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Article de méthode

Un modèle de lésion thermique par radiofréquence monopolaire sur le nerf sciatique chez la souris

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DOI :

10.3791/69998

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3 avril 2026

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1Department of Pain Management, Xuanwu Hospital, Capital Medical University, 2National Medical Center for Neurological Diseases, 3National Clinical Research Center for Geriatric Diseases

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Cette étude a appliqué des systèmes de radiofréquence aux nerfs sciatiques de souris, établissant un modèle d’ablation radiofréquence de la lésion du nerf thermique. Cette approche résout les questions de contrôlabilité dans les modèles de lésion thermique du nerf périphérique chez la souris, fournissant une méthode de modélisation pratique pour la recherche sur la réparation des lésions nerveuses et la douleur neuropathique.

Résumé

La lésion du nerf périphérique entraîne souvent une douleur neuropathique et déclenche des processus de réparation nerveuse. Bien que les modèles de blessures physiques contrôlables soient désormais bien établis, les modèles actuels de blessures thermiques restent exploratoires et présentent une faible contrôlabilité. En pratique clinique, les systèmes d’ablation par radiofréquence (RFA) sont fréquemment utilisés pour induire des lésions thermiques des tissus et des nerfs. L’RFA est une modalité thérapeutique qui a démontré qu’elle bloque efficacement la transmission de la douleur en induisant des dommages thermiques aux nerfs. L’étendue de l’ablation peut être modifiée en ajustant des paramètres spécifiques, ainsi que le degré d’engourdissement et de dysfonctionnement moteur dans la zone de distribution nerveuse affectée. Cette étude a utilisé un système de radiofréquence monopolaire pour créer un modèle stable et contrôlable de lésions nerveuses dans le nerf sciatique de souris en appliquant 75°C pendant 30 s. Une augmentation significative du seuil de retrait mécanique (MWT) a été observée entre les jours 7 et 14 après l’opération, la récupération ayant eu lieu au jour 28. Cette recherche aborde l’écart actuel dans les modèles de lésion nerveuse par RFA, reproduit les lésions nerveuses observées cliniquement après les procédures RFA, et fournit un cadre méthodologique pour les études ultérieures sur les lésions nerveuses induites par RFA.

Introduction

La douleur neuropathique présente des défis persistants dans la prise en charge clinique, car ses mécanismes de douleur continuent d’être étudiés. Pour étudier les mécanismes moléculaires et cellulaires de la douleur neuropathique, la ligature nerveuse spinale (SNL)1, la lésion par constriction chronique (CCI)2, la ligature partielle du nerf sciatique (pSNL)3, la transection du nerf sciatique (SNT)4, ainsi que la lésion nerveuse épargnée (SNI)5 ont été utilisées avec succès chez les rongeurs pour simuler une lésion nerveuse physique périphérique. Pour améliorer la contrôlabilité et la stabilité du modèle, des études antérieures ont proposé des améliorations, telles que des manomètres et des dommages sélectifs, qui ont été mis en œuvre.

Bien que la technologie à radiofréquence ait donné des résultats cliniques favorables, elle est également associée à plusieurs effets secondaires. Par exemple, l’ablation par radiofréquence (RFA), utilisée pour l’hémostasie lors de lachirurgie 6, peut causer des dommages thermiques aux tissus environnants et présenter un risque de lésion thermique des nerfs périphériques en raison de la haute température de la pointe de l’instrument7. De plus, les RFA pour traiter la névralgie dutrijumeau 8, la névralgie post-herpépique9 et d’autres affections neuropathiques de douleur réduisent la douleur primaire après l’intervention chirurgicale mais s’accompagnent d’un engourdissement postopératoire prolongé dans la zone innervée, une hyperalgésie superficielle et d’autresinconforts 10,11. Par conséquent, la recherche sur les lésions thermiques des nerfs périphériques a progressivement attiré l’attention. Cependant, les modèles animaux existants ne permettent pas de contrôler précisément la température, la durée et l’emplacement de la blessure thermique, limitant ainsi l’uniformité de la gravité des blessures.

Des études antérieures ont utilisé des tiges conductrices de chaleur reliées à unbain-marie 12 à température constante ou une pompe à eau chaude pour injecter de l’eau chaude dans un tube en caoutchouc en contact direct avec le nerf13, visant à simuler les effets thermiques de la RFA sur les lésions nerveuses. Cependant, les modèles précédents de lésion thermique n’avaient provoqué que des dommages thermiques, éliminant ainsi l’influence du courant radiofréquence et de ses paramètres sur les nerfs. Il reste à explorer si les dommages causés par l’RFA sont uniquement dus aux effets thermiques, ou si des facteurs tels que les changements dans les paramètres radiofréquences exercent également des effets distincts sur les nerfs. L’absence actuelle de modèles animaux utilisant directement des systèmes de coagulation thermique à radiofréquence pour les lésions nerveuses freine l’avancement de la recherche sur les lésions nerveuses associées à la RFA. Cette étude a directement utilisé un système de RFA monopolaire pour simuler les lésions nerveuses associées aux procédures de RFA en milieu clinique en induisant une lésion par RFA des nerfs sciatiques chez la souris. Il fournit une référence méthodologique pour la recherche fondamentale sur les lésions des nerfs périphériques causées par la RFA.

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Protocole

Les expériences animales ont été approuvées par le Comité d’éthique animale du Centre Animal Expérimental, de l’Hôpital Xuanwu, de la Capital Medical University, et ont été menées conformément au Guide NIH pour le soin et l’utilisation des animauxde laboratoire 14. Les mâles adultes C57BL/6 souris (8–10 semaines, 20–25 g) ont été logés en groupe (4–5 par cage) dans des conditions environnementales contrôlées (22 ± 2 °C, 50 %–60 % d’humidité, cycle clair/obscurité de 12 h avec lumière allumée à 07h00) avec un accès improvisé à la nourriture et à l’eau standard des rongeurs. Toutes les évaluations comportementales ont été réalisées pendant la phase lumineuse entre 08h00 et 12h00. Les détails des réactifs, logiciels et équipements sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Anesthésie et préparation des souris

  1. Anesthésiez les souris par injection intraperitonéale d’une solution de tribromoéthanol de 20 mg/mL à une dose de 0,2 mL pour 10 g de poids corporel.
  2. Couvrez les deux yeux avec une pommade ophtalmique à l’aide d’un applicateur en coton.
  3. Placez les souris en position latérale gauche. Enlever les poils du côté droit du corps (zone de 1 cm × 1 cm) avec un rasoir électrique (Figure 1).
    REMARQUE : Cette étape augmente la surface de contact entre le torse et la plaque négative du circuit afin de faciliter la réduction de la résistance du circuit.
  4. Placez une partie du torse de la souris en contact avec la plaque métallique d’électrode négative en orientation latérale droite. Appliquez plusieurs gouttes de liquide ionique (0,9 % de NaCl ou solution de Ringer modifiée ; voir le tableau des matériaux pour la composition) sur la zone de contact entre le torse et la plaque pour améliorer la conductivité électrique.
    REMARQUE : Veillez à ce que la tête et le visage restent hors de la plaque négative afin d’éviter toute exposition non intentionnelle aux yeux ou à d’autres organes.
  5. Fixez le membre postérieur gauche en position verticale avec le genou fléchi à l’aide d’un ruban adhésif sur la plaque d’électrode négative. Retirez les poils de la région gauche de la cuisse et désinfectez le site chirurgical trois fois avec 75 % d’éthanol.
  6. Confirmez une profondeur d’anesthésie adéquate avant de procéder en vérifiant l’absence de réponse de retrait à un stimulus de pincement appliqué au membre postérieur ou à la queue.
    REMARQUE : Évitez d’administrer des anesthésiques locaux (par exemple, la lidocaïne) ou des anti-inflammatoires non stéroïdiens (par exemple, paracétamol) pendant la période périopératoire, car ces agents peuvent influencer les évaluations neurocomportementales postopératoires.

2. Chirurgie d’ablation par radiofréquence

  1. Utilisez le fémur comme référence. Utilisez des microciseaux pour découper une incision cutanée de 1 cm dans la direction de l’axe long du fémur, avec une translation latérale de 0,5 cm vers le côté caudal (Figure 2).
  2. Disséquez sans détour le muscle biceps fémoral (BFM) le long de l’incision cutanée et recherchez le tronc principal du nerf sciatique à l’aide de micropinces. Le nerf sciatique se bifurque près de l’articulation du genou (Figure 3).
  3. Utilisez une micro pince pour disséquer le tronc du nerf sciatique du tissu environnant à environ 2 mm au-dessus de la bifurcation du nerf sciatique, jusqu’à une longueur d’environ 5 mm. Évitez les dommages aux vaisseaux sanguins lors de la séparation contondante.
    REMARQUE : En cas de blessure vasculaire accidentelle, utilisez un coton stérile pour absorber le sang et exercer une pression appropriée afin d’arrêter le saignement. Poursuivez l’opération après qu’il n’y ait plus de fuite sanguine ultérieure.
  4. Connectez l’aiguille de coagulation RFA à l’appareil de traitement par radiofréquence. Placez la pointe de l’aiguille à plat sur le tissu musculaire pour tester la résistance. Si la résistance est supérieure à 1 kΩ, ajoutez un liquide ionique entre le corps de la souris et la plaque négative à l’aide d’un compte-gouttes jusqu’à ce que la résistance descende en dessous de 1 kΩ.
  5. Soulevez doucement le nerf sciatique séparé avec une aiguille en verre des minutes. Placez l’aiguille RFA sous le nerf sciatique, avec la pointe métallique exposée positionnée à 3 mm de la bifurcation du nerf sciatique (Figure 4).
  6. Réglez les paramètres de l’instrument thérapeutique à radiofréquence comme suit : mode de coagulation thermique, 75 °C, 30 s, fréquence de 2 Hz et largeur d’impulsion de 1 ms. Activez la livraison d’énergie RFA.
  7. Retirez doucement l’aiguille RFA. Repositionnez le nerf sciatique à l’aide d’une pince à épiler pour soulever le tissu musculaire. Fermez le muscle avec une suture à l’acide polyglycolique absorbable 6-0 (PGA). Fermez l’incision cutanée avec une suture PGA absorbable 4-0.
  8. Après l’opération, placez les souris sur une couverture d’eau tiède circulante (38 °C) ou sur une bouillotte thermostatique (37–38 °C) recouverte de papier toilette ou d’une serviette pour laisser sécher les cheveux et éviter les dommages directs causés par la chaleur.
  9. Remis les souris dans la cage et attends la récupération après l’anesthésie. Vérifiez régulièrement quotidiennement l’intégrité des incisions, et surveillez la consommation alimentaire, la consommation d’eau et l’état général du corps.

3. Groupe expérimental

  1. Groupe RFA : Exécuter le protocole complet de chirurgie RFA tel que décrit aux étapes 2.1–2.9.
  2. Groupe simulé : Effectuer des procédures identiques à celles du groupe RFA (étapes 2.1–2.5 et 2.7–2.9), mais ne pas activer la livraison du système RFA à l’étape 2.6. Maintenez l’aiguille RFA en position sous le nerf sciatique pendant 30 secondes sans activation de courant, puis passez à l’étape 2,7.
    REMARQUE : Le groupe Sham contrôle les traumatismes chirurgicaux, l’anesthésie, la manipulation nerveuse et la pose d’aiguilles, indépendamment de la lésion thermique.

4. Évaluation de Von Frey pour MWT

  1. Avant chaque test, placez les souris de manière aléatoire sur la plateforme de test von Frey. Laissez l’acclimatation pendant 15 minutes jusqu’à ce que le comportement exploratoire cesse.
    REMARQUE : La plateforme se compose d’un maillage métallique avec des trous de 0,6 cm × 0,6 cm au fond et de plusieurs contenants transparents rouges pour les souris, placés dans différents contenants sans interférer les uns avec les autres.
  2. Effectuez l’évaluation von Frey en utilisant la méthodehaut-bas 15. Appliquez le fil de fibre de von Frey pour stimuler le milieu de la plante de la patte arrière gauche avec suffisamment de force pour provoquer une légère flexion. Tenez en ligne pendant 3 secondes ou jusqu’à ce qu’une réponse de sevrage seproduise à 16 secondes.
    REMARQUE : Commencez les tests avec le filament de 0,4 g. Appliquez le filament supérieur suivant une réponse négative, ou le filament inférieur suivant une réponse positive. Continuez pour quatre autres applications après le premier changement de direction. En pratique, le filament de 2 g a été fixé comme limite supérieure dans cette étude car, à cette force, la fibre de von Frey soulevait la patte avant du sol sans montrer de réactions d’échappement ou de retrait.
  3. Enregistrez les réponses et calculez le 50 % MWT à l’aide du calculateur de la méthode haut-bas (méthode haut-bas pour les expériences de von Frey, https://bioapps.shinyapps.io/von_frey_app/).
  4. Effectuer les tests de von Frey au départ (préopératoire) et aux jours 7, 14, 21, 28 et 35 postopératoires.

5. Collecte de tissu DRG et coloration par immunofluorescence

  1. Au jour 7 postopératoire, prélever les DRG L4–L6 des groupes RFA et Sham.
  2. Fixez les tissus dans 10 % de saccharose-paraformoldéhyde à 4 °C pendant 6 à 12 heures.
  3. Cryoprotéger les tissus à 30 % de saccharose-PBS à 4 °C pendant la nuit.
  4. Insérez les tissus dans un composé optimal à températurede coupe 17.
  5. Coupez des cryosections de 13 μm et perméabilisez les sections avec un tensioactif non ionique.
  6. Bloquez avec un réactif bloquant et incubez toute la nuit avec l’anticorps polyclonal à 4 °C.
  7. Après le lavage, incubez avec l’anticorps secondaire pendant 2 h à température ambiante.
  8. Monter avec un médium antifade.

6. Analyse statistique

  1. Présenter les données continues normalement distribuées comme moyenne ± erreur standard de la moyenne (SEM).
  2. Effectuer des comparaisons entre groupes à l’aide du test t des échantillons indépendants.
  3. Analysez les comparaisons au sein du groupe à différents moments en utilisant l’analyse de la variance par mesures répétées (ANOVA).
  4. Appliquez la correction de Bonferroni pour des comparaisons par paires post-hoc.
  5. Traiter toutes les données à l’aide d’un logiciel statistique et définir la signification statistique à P < 0,05.

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Résultats

L’établissement réussi du modèle a été confirmé par des indicateurs tant intraopératoires que postopératoires. À la fin de l’RFA (75 °C, 30 s), une légère adhérence entre la pointe de l’aiguille RFA et le nerf sciatique a été observée lors du retrait. Cette adhésion résulte d’une dénaturation et d’une coagulation localisées des protéines au site de contact et suggère une livraison d’énergie thermique appropriée ainsi qu’un contact nerveux direct. L’absence d’adhérence peut indiquer un dé...

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Discussion

Avec le développement rapide de la chirurgie mini-invasive, la technologie de radiofréquence est devenue de plus en plus répandue 6,7,18. À mesure que la technologie radiofréquence s’est développée dans la pratique clinique, la recherche associée a facilité son adoption plus large. Cependant, les effets du courant radiofréquence sur les tissus nécessitent des recherches supplémentaires, notammen...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Remerciements

Cette étude est soutenue par le Programme de Convergence des Talents de l’Hôpital Xuanwu (HZ2025PYDTR009) et les Fonds de Capital pour l’amélioration de la santé et la recherche (2-CFH2024-2011).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Suture 4-0Jinhuan MedicalC412Ferme la peau
Suture 6-0Jinhuan MedicalKCR631Fermez la couche musculaire
Anticorps secondaire Alexa Fluor 488InvitrogenA-11008Anticorps secondaire
Anticorps polyclonal ATF3 de lapinNovus BiologicalsNBP1-85816Anticorps polyclonal
Pinces fines courbéesBeyotime BiotechnologyFS031Muscle et fascia coupés
Milieu de montage antifade DAPIBeyotime BiotechnologyP0131Milieu antifade
Aiguille des minutes en verreYuyan InstrumentsBLFZ10Relâche le courage
GraphPad PrismGraphpad Software, LLCVersion 9.0Images de données de sortie
Micro CiseauxBeyotime BiotechnologyFS217Incision cutanée coupée
Solution de Ringer modifiée sAuto-préparéN/ALactate de sodium 3,10 g/L ; NaCl 6,00 g/L ; KCl 0,30 g/L ; CaCl2& middot ; 2H2O 0,20 g/L
Porte-aiguilleYuyan InstrumentsY32010Tenir les aiguilles
Solution de blocage QuickBlockBeyotime BiotechnologyP0260Réactif bloquant pour l’immunofluorescence
Dispositif thérapeutique à radiofréquenceCosman MedicalRFG-1ASystème de radiofréquence
Trocar d’électrode thermocoagulante à radiofréquenceCosman MedicalTCD-10Aiguille RF isolée
Injection de Ringer au lactate de sodiumSichuan ; Kelun ; Pharmaceutical, Co., & nbsp ; Ltd86902180001566Liquide ionique pour réduire la résistance
Statistiques SPSSIBM CorpVersion 27.0Logiciels d’analyse statistique
Pinces fines et droitesBeyotime BiotechnologyFS027Muscle et fascia coupés
Fil fibre de Von FreyDanmic GlobalAesthesio Semmes-WeinsteinTest de comportement

Références

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