les déchets biologiques conformément aux réglementations institutionnelles de biosécurité.

Results

Au total, huit patients présentant des troubles traumatiques des tissus mous de type carie ont été traités selon le protocole décrit.

Caractéristiques de la cohorte

La cohorte comprenait cinq hommes et trois femmes, avec un âge moyen de 51,5 ± 11,7 ans (fourchette de 38 à 74 ans). Les défauts étaient localisés sur le m...

Discussion

Cette étude décrit un protocole cliniquement applicable et reproductible pour le traitement mécanique et la transplantation de micrograisses enrichies en FV dans la gestion des défauts des tissus mous de type cavité traumatique. Le protocole est destiné à la mise en œuvre au point de soins dans un cadre standard de salle d’opération et privilégie la simplicité procédurale, la sécurité et la faisabilité plutôt que la caractérisation biologique. Dans cette petite série clinique, tous les d...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
0,9 % de solution salée normale	Baxter Healthcare (ou équivalent)	Divers	Utilisé comme solution de base pour la solution tumescente
Canule à injection à pointe émoussée (22G et multipliés par 50 mm)	CONPUVON (;), Chine	DZ 22 et times ; 50-C5	Utilisé pour l’injection multicouche de micrograisse enrichie en SVF
Centrifuge  ;	Biotechnologie de longue date (), Chine	LTA-1600	Centrifugeuse clinique capable de produire environ 400 et plus de fois ; g
Appareil photo numérique / Smartphone	N’importe lequel	N/A	Photographie standardisée de plaie lors du suivi
Épinéphrine	Pharmacie de l’hôpital local	Divers	Ajouté à la solution saline pour atteindre une concentration finale de 1:500 000
Logiciel ImageJ (version 1.53 ou ultérieure)	Instituts nationaux de la santé (États-Unis)	Logiciels libres	Utilisé pour la mesure planimétrique de la surface de plaie
Canule de liposuccion (2&ndash ; 3 mm)	Fournisseur médical standard	N/A	Utilisé pour prélever du tissu adipeux sur le site donneur
Connecteur Luer-lock (femelle vers femelle)	Becton Dickinson (ou équivalent)	Divers	Utilisé pour l’émulsification mécanique seringue à seringue
Seringue Luer-lock (1, 5, 10, 20 mL)	Hongda Medical Devices (), Chine	Non spécifié (offre institutionnelle)	Utilisé pour l’aspiration, le traitement mécanique et l’injection
Pansement stérile / bandage	Pharmacie de l’hôpital	N/A	Pour la couverture postopératoire des plaies
Ciseaux chirurgicaux (stériles)	Guangzhou Baitang Medical Devices Co., Ltd.	BT00301 (ou un modèle représentatif similaire)	Utilisé pour la fragmentation mécanique du tissu adipeux
Gaze vaseline (10 cm et multiplié 10 cm)	Huaxi Medical Dressing Co., Ltd. (), Chine	Non spécifié (offre institutionnelle)	Pansements non adhérents utilisés pour les soins postopératoires des plaies