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Article de méthode

Développement et application de modèles animaux de lésions cutanées induites par les radiations basés sur les rayons β strontium-90

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DOI :

10.3791/70010

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27 janvier 2026

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1Laboratory of Radiation Medicine, West China School of Basic Medical Sciences & Forensic Medicine, Sichuan University, 2Precision Radiation in Oncology Key Laboratory of Sichuan Province, Radiotherapy Center, Sichuan Clinical Research Center for Cancer, Sichuan Cancer Hospital & Institute, Affiliated Cancer Hospital of University of Electronic Science and Technology of China, 3The Second Affiliated Hospital of Chengdu Medical College, China National Nuclear Corporation 416 Hospital, 4School of Medicine, Southwest University of Science and Technology, 5Transformation Foundation of Tianfu Jincheng Laboratory

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour établir des modèles animaux reproductibles de lésions cutanées induites par les radiations utilisant le β-radiation du strontium-90 (90Sr). Ce protocole permet d’étudier les effets de la dose et les réponses inflammatoires dans les dommages superficiels par radiation, fournissant une base pour de futures études mécanistiques.

Résumé

Les lésions cutanées induites par les radiations sont une complication grave fréquemment rencontrée lors des urgences d’accidents nucléaires ou dans les professions liées aux radiations, nécessitant l’établissement de modèles de blessures standardisés et axés sur la spécificité pour la recherche mécanistique. Les rayons gamma conventionnels ou à haute énergie, dotés d’une forte pénétration, induisent des lésions cutanées mais déclenchent inévitablement des réactions complexes des tissus profonds, interférant avec l’investigation des effets cutanés superficiels. Compte tenu du risque de lésions tissulaires superficielles prononcées par les radiations β dans des scénarios tels que les retombées nucléaires, nous avons développé un modèle animal de lésions cutanées induites par les radiations à base de β rayons de strontium-90 (90Sr) pour relever ce défi. Ce modèle exploite la propriété physique des β-rayons, qui déposent de l’énergie principalement dans les tissus superficiels, permettant une simulation précise des effets biologiques localisés causés par le contact des matériaux radieux avec la peau tout en évitant les réponses systémiques potentielles déclenchées par des radiations profondes. Cette étude décrit systématiquement l’ensemble du flux de travail, incluant la paramétrisation des sources de radiation 90Sr, les protocoles d’irradiation animale et les méthodes pathologiques de collecte et d’évaluation des spécimens. Ce modèle fournit un outil animal fiable pour élucider les mécanismes physiopathologiques des lésions cutanées induites par les radiations et stimuler le développement d’investigations mécanistiques ou de stratégies thérapeutiques.

Introduction

Le rayonnement ionisant est largement utilisé dans de nombreux domaines, notamment l’énergie, la médecine, l’industrie et l’agriculture. Bien qu’elle apporte des bénéfices importants, elle représente également des menaces directes et potentielles pour la santé humaine, en particulier pour les travailleurs du travail et les patients atteintsde cancer 1,2. Étant donné que la peau est le plus grand organe du corps et forme son revêtement externe, elle devient inévitablement la cible principale lors de l’exposition aux radiations ionisantes. Composée de l’épiderme, du derme et du tissu sous-cutané, la peau remplit des fonctions physiologiques indispensables. Cependant, les mécanismes sous-jacents aux lésions cutanées induites par les radiations et les stratégies efficaces de prévention et de traitement restent insuffisamment éclairées. Il est donc crucial de disposer d’un modèle expérimental standardisé et reproductible qui cible spécifiquement les lésions cutanées induites par les radiations dans la couche superficielle et qui soit adapté aux études mécanistes et interventionnelles. Par conséquent, pour faire progresser la recherche dans ce domaine, nous avons établi avec succès un nouveau modèle animal de lésions cutanées par radiation.

Dans les études conventionnelles, le rayonnement à haute énergie, tel que les rayons X ou les rayons γ, est couramment utilisé pour induire les lésions cutanées modèles 3,4. Ces types de radiations possèdent une grande capacité de pénétration, leur permettant d’interagir facilement avec les tissus et organes sous-cutanés et profonds. Par conséquent, tout en induisant des lésions cutanées, elles déclenchent également des réponses étendues dans les tissus profonds, ce qui compromet la spécificité du modèle pour la recherche centrée sur la peau et complique considérablement l’interprétation desrésultats 5. Ce manque de spécificité tissulaire représente une limitation majeure lorsque l’objectif principal de la recherche est d’étudier les dommages liés aux radiations restreintes de la peau plutôt que les effets systémiques des radiations.

En revanche, nous avons développé un modèle plus spécifique et affiné des lésions cutanées, tirant parti des caractéristiques du radiation β strontium-90 (90Sr), à savoir sa faible énergie et sa pénétration tissulaire limitée. Des recherches ont montré que les dommages causés par les rayons β sont principalement limités aux couches épidermique et dermique de lapeau, minimisant ainsi efficacement les interférences liées à la réponse des tissus profonds. Comparée aux modèles de radiation à forte pénétration, cette approche permet une localisation précise des blessures, une atteinte réduite des organes viscéraux et une meilleure interprétabilité des modifications pathologiques et inflammatoires spécifiques à la peau. De plus, l’utilisation de rayons β pour établir un modèle de radiodermatite est également justifiée par des considérations cruciales des menaces réelles potentielles. Les leçons tirées de l’accident nucléaire de Tchernobyl démontrent qu’une exposition externe à haute dose à des particules de β peut entraîner de graves brûlures β voire des blessuresmortelles. De plus, des risques potentiels à long terme pour la santé posés par le rayonnement β provenant de contaminants radiés existentégalement 8,9.

Pour explorer ces mécaniques, il est également crucial de sélectionner un animal approprié à soumettre à l’irradiation par rayons β. Bien que les mini-cochons aient été utilisés avec succès pour établir des modèles de lésions cutanées induites par les rayonspar β 10,11, leur applicabilité générale en recherche est plus limitée que celle des souris. De plus, une caractéristique clé de la peau de souris est sa forte densité de follicules pileux, ce qui en fait un modèle adapté pour explorer les effets des radiations sur les appendices cutanés dans l’étude des lésions cutanées par radiation. Ainsi, l’utilisation d’un modèle souris présente des avantages notables. De plus, les modèles murins offrent des avantages pratiques, notamment un coût plus faible, un débit plus élevé, une manipulabilité génétique et une compatibilité plus large avec les analyses moléculaires et immunologiques, ce qui les rend particulièrement adaptés aux études mécanistiques et au dépistage par intervention.

Les cytokines inflammatoires sont de petites molécules ou protéines biologiquement actives, sécrétées aussi bien par les cellules immunitaires que non immunitaires, classées globalement comme pro-inflammatoires ou anti-inflammatoires. Dans les dommages cutanés induits par les rayonnements ionisants, ces cytokines sont des facteurs clés. En réalité, de tels dommages sont fondamentalement une maladie inflammatoire incontrôlée, principalement orchestrée par un réseau de cytokines et dechimiokines 12. L’IL-6 est un médiateur pro-inflammatoire clé et l’une des cytokines essentielles impliquées dans les réponses inflammatoires aiguës aux radiations et infections 13,14,15. Des études récentes ont montré que la radiation active la voie de signalisation IL-6/STAT3 et la sénescence cellulaire, favorisant ainsi l’infiltration des cellules immunitaires et contribuant à la dermatite par radiation, à l’inflammation cutanée et à la perte decheveux 16. Fait intéressant, il présente également des effets radioprotecteurs dans des contextesspécifiques 17,18. En revanche, l’IL-10 est un régulateur anti-inflammatoire important. Ses fonctions incluent la limitation des réponses inflammatoires excessives, le renforcement de l’immunité innée, la promotion des mécanismes de réparation tissulaire et le maintien de l’homéostasie tissulaire pendant les infections et l’inflammation19,20. L’IL-10 agit souvent en synergie avec l’IL-6, démontrant des effets bénéfiques pour favoriser la cicatrisation des plaies dermiques, réduire la formation de cicatrices et améliorer certaines affectionsdermatologiques 21,22,23. Bien que des recherches existantes aient démontré que l’IL-6 et l’IL-10 répondent respectivement à l’exposition aux radiations et aux ultraviolets,respectivement 16, 24, 25, leurs réponses aux radiations β restent incertaines.

En résumé, cette étude vise à établir un modèle murin stable et reproductible des lésions cutanées induites par radiations par 90β-radiations de Sr. Ce modèle est particulièrement adapté aux études portant sur les lésions cutanées aux radiations, les scénarios d’exposition à la β aux radiations, la régulation inflammatoire, les lésions des appendices cutanés et le remodelage tissulaire à long terme. Cependant, elle n’est pas destinée à reproduire la radiothérapie tumorale des tissus profonds ou solide, qui nécessite généralement des radiations très pénétrantes telles que les rayons X ou les rayons γ. Nous présentons les procédures d’établissement du modèle et de validation systématique de sa faisabilité par des évaluations multiniveaux, incluant le score de lésions radioactives, l’examen histologique et l’expression moléculaire des cytokines clés (IL-6 et IL-10). L’analyse dynamique de ces paramètres aidera à clarifier les rôles réglementaires de l’IL-6 et de l’IL-10 dans le processus de lésion, fournissant ainsi une base expérimentale solide et une référence théorique pour le développement de stratégies d’intervention ciblées à l’avenir.

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Protocole

Toutes les procédures expérimentales impliquant des animaux ont été examinées et approuvées par le Comité d’éthique de l’expérimentation animale de l’École des sciences médicales fondamentales et de médecine légale de la Chine occidentale (Chengdu, Chine).

1. Préparation animale

  1. Hébergement et regroupement des animaux
    1. Assigner douze femelles C57BL/6J de grade SPF (plage de poids : 18–25 g, âge : 3 mois) à quatre cages ventilées standard et les répartir aléatoirement en quatre groupes (n=3) pour une exposition à différentes doses d’irradiation externe (un groupe témoin non irradié et 3 groupes expérimentaux).
    2. Maintenez tous les animaux dans un cycle clair/obscurité de 12 heures avec un accès improvisé à la nourriture et à l’eau standard pour rongeurs.
    3. Utilisez des étiquettes auriculaires numérotées pour identifier chaque souris de manière unique et distinguer les groupes expérimentaux.
    4. Laissez les animaux expérimentaux s’acclimater au nouvel environnement pendant 3 jours avant les procédures suivantes.
    5. Placez un rat Sprague Dawley (SD) (âge : 2 mois ; poids : environ 160 g) dans des conditions identiques.
  2. Anesthésie
    1. Anesthésiez les souris par injection intrapéritonéale de solution de tribromoéthanol à 1,25 %. Pour garantir une anesthésie sûre, calculez le volume d’injection en fonction du poids corporel, en administrant 15 à 20 mL/kg de poids corporel, conformément aux normes de référence établies.
  3. Préparation du site d’irradiation
    1. Après l’anesthésie, retirez les poils sur le site d’irradiation dorsale prévu à l’aide d’une tondeuse électrique.
    2. À l’aide d’un marqueur rouge et d’un gabarit rigide pré-préparé d’environ 3 cm de diamètre, marquez une zone circulaire pour l’irradiation sur la peau dorsale rasée.
      REMARQUE : Les crèmes dépilatoires ne sont pas utilisées, car elles peuvent provoquer une irritation cutanée et potentiellement modifier l’architecture histologique, perturbant ainsi les résultats expérimentaux.

2. Calcul de la dose pour l’irradiation

REMARQUE : 90Sr émet des rayons β à haute énergie par sa désintégration à 90Y (Figure 1A). Les β-rayons ont de faibles performances de pénétration, affectant généralement uniquement l’épiderme. La détermination précise du temps d’irradiation chez les souris nécessite un calcul du débit de dose absorbé (D, cGy/s).

  1. Calculez la constante de désintégration (λ) à partir de la demi-vie physique (T1/2) en utilisant la formule suivante :
    T1/2 ≈ 0,693/λ
    Étant donné que la demi-vie de 90Sr est d’environ 28,6 ans, λ ≈ 0,02423 an-1.
  2. Calculez le nombre de radionucléides (N) à l’aide de la formule suivante :
    A = λ N
    Où :
    R : Radioactivité (mCi)
    N : nombre de radionucléides après le temps t (années)
    Avec une radioactivité initialeA 0 = 30 mCi (1 Ci = 3,7x1010 Bq) et λ ≈ 0,02423,
    N0 = A0/λ = 1238,13454
    Ensuite, appliquez la loi générale de désintégration des radiations, c’est-à-dire que le nombre de radionucléides diminue de façon exponentielle au fil du temps :
    dN/dt = -λ N
    L’intégration donne :
    N = N 0 е-λt
    Où :
    N0 : Nombre initial de radionucléides à t = 0
    N : Nombre de radionucléides restants après le temps t
  3. Enfin, calculez le taux de dose absorbé, D, en cGy/s à l’aide de la formule suivante :
    Formule de conversion pour le taux de dose absorbé d’un applicateur 90 Sr-90Y :
    D = [(A×1770/S) ×(E90Y/E32P) ×Fm] /3600 = (A/S) ×0,6347
    Où
    D : Débit de dose absorbé (cGy/s)
    R : Millicurie (mCi)
    S : Surface (cm2)
    1770 : Constante d’ionisation pour 32P
    E90Y : Énergie moyenne = 0,93 MeV
    E32P : Énergie moyenne = 0,693 MeV
    FM : facteur de conversion exposition-dose (0,962)
    3600 : facteur de conversion heure par seconde
    REMARQUE : Les calculs des 90paramètres Sr sont résumés dans le tableau 1. Un exemple de calcul est présenté ci-dessous :
    Le 3 mars 2023 :
    Diamètre extérieur de l’applicateur = 3 cm, diamètre intérieur = 2,47 cm, rayon = 1,235 cm, Radioactivité A = 30 mCi
    S = π ×1,2352
    D=(A/S) ×0,6347 ≈ 3,9738 cGy/s
    Le 3 novembre 2023 (t = 0,583 ans plus tard) :
    N(t) = N0 е-λt = 1238,13454×e-0,02423×0,583 ≈ 1220,7675
    A(t) = λN(t) = 0,02423×1220,7675 ≈ 29,579 mCi
    D = (A/S) ×0,6347 ≈ 3,918 cGy/s
    Après t = 2,25 ans :
    N = N 0 е-λt ≈ 1238,13454×e-0,02423×2,25 ≈ 1172,4391
    A = λN ≈ 0,02423×1172,4391 ≈ 28,408 mCi
    D = (A/S) ×0,6347 ≈ 3,7629 cGy/s
  4. Calculez le temps d’irradiation de chaque groupe de dose en fonction des données obtenues ( voir Tableau 2).

3. Irradiation

REMARQUE : Bien que les rayons β émis par 90Sr aient une pénétration limitée, affectant généralement uniquement la couche épidermique (Figure 1D), ils présentent néanmoins des risques potentiels pour la santé humaine. Veillez à ce que toutes les procédures impliquant des sources 90Sr suivent des mesures de protection appropriées afin de minimiser l’exposition aux radiations pour les opérateurs et l’environnement. Les opérateurs doivent suivre une formation spécialisée sur la manipulation des sources de radiation. Les procédures de manipulation et d’utilisation des sources de radiation ont strictement respecté les normes internationales définies dans les Recommandations de 2007 de la Commission internationale de protection radiologique (Publication 103 du CIPR).

  1. Préparation avant l’utilisation : Soumettez une demande pour l’utilisation de sources 90Sr. Après approbation par le superviseur, récupérez la clé du laboratoire et le code de désarmement du système d’alarme.
  2. Préparez tous les matériaux nécessaires, y compris les souris avec des zones dorsales rasées et marquées, des seringues de 1 mL, une solution de tribromoéthanol, du film plastique de qualité alimentaire, des minuteries, du ruban adhésif et des panneaux en mousse.
  3. Prétraitement de la souris
    1. Anesthésiez les souris par injection intraperitonéale de solution de tribromoéthanol (voir étape 1.2).
    2. Une fois complètement sédaté, placez la souris sur le dos sur une planche rigide, couvrez sa surface dorsale avec du film plastique, puis fixez l’emballage avec du ruban adhésif.
  4. Procédure d’irradiation
    1. Entrez dans la salle des sources de radiation, désamorcez le système d’alarme, enfilez un équipement de protection (combinaison de protection, casquette, lunettes et dosimètre personnel), puis récupérez la source 90Sr du bouclier en plomb.
    2. Fixez une tige métallique au bouton supérieur de la source pour soulever et déplacer l’applicateur.
    3. Pour simuler une lésion cutanée induite par β radiations pertinente pour des accidents nucléaires ou une exposition professionnelle, positionnez la surface émettrice (Figure 1B) de l’applicateur de 90Sr sur la zone dorsale rasée marquée de la souris anesthésiée (Figure 1C). Lance le minuteur dès le placement. Juste après la durée prédéfinie, rétractez l’applicateur et stockez-le temporairement dans son récipient d’origine.
      ATTENTION : Ne faites jamais face aux fesses de l’applicateur vers le personnel.
    4. Retournez la source de 90Sr au bouclier en plomb après utilisation.
      REMARQUE : Pour le groupe de 10 Gy×5, irradiez une fois par jour pendant 5 jours consécutifs pour atteindre une dose totale de 50 Gy.
  5. Étapes post-irradiation
    1. Complétez le registre d’inspection des sources de radiation et le journal d’utilisation des sources de rayonnement, réactivez le système d’alarme, verrouillez la porte, rendez la clé et signalez l’état de la source.
    2. Collectez tous les déchets radioactifs générés pendant la procédure et éliminez-les conformément aux directives institutionnelles.

4. Scores de blessures liées aux radiations

  1. Évaluez la progression des dommages cutanés chez la souris en examinant le site d’irradiation tous les 2 à 3 jours lors de la phase initiale. À l’observation d’une apparence anormale de la peau, augmentez la fréquence de l’évaluation à quotidienne. Une fois la progression de la lésion stabilisée, revenir à l’intervalle d’évaluation tous les 2 à 3 jours.
    REMARQUE : Tout au long du processus, le groupe témoin non irradié a subi des procédures identiques à celles des groupes irradiés, incluant le score et la collecte de tissus ultérieurs. Les moments d’échantillonnage pour les groupes témoins sont prévus pour coïncider avec la phase de progression des lésions cutanées dans les groupes irradiés.
  2. Photographiez périodiquement les zones cutanées irradiées et évaluez l’état de la dermatite induite par radiation sur le dos de la souris.
  3. Évaluer les réactions cutanées dans le champ irradié à l’aide d’une échelle validée (voir Tableau 3).
    REMARQUE : Lors de la notation des blessures, faites réaliser indépendamment des évaluations à l’aveugle par trois enquêteurs, sans connaître la dose d’irradiation. Basez le score sur les caractéristiques prédominantes de la plaie selon les critères établis. Attribuez une note finale par consensus, en reconnaissant que certaines blessures ne correspondent pas toujours parfaitement à tous les descripteurs du système de notation tout en reflétant la pathologie essentielle.

5. Échantillonnage et coloration

  1. Obtention des tissus cutanés : Les jours 13, 19, 27 et 32 post-irradiation, prélevez des biopsies cutanées en série à pleine épaisseur de souris de chaque groupe de traitement, dans le champ circulaire d’irradiation pré-marqué.
    1. Anesthésiez les souris par injection intrapéritonéale de solution de tribromoéthanol (15–20 mL/kg) comme à l’étape 1.2.
    2. Désinfectez la zone chirurgicale avec de l’alcool à 75 %. Ensuite, utilisez des pinces fines stériles pour stabiliser la peau cible.
    3. Prélever verticalement un échantillon de peau d’épaisseur complète d’environ 0,5 cm² à l’aide de ciseaux chirurgicaux le long de la zone de transition entre les tissus endommagés, afin d’assurer l’inclusion de la zone centrale blessée. Tenez les ciseaux perpendiculairement à la surface cutanée et étendez la coupure jusqu’à la couche fasciale sous-cutanée.
    4. Placez immédiatement le tissu prélevé dans 4 % de paraformaldéhyde pour fixation.
    5. Appliquez une pression douce sur la plaie pour l’hémostasie. Pour chaque séance d’échantillonnage, suivez une stratégie consistant à se déplacer de l’une des quatre directions vers le centre du champ d’irradiation.
  2. Coloration histologique et immunofluorescence
    REMARQUE : La coloration H&E et immunofluorescence a été réalisée avec l’aide d’un prestataire de services commercial (Servicebio Biotechnology, Wuhan, Chine) conformément à leurs protocoles optimisés standard.
    1. Effectuer une coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E) sur les échantillons cutanés prélevés à chaque moment (jours 13, 19, 27 et 32 après irradiation).
      1. D’abord, plongez les échantillons de tissu fixés dans la paraffine et créez des sections tissulaires.
      2. Effectuez le décirage et l’hydratation en immergeant les sections séquentiellement dans le liquide transparent de déwaxage écologique I (20 min), le liquide transparent décirage écologique II (20 min), l’éthanol anhydre I (5 min), l’éthanol anhydre II (5 min) et l’éthanol à 75 % (5 min), puis rincez avec de l’eau du robinet.
      3. Traitez toutes les sections avec la solution de prétraitement HD à coloration constante pendant 1 minute. Ensuite, colorez avec la solution d’hématoxyline pendant 3 à 5 minutes, puis rinçez avec de l’eau du robinet.
      4. Ensuite, immergez les sections dans une solution de différenciation à l’hématoxyline et rincez à nouveau avec de l’eau du robinet. Ensuite, traitez-les avec une solution bleutrice à l’hématoxyline suivie d’un autre rinçage.
      5. Ensuite, placez des coupes dans de l’éthanol à 95 % pendant 1 minute et contre-colorez avec un colorant à éosine pendant 15 secondes.
      6. Ensuite, déshydratez les sections avec une série d’éthanol absolu (trois changements, 2 min chacun), du butanol normal (deux changements, 2 min chacun) et du xylène (deux changements, 2 min chacun), puis enfin les scellez avec de la gomme neutre.
    2. Effectuer une coloration par immunofluorescence pour visualiser les cytokines inflammatoires IL-6 et IL-10.
      REMARQUE : En fonction de la progression globale de la blessure, certains tissus obtenus au jour 13, lorsque les lésions visibles ont commencé à apparaître, et au jour 27, lorsque la progression de la lésion se stabilise et montre des signes de récupération, pour une coloration par immunofluorescence afin de visualiser les cytokines inflammatoires IL-6 et IL-10.
      1. Déparaffinez et réhydratez les sections à l’aide de xylène (trois changements, 10 min chacun) et de l’éthanol gradué (trois changements d’éthanol pur, 5 min chacun), puis rincez-les dans de l’eau distillée.
      2. Pour la récupération d’antigènes, chauffez les lames dans une solution de réparation antigénique à 1×acide citrique (pH 6,0) à 70°C pendant 20 minutes. Laissez les lames refroidir naturellement, puis lavez-les en PBS (pH 7,4) sur un shaker décolorant (trois lavages, 5 min chacun).
      3. Ensuite, appliquez 3 % de BSA pour bloquer la liaison non spécifique à température ambiante pendant 30 minutes.
      4. Préparez et appliquez une solution primaire mixte contenant de l’anti-IL-6 (1:3000) et de l’anti-IL-10 (1:2000), puis incubez les coupes à 4°C toute la nuit dans une chambre humidifiée.
      5. Le lendemain, lavez les lames en PBS (trois fois, 5 min chacune) et incubez avec les anticorps secondaires appropriés à température ambiante pendant 50 minutes dans l’obscurité.
      6. Après avoir lavé dans PBS (trois fois, 5 minutes chacun), contre-teinte les noyaux avec du DAPI pendant 10 minutes dans le noir. Ensuite, lavez-vous à nouveau dans du PBS (trois fois, 5 minutes chacun), traitez avec l’autofluorescence pour 5 minutes, et rincez sous l’eau courante pendant 10 minutes.
      7. Enfin, montez les couvercles avec un support anti-décoloration.
  3. Analyse quantitative
    1. Utilisez le logiciel Image J pour quantifier l’épaisseur épidermique à partir de coupes colorées par H&E.
      1. Calibrez l’échelle de l’image dans l’image J en suivant la barre d’échelle avec l’outil ligne droite et en réglant la longueur connue dans Analyser > définir l’échelle.
      2. Ensuite, allez dans Analyser > Outils > Gestionnaire de ROI pour sélectionner les régions d’intérêt et les ajouter au Gestionnaire de ROI.
      3. Enfin, cliquez sur Mesurer dans le gestionnaire de ROI pour obtenir les longueurs réelles.
    2. Utilisez le logiciel Image J pour mesurer l’intensité moyenne d’immunofluorescence de IL-6 et IL-10.
      1. Importez l’image et séparez les canaux via Image > Couleur > Split Channels. Ensuite, sélectionnez le canal correspondant à la fluorescence cible (par exemple, rouge pour IL-6, vert pour IL-10).
      2. Appliquer un auto-seuil sous Image > Ajuster > Auto-Threshold > Essayer Tout. Dans la fenêtre Seuil, sélectionnez l’algorithme optimal et ajustez manuellement le curseur pour qu’il corresponde à la fluorescence réelle.
      3. Définir les mesures sous Analyser > Mettre les mesures en vérifiant la Valeur Grise Moyenne et en activant Limite au seuil.
      4. Enfin, exécutez Analyse > Mesure pour obtenir des données d’intensité.

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Résultats

Résultats de l’examen physique
Les souris ont été exposées à des radiations β provenant d’une source de 90Sr selon trois schémas de dosage différents : 0 Gy, 25 Gy, 10 Gy×5 fractions et 50 Gy. Des évaluations simultanées sur site ont été réalisées pour documenter la progression des lésions cutanées jusqu’à ce que la progression de la lésion se stabilise. Les résultats expérimentaux ont démontré que 90Sr β radiation induisaient des lésions cutanées dans tous les groupes, et que le...

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Discussion

Pour établir un modèle animal de lésions cutanées par radiation, nous avons utilisé le radionucléide 90Sr à longue durée de vie comme source de β-radiation. Le calcul précis du taux de dose de rayonnement et du temps d’irradiation constituait une étape cruciale dans le développement réussi de ce modèle. L’application clinique de 90Sr en thérapie tumorale a été documentée, sa fiabilité ayant reçu une validationpartielle 27,28

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Déclarations de divulgation

Les auteurs affirment qu’ils n’ont aucun intérêt financier concurrent ou relation personnelle connue qui aurait pu influencer le travail rapporté dans cet article.

Remerciements

Ce travail est soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (U25A20151, 82473574 et 82203973), le projet clé d’innovation de la province de Xizang (XZ202501ZY0131), et la Fondation de transformation du laboratoire Tianfu Jincheng (2025ZH006).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Anti-IL-6 Rabbit pAbServicebioGB11117Coloration par immunofluorescence
Anti-IL-10 Rabbit pAbServicebioGB11108Coloration par immunofluorescence
Solution de réparation de l’antigène à base d’acide citrique (PH6.0)ServicebioG1202Coloration par immunofluorescence
DéshydrateurDIAPATHDonatelloH& E et immunofluorescence   ; Coloration
Digital & nbsp ; CaméraCanonEOS 70DDocumentez la progression des lésions cutanées pendant l’expérience
Seringue jetable stériliséeFabricant professionnel de dispositifs médicaux stériles jetables.GB20163140107Pour l’injection intrapéritonéale
Gant en latex jetableMedicom1186Protection
Décirage écologique Liquide transparentServicebioG1128-1LH& E et immunofluorescence   ; Coloration
Quai geléWuhan Junjie Electronics Co., LtdJB-L5H& E  ; Coloration
Hématoxyline-éosine (H& ; E) kit HD de teinture constanteServicebioG1076H& E  ; Coloration
Image JInstituts nationauxTraitement d’imagePermettre une quantification précise des données de coloration histologique
Tablier en têteShandong Oureixin Radiation Protection Engineering Co., Ltd.N/AProtéger le personnel contre l’exposition aux radiations
Stylo PAP bloqueur de liquideServicebioG6100Coloration par immunofluorescence
Film médical3M10163337409520Prévenir la contamination de la source de radiation par des surfaces biologiques
Gomme neutreSCRC10004160H& E  ; Coloration
Nucléaire & nbsp ; radiation  ; DétecteurFNIRSI100128262296Surveillance en temps réel des niveaux de radiation ambiants autour de l’opérateur afin d’assurer la sécurité du personnel
Fixateur du paraformoldéhyde (4 %)BiosharpBL539AFixer les échantillons de tissu cutané
Trancheur de pathologieShanghai Leica Instrument Co., LtdRM2016H& E et immunofluorescence   ; Coloration
Machine d’embedding à paraffineÉlectronique Wuhan JunjieJB-P5H& E et immunofluorescence   ; Coloration
Strontium-90Société par actions de l’Institut du Radium Khlopin (Radium Institute JSC, Russie)N/AFournir des rayons &bêta
TribromoéthanolNanjing Aibei Biotechnology Co., LtdM2910Anesthésier les souris
Sèche-toboggan-baigne-marieÉQUIPEMENT INSTRUMENTAL ZHEJIANG JINHUA KEDIKD-PH& E et immunofluorescence   ; Coloration

Références

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