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Article de méthode

Gastrectomie en manchon chez la souris à l’aide de pinces à ligature jetables

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DOI :

10.3791/69996

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20 février 2026

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1Department of General Surgery, Guangzhou Red Cross Hospital of Jinan University, 2College of Clinical Medicine, Guizhou Medical University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole utilisant une pince de ligature jetable pour créer un modèle de gastrectomie en manchon de souris. Ce modèle présente une faible mortalité postopératoire, un temps opératoire plus court et des résultats thérapeutiques comparables aux techniques traditionnelles de suture.

Résumé

Les modèles murins actuels de gastrectomie en manchon (SG) reposent fortement sur la suture manuelle — une procédure techniquement exigeante avec des temps opératoires prolongés, une mortalité périopératoire élevée et une courbe d’apprentissage abrupte. Cela limite leur accessibilité aux chercheurs non chirurgicaux. Pour pallier ce goulot d’étranglement, nous avons développé un protocole SG simplifié utilisant des pinces de ligature jetables, couramment utilisées en chirurgie gastro-intestinale clinique. Chez les souris obèses C57BL/6J induites par l’alimentation, l’approche basée sur le clip a réduit le temps moyen opératoire de > 50 % (20,9 ± 3,2 contre 43,9 ± 3,0 min) et a significativement amélioré la survie à 12 semaines par rapport aux points traditionnels. La méthode a permis d’obtenir des résultats métaboliques équivalents, notamment une perte de poids soutenue, une meilleure tolérance au glucose, une sensibilité accrue à l’insuline et une réduction de la stéatose hépatique. Notamment, le modèle ne nécessite aucune expertise microchirurgicale spécialisée ni dispositifs d’agrafage, qui sont souvent indisponibles pour des applications murines. Nous recommandons cette méthode basée sur le clip aux chercheurs, en particulier à ceux sans formation chirurgicale avancée, qui privilégient l’efficacité et la reproductibilité des procédures dans les études mécanistiques de chirurgie bariatrique. Pour les chirurgiens recherchant une transposabilité clinique directe, les techniques basées sur la suture restent préférables, bien que la gestion périopératoire soit plus stricte.

Introduction

La chirurgie bariatrique est largement reconnue comme l’intervention la plus efficace pour l’obésité extrême et ses complicationsassociées 1. Le modèle de gastrectomie en manchon de souris (SG) est un outil précieux pour étudier les changements physiopathologiques et les mécanismes potentiels associés à la chirurgie bariatrique. Ce modèle est avantageux car il permet l’utilisation de souches de souris génétiquement modifiées, telles que celles présentant des knockouts génétiques ou une surexpression. Des modèles murins faciles à reproduire, permettant un contrôle strict des conditions expérimentales et facilitant la manipulation expérimentale sont essentiels pour la traductionclinique 2.

Le modèle murien conventionnel SG utilise des techniques basées sur des sutures pour fabriquer une poche gastrique tubulaire. Cette méthodologie implique plusieurs étapes chirurgicales précises et requiert généralement une maîtrise technique importante. Les techniques représentatives incluent SG-monocouche 3,4 et SG-Lembert 5,6, avec un temps chirurgical moyen d’environ 30 à 45min 7. Par conséquent, réaliser une ségentérie sur une cohorte de dix souris nécessite généralement 5 à 7,5 heures de temps opératoire. Dans les études impliquant plusieurs cohortes expérimentales, les séances chirurgicales cumulatives peuvent s’étendre sur 2 à 3 jours consécutifs. Des délais procéduraux prolongés peuvent introduire des contraintes logistiques et une variabilité dans les conditions périopératoires, ce qui affecte la cohérence expérimentale et le suivi postopératoire. Les chercheurs ont exploré des approches alternatives pour développer des modèles souris-SG plus accessibles. Les approches à agrafeuse assistée (SG-agrafeuse)7,8 et à clip (SG-clip)9,10,11 représentent des améliorations notables. Ces méthodes simplifient des aspects spécifiques de la formation de la poche gastrique et réduisent les exigences techniques liées à la suture manuelle, favorisant ainsi une adoption plus large dans des milieux de recherche avec des niveaux d’expérience chirurgicaux variables. La technique de l’agrafeuse SG rencontre des limites pratiques dans les applications murines en raison de la disponibilité limitée de dispositifs d’agrafe de taille appropriée, ce qui conduit à son utilisation plus fréquente dans les modèles de rats. Concernant l’approche SG-clip, des études antérieures utilisaient couramment une à deux pinces en titane complétées par des points d’ajunte9, 10, 11. La surface interne lisse des clips en titane standard offre une position tissulaire sous-optimale, nécessitant une fixation supplémentaire pour garantir la fiabilité procédurale et l’intégrité gastrique.

S’appuyant sur les caractéristiques des modèles SG-agrafeuse et SG-clip, ce protocole présente un modèle SG murin développé à l’aide de clips de ligature jetables. Ces pinces sont couramment utilisées lors de la cholécystectomie, de l’appendicectomie et d’autres chirurgies gastro-intestinales. Dans ces procédures, ils pincent solidement les tissus tels que le canal kystique résiduel, la racine appendiceuse et les vaisseaux sanguins, éliminant ainsi le besoin de renforcement supplémentaire des sutures. Des tailles adaptées à la longueur du ventre d’une souris existent. Ce nouveau modèle SG-clip est simple, fiable et démontre une efficacité thérapeutique comparable à celle du modèle traditionnel de suture.

Notamment, la SG basée sur la suture reste préférable lorsque la recherche vise à reproduire la technique chirurgicale clinique, à étudier des effets biomécaniques ou biologiques spécifiques à la suture, ou à exiger une précision anatomique maximale. Pour les chercheurs ayant des compétences avancées en microchirurgie, les méthodes de couture à la main reflètent les procédures humaines et sont donc plus adaptées à la fidélité translationnelle. En revanche, le modèle du clip ligatural offre une alternative fluide, efficace et accessible qui maintient la rigueur expérimentale tout en élargissant l’applicabilité de la SG murine à divers contextes de recherche — notamment lorsque l’expertise chirurgicale est limitée.

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Protocole

Ce protocole respecte les Lignes directrices internationales d’éthique du bien-être animal et a été approuvé par le Comité expérimental de bien-être animal et d’éthique de l’Université Jinan (Numéro d’approbation : 20240227-0073).

REMARQUE : Trente mâles C57BL/6J de type sauvage (âgés de huit semaines), pesant 22 à 25 g, étaient hébergés dans un environnement spécifique sans agents pathogènes (SPF) avec une température ambiante de 20 à 26 °C et 12/12 h alternant jour et nuit. Après une adaptation à un régime riche en graisses pendant 4 semaines, les souris ont été réparties au hasard dans les groupes SC (SG avec clip), SS (SG avec suture) et SH (sham) avec 10 souris dans chaque groupe.

1. Préparation préopératoire

  1. Passez à un régime liquide pendant 2 jours et ne jeûnez pas avant l’opération.
    REMARQUE : La transition préopératoire vers un régime liquide peut faciliter le vidage des aliments solides de l’estomac des souris, réduisant ainsi la contamination intraopératoire. De plus, il favorise une meilleure adaptation à la nutrition liquide postopératoire, assurant un apport énergétique suffisant.
  2. Fixez la bouillotte sur la table d’opération équipée d’un masque anesthésiant et ajustez la température à ~37 °C.
  3. Nettoyez la table avec de l’alcool à 75 %.
  4. Extraire 1 mL de 100 mL de solution saline normale pour dissoudre la poudre de pénicilline. Ensuite, injectez toute la solution de pénicilline dissoute dans les 99 mL restants de solution saline normale pour préparer une solution de pénicilline à une concentration de 800 000 UI/100 mL.
  5. Anesthésiez les souris avec 3 % d’isoflurane et 0,5 l/min d’oxygène pendant environ 30 secondes, puis placez la tête dans un masque anesthésique avec une concentration d’isoflurane maintenue à 1,5 %.
  6. Stérilisez la peau de la poitrine et de l’abdomen avec une solution d’anerdienne et couvrez avec une serviette stérile.

2. Interventions chirurgicales

  1. Laparotomie médiane : Soulevez la peau d’environ 2 cm sous le processus xiphoïde et faites une incision de 1,5 cm le long de la ligne médiane. Ouvrez la zone dénuée de muscles le long de la ligne alba juste assez pour que le rétracteur puisse tenir (environ 1,5 cm).
  2. Externalisation de l’estomac : À l’aide d’un coton-tige humide, poussez le côlon et une partie de l’intestin grêle vers la cavité pelvienne. Soulevez doucement le ventre jusqu’à l’incision abdominale avec une pince à bout émoussé et recouvrez-le d’une serviette neuve découpée dans une gaze humide. Disséquez soigneusement le ligament hépatogastrique, le ligament gastrosplénique et la connexion vasculaire partielle du sinus gastrique au pancréas, puis coupez avec un électrocoagulateur.
    REMARQUE : Le placement rapide de nouveaux rideaux supplémentaires ou de boules de coton humidifiées lors de l’externalisation gastrique et de l’incision peut efficacement réduire la contamination par le contenu gastrique.
  3. Déterminer l’étendue de la résection le long de la plus grande courbure de l’estomac, avec le fond d’un œsophage situé à 3 mm et l’antrum à 3 mm proximal du pylore.
  4. Pour le groupe SC :
    1. Placez la pince de ligature jetable avec un applicateur le long de l’étendue prédéterminée de la résection ; Redéterminez soigneusement la distance de la position de la pince entre l’œsophage et le pylore, puis clampez.
      REMARQUE : Avant le coupage, la ligne de résection doit être confirmée en collaboration par l’assistant et l’opérateur afin d’assurer des marges de résection précises.
    2. Prépositionner une boule de coton humidifiée autour de l’estomac pour éviter la contamination de la cavité abdominale par des débordements de contenu gastrique ; puis coupe rapidement environ 80 % du tissu gastrique sur le côté à plus grande courbure de la pince de ligature.
    3. Stériliser l’incision trois fois avec des prélevés anerdiens et essuyer une fois avec un prélèvement saline (Figure 1).
  5. Pour le groupe SS :
    1. Clampez le corps gastrique le long de l’étendue prédéterminée de la résection.
    2. Prépositionner une boule de coton humidifiée autour de l’estomac pour éviter la contamination de la cavité abdominale par des débordements de contenu gastrique ; Utilisez ensuite des ciseaux ophtalmiques pour couper rapidement environ 80 % du tissu gastrique du côté à plus grande courbure.
    3. Ouvrez la pince et nettoyez le contenu gastrique avec des prélèvements salins.
    4. Suture l’incision deux fois à l’aide de sutures chirurgicales absorbables 6-0 avec une technique continue à couche unique. Effectuer la première suture continue en insérant l’aiguille perpendiculairement au bord de l’incision, à une distance de 2 à 3 mm, en traversant toute l’épaisseur de la paroi gastrique, et en sortant à un point équidistant du côté controlatéral. Fixez le point initial avec un nœud chirurgical, poursuivez la suture en alternant des morsures de 2 mm sous tension uniforme pour éviter les plissements ou les espaces tissulaires, et terminez par un nœud carré (3-4 jets).
    5. Effectuez la seconde suture continue parallèlement à la première en utilisant un motif décalé pour améliorer la couverture et maintenir un espacement et une tension cohérents de la morsure tout en évitant le chevauchement ou la torsion.
      REMARQUE : Le rougeur des boules de coton ou de la gaze indique un saignement important, en particulier au niveau de l’incision gastrique ; une électrocoagulation adéquate de l’incision est nécessaire avant la suture pour atteindre l’hémostasie.
    6. Stérilisez l’incision trois fois avec des préuvillons anerdiens et essuyez une fois avec un prélevage saline (Figure 2).
  6. Pour le groupe SH :
    1. Effectuez uniquement l’opération de pincement de l’estomac et libérez après 10 minutes.
    2. Ramenez l’estomac dans la cavité abdominale dans la bonne position et suturez le muscle proprie et la peau avec des sutures chirurgicales 5-0, stérilisez et terminez la procédure.
      REMARQUE : Toutes les souris ont été opérées dans la semaine afin de faciliter un suivi efficace du poids et de la consommation alimentaire postopératoires.

3. Soins postopératoires

  1. Placez les souris dans une boîte à induction d’oxygène pur. Ils peuvent être réveillés après environ 2 minutes. Retirez les souris et placez-les sur un coussin chauffant. Observez attentivement l’état de conscience et la respiration, puis ramenez-les dans la cage lorsqu’ils peuvent bouger.
  2. Administrez une injection sous-cutanée unique de solution de glucose saline (5 % de glucose et 4,5 % de chlorure de sodium) à une dose de 20 mL/kg.
  3. Administrez une injection sous-cutanée de méloxicam à une dose de 4 mg/kg (concentration : 0,4 mg/mL) juste avant que les souris ne reprennent conscience après l’opération. Répétez cette injection toutes les 24 heures pendant trois jours consécutifs.
  4. Fournir une solution nutritionnelle Abbott et un régime riche en graisses pendant les trois premiers jours suivant l’opération ; Remplacez la solution nutritionnelle par de l’eau potable le quatrième jour postopératoire.
  5. Administrez de la pénicilline (30 000 U/kg) par voie intramusculaire pendant 3 jours consécutifs après l’opération afin d’éviter l’infection.
  6. Observez les souris quotidiennement pour détecter des conditions générales et proposez un traitement symptomatique rapide si nécessaire.

4. Indicateurs de détection

REMARQUE : Une survie de 4 semaines sans complications postopératoires significatives chez la souris est considérée comme une chirurgie réussie.

  1. Notez le poids et la durée de l’opération au moment de l’opération, et surveillez chaque semaine le poids, la consommation alimentaire, le taux de mortalité et la survenue de complications graves pour chaque groupe pendant 12 semaines postopératoires.
  2. Effectuer des évaluations métaboliques et de transit intestinal telles que le test de tolérance au glucose intrapéritonéale (ipGTT), le test de tolérance à l’insuline (ITT) et le test de transit intestinal grêle à la 12e semaine.
    1. Pour l’ipGTT : souris rapides pendant 12 heures. Coupez un segment de 1 mm de la pointe de la queue et mesurez la glycémie à jeun (temps 0). Administrez une solution de glucose à 20 % par voie intra-péritonéale à une dose de 2 g/kg de poids corporel. Mesurez le taux de glucose sanguin à 15, 30, 60, 90 et 120 minutes après l’administration.
    2. Pour la durée du temps : souris rapides pendant 6 heures. Mesurez le taux de glucose sanguin à jeun. Administrez une solution d’insuline (0,075 U/mL) par injection intraperitonéale à une dose de 0,5 U/kg de poids corporel. Mesurez le taux de glucose sanguin à 15, 30, 60, 90 et 120 minutes après l’injection.
    3. Pour le transit intestinal grêle : souris rapides pendant 12 heures. Administrez une suspension en poudre de carbone à 10 % par gavage oral à une dose de 10 mL/kg de poids corporel. Après 30 minutes, euthanasiez les souris. Exciser l’intestin grêle intact du pylore jusqu’à l’extrémité proximale du cæcum. Mesurez le rapport de transit intestinal comme la distance entre le pylore et le bord d’attaque de la suspension au carbone divisée par la longueur totale de l’intestin grêle.
  3. Sacrifiez les souris pour observer la structure anatomique de l’estomac en manchon et la morphologie de l’intestin grêle.
  4. Colorez les échantillons de foie avec une coloration à l’hématoxyline-éosine (HE) et une coloration au rouge O huileux, puis prélevez les échantillons sanguins pour la détection du cholestérol total sérique (TC), des triglycérides (TG) et des acides gras libres (FFA).

5. Analyse statistique

  1. Exprimez toutes les variables continues (poids corporel, apport alimentaire, ratio de transit intestinal grêle, taux de glucose sanguin et paramètres sérologiques) en moyenne ± écart-type.
  2. Analysez les données longitudinales sur le poids corporel et la consommation alimentaire à l’aide de mesures répétées bidirectionnelles ANOVA (facteurs : groupe et temps).
  3. Analysez les rapports de transit intestinal grêle et les paramètres sérologiques à l’aide d’ANOVA unidirectionnelle.
  4. Pour les données de tolérance au glucose intrapéritonéale (ipGTT) et de tolérance à l’insuline (ITT), calculez la surface sous la courbe (AUC) pour chaque sujet et comparez les valeurs des AUC de groupe à l’aide d’ANOVA unidirectionnelle.
  5. Effectuer des comparaisons post-hoc par paires avec correction de Bonferroni après des résultats ANOVA significatifs.
  6. Définissez la signification statistique comme p < 0,05. Effectuer toutes les analyses statistiques à l’aide de GraphPad Prism 9 (GraphPad Software, San Diego, CA, États-Unis).

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Résultats

Le critère de réussite chirurgicale était défini comme une souris survivant plus de 4 semaines après l’opération sans rencontrer de complications graves. Les décès survenus après la quatrième semaine postopératoire sont attribués à des complications. Pendant 12 semaines consécutives d’observation postopératoire, un décès a été enregistré dans le groupe SC le 24e jour postopératoire à cause d’une infection de plaie et abdominale causée par des sutures, tandis que les neuf souris restantes...

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Discussion

Un modèle SG murin a été établi à l’aide de pinces de ligature jetables, ce qui a abouti à une intervention chirurgicale simple, efficace et reproductible. La technique à clip a constamment démontré une efficacité thérapeutique comparable à celle du modèle conventionnel de suture SG, tout en réduisant significativement le temps opératoire et en améliorant les taux de survie postopératoire.

La technique opératoire du modèle de suture SG de la souris n’est pas i...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la Fondation des sciences naturelles de la province du Guangdong (2021A1515011261), la Fondation de recherche fondamentale et appliquée de Guangzhou (2024A03J0659) et le Projet des sciences et technologies de la santé de Guangzhou (20251A011020).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Solution anerdienneProsperichHC-3566Stériliser la peau de la poitrine et de l’abdomen
75 % d’alcoolMacklinE885996-500 mlNettoyez la table d’opération
Machine d’anesthésie animaleYuyanBioYuyan-ABSÉquipement d’anesthésie de souris
ApplicateurHangzhouKangji& Phi ; 10 mm et multipliés ; 330 mmApplicateur jetable à pince de ligature
Pince à ligature jetableHangzhouKangjiKJ-JZJ02XLCréer une manche gastrique
Crayon électrochirurgicalYuyanBioGemini (alimenté par batterie)Hémostasie électrocoagulante pendant l’opération.
Assurez-vousLaboratoires AbbottH20181147Régime liquide
Glucomètre et bandelettes de testACCU-CHEKGuide MeSurveillance de la glycémie
Logiciel GraphPadSan Diego, CA, États-UnisGraphPad Prism 9Statistiques et analyses de données
BouillotteRTtechRT-jr01Maintenez une température corporelle élevée pour la souris pendant l’opération
Régime riche en graissesRecherche sur Diets, IncD1249260 kcal % de matières grasses
IsofluranePropulsionR510-22Médicaments anesthésiques
MéloxicamAladdinM129228-25gMédicaments analgésiques postopératoires
Instruments microchirurgicauxBeyotimeFS500Réaliser la chirurgie animale
Rétracteur à sourisCHIU POKCP-ckqRétraction chirurgicale abdominale chez la souris
Sutures chirurgicalesJinhuan MedicalCR537/KCR631Sutures chirurgicales

Références

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