Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Le test de la mammosphère révèle une tige induite par Api5 dans les lignées cellulaires épithéliales mammaires non tumorigènes

742 vues

⸱

DOI :

10.3791/69999

⸱

24 février 2026

 , 
1Biology Department, Indian Institute of Science Education and Research

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit la méthode de mise en place du test de formation de la mammosphère pour étudier la steminité cancéreuse induite par l’inhibiteur de l’apoptose 5 (Api5) dans les cellules épithéliales mammaires non tumorigènes. Les lysats collectés dans des mammosphères de génération primaire sont analysés pour identifier différents marqueurs de tige afin d’évaluer l’induction de propriétés similaires à celles des cellules souches.

Résumé

Le cancer du sein reste le cancer le plus répandu chez les femmes dans le monde, avec les taux d’incidence et de mortalité les plus élevés standardisés par âge. Malgré les avancées dans les thérapies ciblant le cancer du sein, 20 % des patientes présentent une rechute de la maladie, ce qui peut être attribué à une population de cellules souches cancéreuses (CSC) résistantes aux traitements. Ces CSC peuvent survivre aux traitements conventionnels en restant à un stade d’arrêt ou persister en raison d’une résection incomplète de la masse tumorale, entraînant une récidive ultérieure. Par conséquent, des recherches récentes se sont concentrées sur l’identification, l’isolement et le ciblage de cette population cellulaire résistante. In vitro, le test de formation de la mammosphère sert de robuste système de culture en suspension tridimensionnelle pour enrichir et propager les cellules souches au sein des populations épithéliales mammaires. Ici, nous présentons une approche utilisant le test de la mammosphère pour évaluer le phénotype de type cellules souches cancéreuses qui est rendu possible dans les cellules épithéliales mammaires non tumorigènes par la surexpression de l’inhibiteur de l’apoptose 5 (Api5). Le protocole consiste à propager des mammosphères par des passages en série afin d’évaluer l’efficacité de formation de la mammosphère et la capacité d’auto-renouvellement. De plus, les lysats protéiques collectés dans les mammosphères sont sondés pour détecter des marqueurs de tige établis via l’immunoblotting. Ce test permet d’étudier de nouveaux régulateurs, tels qu’Api5, des propriétés similaires à celles des cellules souches cancéreuses dans les populations de cellules épithéliales mammaires. L’approche décrite peut être adaptée pour des études comparatives d’interventions moléculaires ou pour le dépistage d’agents thérapeutiques ciblant les CSC in vitro.

Introduction

L’augmentation des cancers du sein résistants à la chimiothérapie a conduit à une attention croissante portée à l’identification et au ciblage de la cause sous-jacente de la résistance au traitement et de la rechute, une population de cellules cancéreuses connues sous le nom de cellules souches cancéreuses. Ces cellules se caractérisent par leur capacité à échapper à la différenciation et à rester quiescentes, leur permettant de résister à différentes modalités de traitementdu cancer 1,2. Plusieurs méthodes peuvent être employées pour identifier les cellules souches du cancer du sein, notamment le test de formation de lamammosphère 3,4,5, le tri cellulaire basé sur les marqueurs de surface cellulaire 6,7, l’isolement basé sur les propriétés d’efflux, les tests in vivo de tumurigénicité7, et l’évaluation de modulateurs nucléaires des cellules souches tels que Oct48, Nanog 9, Sox210 etBMI 11. En général, l’identification et l’isolement des cellules souches cancéreuses impliquent une combinaison d’une ou plusieurs de ces approches.

L’inhibiteur de l’apoptose 5 (Api5) est une protéine anti-apoptotique qui a été reconnue comme surrégulée dans plusieurs cancers, notamment le cancer du sein 12,13,14, le cancer du col de l’utérus 15,16,17, la leucémie lymphoïde chronique à cellulesB 18 et le cancer du poumon non à petites cellules 19. Des niveaux élevés d’Api5 ont été associés à une résistance à la chimiothérapie chez le cancer du sein16 et le cancer du sein triplenégatif 12. Il existe de plus en plus de preuves que la résistance et la rechute aux traitements sont souvent causées par les cellules souchescancéreuses 20,21. Une étude intéressante de Song et al.22 a révélé que la surexpression d’Api5 dans les cellules cancéreuses du col de l’utérus entraîne une élévation des niveaux de Narag, contribuant à une augmentation de la présence de cancer. Des études antérieures de notre laboratoire ont montré que la surexpression d’Api5 conduit à la transformation de cellules épithéliales mammaires non tumorigènes cultivées dans des cultures 3D soutenues par Matrigel. Ces cellules transformées présentent une polarité perturbée, une prolifération accrue, une croissance indépendante de l’ancrage, ainsi qu’un phénotype partiel de transition épithéliale-mésenchymatose (EMT). Les changements phénotypiques observés lors de la surexpression d’Api5 dans les cultures 3D ont été conservés après la dissociation des sphéroïdes en culturesmonocouches 14. Étant donné qu’Api5 est surrégulé dans les cancers du sein triple négatif résistants à la chimiothérapie, nous supposons qu’Api5 pourrait également réguler les propriétés de la soutirité cancéreuse dans les cellules épithéliales du sein.

Dans ce contexte, nous décrivons le test de formation de la mammosphère pour identifier les cellules souches cancéreuses à partir de cellules épithéliales mammaires 3D dissociées non tumorigènes transformées par la surexpression d’Api5, suivi d’un western blot pour les marqueurs de cellules souches afin de confirmer l’identité de ces cellules. Le test de la mammosphère consiste à cultiver des cellules épithéliales mammaires dans des conditions non adhérentes et non différenciantes, ce qui permet l’enrichissement de cellules progénitrices ou souches dans des structures tridimensionnelles appelées mammosphères. Les cellules épithéliales mammaires qui ne possèdent pas de propriétés tiges subissent généralement une anoikis ; cependant, les cellules présentant des caractéristiques de tige donnent naissance à desmammosphères 4,5. Cette méthode a été initialement développée par Dontu etal.3 et s’inspire du test de la neurosphère, utilisé pour étudier et identifier les cellules souches neuronales et les progéniteurs23. Le test de la mammosphère décrit ici permet d’évaluer l’activité des cellules souches et la capacité d’auto-renouvellement dans des milieux minimes complétés en B27 sans vitamine A et en facteur de croissance épidermique humain recombinant (EGF). Les cellules dissociées 3D surexprimées par Api5 sont dispersées de manière clairsemée sur des plaques recouvertes de poly(2-hydroxyétyl méthacrylate) (pHEMA). Cela permet aux cellules de se développer dans des conditions non adhérentes, de sorte que chaque mammosphère suivante est d’origine clonale. Les mammosphères sont laissées à croître jusqu’au septième jour, après quoi l’efficacité de formation de la mammosphère est calculée. Pour distinguer les véritables cellules souches des non-cellules souches qui perdent leur capacité proliférative avec le temps, des générations suivantes de formation de mammosphère sont effectuées. Le passage en série des mammosphères consiste à dissocier les sphères collectées à partir de la génération primaire et à replacer les cellules individuelles pour former des mammosphères de génération secondaire (et suivante). Cela détermine si les cellules peuvent initier la formation de sphères à plusieurs reprises et est quantifié comme la capacité d’auto-renouvellement des cellules5.

Cette méthode peut être utilisée pour identifier les cellules souches du cancer du sein dans les cellules épithéliales tumorigènes ou transformées. La méthode peut également être adaptée pour isoler les cellules souches du cancer du sein à partir d’échantillons de patientes. Le système peut aider à identifier de nouvelles cibles contre les cellules souches du cancer du sein pouvant être associées à la résistance à la chimiothérapie.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

1. Revêtement des plaques de culture tissulaire avec Poly(2-hydroxyéthyle méthacrylate), pHEMA

  1. Dissoudre 1,2 g de pHEMA (poids moléculaire ̴ 300 000) dans 100 mL d’éthanol à 95 % en remuant constamment à 65 °C pour préparer une solution de pHEMA à 1,2 % ( voir Tableau des matériaux).
  2. Recouvrir les plaques de culture tissulaire standard avec du pHEMA en appliquant 1 mL par puits d’une plaque à 6 puits. Le volume de la solution de pHEMA peut être ajusté en fonction de la taille du vaisseau de culture tissulaire.
  3. Laissez les assiettes sécher au four à 40 °C dans des conditions stériles.
  4. Exposez les plaques à la lumière UV pendant 15 minutes, suivies de trois lavages avec le sérum tampon phosphate (DPBS) de Dulbecco, avant de les utiliser pour préparer le test de formation de la mammosphère.

2. Ensemencement des mammosphères de génération primaire

  1. Culture 3D des cellules MCF10A dissociées (contrôle et surexpression Api5) obtenues par dissociation des cultures 3D du jour 16 dans le milieu de croissance14.
    REMARQUE : Composition du milieu de croissance : DMEM à glucose élevé sans pyruvate de sodium complété avec 5 % de sérum de cheval, 10 μg/mL d’insuline, 0,5 μg/mL d’hydrocortisone, 20 ng/mL de facteur de croissance épidermique humain recombinant (EGF), 100 ng/mL de toxine du choléra, et 200 unités/mL de pénicilline-streptomycine (voir Tableau des matériaux).
  2. Retirez le milieu utilisé, lavez les cellules avec 1 mL de DPBS, puis ajoutez 500 μL de trypsine-EDTA à 0,05 % et incubez à 37 °C dansun incubateur humidifié à 5 % de CO 2 pendant 12 à 15 minutes jusqu’à ce que toutes les cellules soient trypsinisées.
  3. Une fois toutes les cellules déplacées, ajoutez 2 mL de milieu de resuspension pour neutraliser l’activité de la trypsine et faites tourner la suspension cellulaire à 112 × g pendant 10 minutes à température ambiante.
    REMARQUE : Composition du milieu de resuspension : DMEM à haute teneur en glucose sans pyruvate de sodium, complétée avec 20 % de sérum de cheval, et 200 unités/mL de pénicilline-streptomycine.
  4. Aspirez le surnageant et resuspendez la pellete cellulaire dans 1 mL de milieu mammosphere. Faites passer la suspension à cellules à travers une aiguille de 25 G pour obtenir une suspension à cellule simple.
    REMARQUE : Composition du milieu de la mammosphère : DMEM/F12 complétés avec 20 ng/mL de facteur de croissance épidermique (EGF), 1 × supplément de B27 sans vitamine A, et 200 unités/mL de pénicilline-streptomycine ( voir tableau des matériaux).
  5. À l’aide d’un hémocytomètre, comptez le nombre de cellules et calculez le volume de suspension cellulaire nécessaire pour semer 0,2 × 104 cellules par puits.
    REMARQUE : Maintenir une faible densité de semencement afin de déterminer avec précision l’efficacité de formation de la mammosphère, minimisant ainsi l’impact de l’agrégation cellulaire. Lors de la collecte de lysats protéiques pour l’immunobloting, la densité cellulaire peut être augmentée jusqu’à 2,5 × 105 cellules par puits.
  6. Diluez le volume de suspension cellulaire requis dans 2 mL de milieu à mammosphère et semez dans chaque puits d’une plaque à 6 puits. Les cellules de graines tripliquent pour chaque condition.
  7. Incubez à 37 °C dansun incubateur humidifié à 5 % de CO 2 pendant 7 jours.
  8. Après sept jours de culture, comptez manuellement le nombre de mammosphères de diamètre supérieur à 50 μm dans chaque puits soit à l’aide d’un microscope équipé d’un graticule, soit en utilisant une grille de quadrants sous un microscope optique.
  9. Imagez les mammosphères à l’aide d’un appareil photo numérique monté sur un microscope optique à un grossissement de 20x.
  10. Calculez l’efficacité de formation de la mammosphère (MFE) à l’aide de la formulesuivante 5
     Équation 1

3. Ensemencement des mammosphères de génération secondaire

  1. Collectez les mammosphères formées lors de la première génération dans un tube de 15 mL et centrifugez à 300 × g pendant 10 minutes à température ambiante.
  2. Aspirez le surnageant, laissant la pastille de mammographie derrière vous.
  3. Lavez les granulés avec du DPBS.
  4. Ajoutez 200 μL de tripsine-EDTA 0,05 % au pellet de mammosphère et incubez à 37 °C dansun incubateur humidifié à 5 % de CO 2 pendant 2 à 3 minutes. Faites passer les mammosphères dans la solution de trypsine trois fois à travers une aiguille de 25 G pour obtenir une suspension unicellulaire.
  5. Ajoutez 0,5 mL de milieu de resuspension pour neutraliser l’activité de la trypsine et faites tourner la suspension cellulaire à 112 × g pendant 10 minutes à température ambiante.
  6. Aspirez le surnageant et resuspendez la pellete cellulaire dans 0,5 mL de milieu mammosphere.
  7. À l’aide d’un hémocytomètre, comptez le nombre de cellules et calculez le volume de suspension cellulaire nécessaire pour semer 0,2 × 104 cellules par puits.
    REMARQUE : Maintenir une faible densité cellulaire pour évaluer la capacité d’auto-renouvellement, minimisant ainsi l’effet de l’agrégation cellulaire.
  8. Diluez le volume de suspension cellulaire requis dans 2 mL de milieu à mammosphère et semez dans chaque puits d’une plaque à 6 puits. Les cellules de graines tripliquent pour chaque condition.
  9. Incubez à 37 °C dansun incubateur humidifié à 5 % de CO 2 pendant 7 jours.
  10. Après 7 jours de culture, comptez le nombre de mammosphères de diamètre supérieur à 50 μm dans chaque plaque à l’aide d’un microscope équipé d’un graticule ou d’une grille de quadrants.
  11. Imagez les mammosphères à l’aide d’un appareil photo numérique monté sur un microscope optique à un grossissement de 20x.
  12. Calculez la capacité d’auto-renouvellement à l’aide de laformule suivante 5
    Équation 2

4. Western blotting pour détecter les changements des marqueurs de pluripotence lors de la surexpression d’Api5

  1. Collectez les mammosphères formées lors de la première génération dans un tube de 15 mL et centrifugez à 300 × g pendant 10 minutes à température ambiante.
  2. Aspirez le surnageant, laissant la pastille de mammographie derrière vous.
  3. Lavez les granulés avec du DPBS.
  4. Collectez la pellete dans un tampon RIPA glacé pour obtenir le lysat protéique et effectuez l’immunoblotting selon le protocolestandard 24.
    REMARQUE : Composition du tampon RIPA : 50 mM Tris-HCl (pH 8,0), 150 mM NaCl, 1 % de Triton X-100, 0,5 % de désoxycholate de sodium, 0,1 % de dodécyle sulfate de sodium (SDS), 1 mM d’acide éthylénédiaminetétraacétique (EDTA), 1 mM de fluorure de phénylméthéthysulfonyle (PMSF), 10 mM de fluorure de sodium, 1 mM d’orthovanadate de sodium.
  5. Sonde les marqueurs de tige - Oct3/4, Nanog, Sox2 et Bmi1, et contrôle de charge GAPDH (voir Tableau des matériaux pour les dilutions d’anticorps).
  6. Quantifiez les niveaux de protéines en utilisant une analyse densitométrique sur ImageJ. Sélectionnez la région d’intérêt sur les images Western blot et générez un profil de densité pour chaque voie.
  7. Normaliser les densités relatives de la protéine d’intérêt par rapport à celles de GAPDH pour chaque voie. Calculez le changement de pli pour chaque protéine.
  8. Tracez le changement de pli des niveaux de protéines à l’aide de n’importe quel logiciel de tracé.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Pour évaluer l’efficacité de formation de la mammosphère dans des conditions non adhérentes, des cellules MCF10A dissociées et témoins et surexprimées par Api5 ont été ensemencées sur des plaques recouvertes de polyHEMA selon le protocole. Les cellules surexprimant Api5 ont démontré une augmentation de 1,58 fois l’efficacité moyenne de formation de la mammosphère par rapport aux témoins (Figure 1B,C). Cette augmentation démontre qu’une expression plus élevée d’Api5 augmente ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Alors que les cultures monocouches de lignées cellulaires cancéreuses établies ou de cellules dérivées de tumeurs fournissent des informations sur les différentes voies moléculaires régulant les phénotypes du cancer, la recherche axée sur les cellules souches cancéreuses ne peut pas être menée en cultures bidimensionnelles. Puisque les cellules souches cancéreuses sont considérées comme un facteur majeur contribuant à la rechute après les traitements actuels, il est nécessaire d’établir ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’aucun conflit d’intérêts potentiel ne se déclare pas.

Remerciements

Cette étude a été soutenue par une subvention de la SERB-POWER (SPG/2021/002661-G) et en partie par un financement central de l’IISER, Pune. S.B. a été financé par une bourse UGC-SRF. Nous tenons à remercier le Professeur Raymond C. Stevens (Scripps Research Institute, États-Unis) pour la générosité des cellules MCF10A et le Dr Abhijith K (Ahammune Biosciences Pvt. Ltd.) pour ses précieux apports sur le manuscrit.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
0.05% Trypsin EDTA  Invitrogen25300062
37 °C humidified incubatorNew BrunswickGalaxy 170 R
Anti-Bmi1 Rabbit pAbABclonalA134721:1000 dilution, overnight incubation at 4 °C
Anti-GAPDH antibodySigmaG9545-200UL1:10000 dilution, 1 h incubation at room temperature
Anti-Nanog Rabbit mAbABclonalA226251:5000 dilution, overnight incubation at 4 °C
Anti-Oct3/4 Antibody (C-10)Santa Cruzsc-52791:300 dilution, overnight incubation at 4 °C
Anti-Sox2 Antibody (E-4)Santa Cruzsc-3658231:300 dilution, overnight incubation at 4 °C
B-27 Supplement (50x), minus vitamin AInvitrogen12587010
CentrifugeBeckman CoulterAllegra X-15R
Cholera toxin Sigma C8052-1MG 1 mg/mL stock in dH2O
DMEM/F12Thermo11330032
Dulbecco's phosphate buffered saline (DPBS)Invitrogen14190-144
Epidermal growth factor (EGF) Sigma E9644-0.2MG 100 mg/mL stock in dH2O
Ethanol absolute 99.9%Jebsen & Jessen GmbH & Co. Germany58051 L05
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (EDTA)SRL43272
High glucose DMEM without sodium pyruvateInvitrogen11965126
Horse Serum  Invitrogen16050122
Hydrochloric acid (HCl)QualigensQ29145Used to adjust pH of Tris-HCl (pH 8.0)
Hydrocortisone Sigma  H08881 mg/mL stock in ethanol
ImageJ Image processing software
ImageQuant LAS 4000 Cytiva
Immobilon Western chemiluminiscent HRP substrateMerckWBKLS0500
Insulin Sigma I1882 10 mg/mL stock in 1% glacial acetic acid
Nikon Eclipse TS-100 microscopeNikonBM-1919
MCF10A cellsGift from Prof. Raymond C. Stevens (Scripps Research Institute, USA)
Penicillin-Streptomycin Lonza 17-602E
Phenylmethysulphonyl fluoride (PMSF)Sigma78830-5G
Plotting software GraphPad Prism 10
Poly(2-hydroxyethyl methacrylate) (pHEMA)Santacruzsc-2532841.2% pHEMA in 95% ethanol
Sodium chloride (NaCl)SRL41721
Sodium deoxycholateAmresco0613-100G
Sodium dodecyl sulphate (SDS)SRL54468
Sodium fluoride (NaF)HiMediaRM1081-500G
Sodium orthovanadateSigma-AldrichS6508-10G
Tris bufferSRL71033
Triton X-100SigmaT8787-250ML

Références

  1. Li, X., et al. Intrinsic resistance of tumorigenic breast cancer cells to chemotherapy. J Natl Cancer Inst. 100 (9), 672-679 (2008).
  2. Creighton, C. J., et al. Residual breast cancers after conventional therapy display mesenchymal as well as tumor-initiating features. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (33), 13820-13825 (2009).
  3. Dontu, G., et al. In vitro propagation and transcriptional profiling of human mammary stem/progenitor cells. Genes Dev. 17 (10), 1253-1270 (2003).
  4. Grimshaw, M. J., et al. Mammosphere culture of metastatic breast cancer cells enriches for tumorigenic breast cancer cells. Breast Cancer Res. 10 (3), R52(2008).
  5. Shaw, F. L., et al. A detailed mammosphere assay protocol for the quantification of breast stem cell activity. J Mammary Gland Biol Neoplasia. 17 (2), 111-117 (2012).
  6. Al-Hajj, M., Wicha, M. S., Benito-Hernandez, A., Morrison, S. J., Clarke, M. F. Prospective identification of tumorigenic breast cancer cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 100 (7), 3983-3988 (2003).
  7. Ponti, D., et al. Isolation and in vitro propagation of tumorigenic breast cancer cells with stem/progenitor cell properties. Cancer Res. 65 (13), 5506-5511 (2005).
  8. Kim, R. J., Nam, J. S. OCT4 expression enhances features of cancer stem cells in a mouse model of breast cancer. Lab Anim Res. 27 (2), 147-152 (2011).
  9. Lu, X., Mazur, S. J., Lin, T., Appella, E., Xu, Y. The pluripotency factor nanog promotes breast cancer tumorigenesis and metastasis. Oncogene. 33 (20), 2655-2664 (2014).
  10. Leis, O., et al. Sox2 expression in breast tumours and activation in breast cancer stem cells. Oncogene. 31 (11), 1354-1365 (2012).
  11. Paranjape, A. N., et al. Bmi1 regulates self-renewal and epithelial to mesenchymal transition in breast cancer cells through Nanog. BMC Cancer. 14 (1), 785(2014).
  12. Bousquet, G., et al. High expression of apoptosis protein (Api-5) in chemoresistant triple-negative breast cancers: an innovative target. Oncotarget. 10 (61), 6577-6588 (2019).
  13. Basset, C., et al. Api5 a new cofactor of estrogen receptor alpha involved in breast cancer outcome. Oncotarget. 8 (32), 52511-52526 (2017).
  14. Kuttanamkuzhi, A., Panda, D., Malaviya, R., Gaidhani, G., Lahiri, M. Altered expression of anti-apoptotic protein Api5 affects breast tumorigenesis. BMC Cancer. 23 (1), 374(2023).
  15. Cho, H., et al. Apoptosis inhibitor-5 overexpression is associated with tumor progression and poor prognosis in patients with cervical cancer. BMC Cancer. 14 (1), 545(2014).
  16. Jang, H. S., et al. API5 induces cisplatin resistance through FGFR signaling in human cancer cells. Exp Mol Med. 49 (9), e374(2017).
  17. Song, K. H., et al. Apoptosis inhibitor 5 increases metastasis via Erk-mediated MMP expression. BMB Rep. 48 (6), 330-335 (2015).
  18. Krejci, P., et al. The antiapoptotic protein Api5 and its partner, high molecular weight FGF2, are up-regulated in B cell chronic lymphoid leukemia. J Leukoc Biol. 82 (6), 1363-1364 (2007).
  19. Koci, L., et al. Apoptosis inhibitor 5 (API-5; AAC-11; FIF) is upregulated in human carcinomas in vivo. Oncol Lett. 3 (4), 913-916 (2012).
  20. Phi, L. T. H., et al. Cancer stem cells (CSCs) in drug resistance and their therapeutic implications in cancer treatment. Stem Cells Int. 2018 (1), 5416923(2018).
  21. Zhou, H. M., Zhang, J. G., Zhang, X., Li, Q. Targeting cancer stem cells for reversing therapy resistance: mechanism, signaling, and prospective agents. Signal Transduct Target Ther. 6 (1), 62(2021).
  22. Song, K. H., et al. API5 confers cancer stem cell-like properties through the FGF2-NANOG axis. Oncogenesis. 6 (1), e285(2017).
  23. Reynolds, B. A., Weiss, S. Generation of neurons and astrocytes from isolated cells of the adult mammalian central nervous system. Science. 255 (5052), 1707-1710 (1992).
  24. Bodakuntla, S., Libi, A. V., Sural, S., Trivedi, P., Lahiri, M. N-nitroso-N-ethylurea activates DNA damage surveillance pathways and induces transformation in mammalian cells. BMC Cancer. 14 (1), 287(2014).
  25. Pastrana, E., Silva-Vargas, V., Doetsch, F. Eyes wide open:a critical review of sphere-formation as an assay for stem cells. Cell Stem Cell. 8 (5), 486-498 (2011).
  26. Eyre, R., et al. Patient-derived mammosphere and xenograft tumour initiation correlates with progression to metastasis. J Mammary Gland Biol Neoplasia. 21 (3-4), 99-109 (2016).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

Surexpression d Api5cellules pith liales mammairescellules souches canc reusesformation de mammosph rescapacit d auto renouvellementimmunotransfertmarqueurs de pluripotencelysat prot iquelign es cellulaires non tumorig nes
Le test de la mammosphère révèle une tige induite par Api5 dans les lignées cellulaires épithéliales mammaires non tumorigènes
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.