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Article de méthode

Purification et identification de la protéine antimicrobienne à partir de l’algue verte Tetraspora sp. CU2551

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DOI :

10.3791/70066

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17 février 2026

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1Department of Biology, School of Science, King Mongkut's Institute of Technology Ladkrabang, 2Division of Biology, Faculty of Science and Technology, Rajamangala University of Technology Thanyaburi, 3Bioenergy Research Unit, School of Science, King Mongkut's Institute of Technology Ladkrabang

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit un flux de travail pour étudier des protéines antimicrobiennes intactes à l’aide de plusieurs techniques, incluant l’optimisation des tampons d’extraction des protéines, la perturbation des cellules algales, le fractionnement des protéines par chromatographie par échange d’ions, la séparation des protéines par SDS-PAGE, et les tests d’activité antimicrobienne. La protéine active a ensuite été confirmée et identifiée par analyse LC-MS/MALDI-TOF.

Résumé

La résistance aux antimicrobiens (RAM) est une menace sanitaire mondiale croissante, nécessitant la découverte de nouveaux agents antimicrobiens. Les protéines et peptides dérivés des algues ont attiré une attention croissante pour leur potentiel bioactif ; cependant, les protocoles standardisés pour l’étude des peptides antimicrobiens (AMP) dans les algues vertes, en particulier Tetraspora sp. CU2551, restent limités. Ce protocole décrit un flux de travail étape par étape pour l’isolement, la purification et la caractérisation des protéines antimicrobiennes intactes issues de l’algue verte Tetraspora sp. CU2551. La procédure intègre une extraction protéique optimisée, un fractionnement chromatographique, la séparation électrophorétique, le dépistage de l’activité antimicrobienne et l’identification des protéines. Les conditions d’extraction des protéines sont d’abord optimisées pour réduire les effets inhibiteurs de fond provenant des composants tampons. Lorsque l’identité du peptide actif est inconnue, un test de tirage vers le bas est appliqué pour évaluer la liaison des protéines à travers différentes résines échangeuses d’ions et pour guider la sélection d’une matrice de purification appropriée. La chromatographie par échange d’ions DEAE-Sepharose est une méthode adaptée pour enrichir les fractions protéiques antimicrobiennes. Toutes les fractions sont systématiquement évaluées pour leur activité antimicrobienne et analysées par SDS-PAGE. La bande protéique correspondant à la plus forte activité antimicrobienne, ainsi qu’à un profil électrophorétique distinct, est excisée et soumise à une analyse LC-MS/MALDI-TOF pour identification des protéines. Le flux de travail est en outre complété par des analyses in silico visant à prédire les propriétés liées aux peptides antimicrobiens à l’aide d’outils bioinformatiques publics. Ce protocole offre un cadre polyvalent pour la découverte de protéines antimicrobiennes et peut être facilement adapté à d’autres espèces d’algues et à des applications biotechnologiques connexes.

Introduction

La résistance aux antimicrobiens (RAM) représente un défi sanitaire mondialcroissant 1, soulignant l’importance de stratégies continues pour identifier de nouveaux agents antimicrobiens à partir de sources naturelles. Bien qu’il y ait de plus en plus de recherches sur les propriétés antimicrobiennes des protéines et peptides dérivés desalgues 2,3. La plupart des études portent sur les approches basées sur des peptides ouhydrolysats 4, et les méthodes standardisées pour préserver et évaluer l’activité des protéines d’algues entières restentlimitées 5. Cet article décrit une méthode visant à isoler, purifier et évaluer les protéines intactes de l’algue verte Tetraspora sp. CU2551 pour leur activité antimicrobienne.

Le protocole décrit un processus étape par étape englobant l’extraction de protéines entières, le fractionnement par chromatographie par échange d’ions, l’évaluation des propriétés antibactériennes, la séparation des protéines à base de gel, l’identification des protéines par spectrométrie de masse, et la prédiction des peptides antimicrobiens utilisant des techniques in silico. L’efficacité des agents antibactériens est évaluée à l’aide de tests standards de diffusion sur l’agar et d’inhibition de croissance liquide sur les souches bactériennes typiques Gram positif etGram-négatif 4,6. Cette approche permet de relier l’activité antimicrobienne identifiée à des fractions protéiques spécifiques ou à des bandes électrophorétiques, plutôt que de se fier à des mélanges de peptides digérés ou uniquement à des prédictions computationnelles qui pourraient ne pas identifier les protéines antimicrobiennes ou les séquences de type AMP en dehors des définitions canoniques 7,8 de la base de données.

Le suivi de ce protocole permet aux lecteurs d’obtenir de manière fiable des fractions de protéines bioactives contenant des séquences potentielles de protéines antimicrobiennes, adaptées à une validation et à une évaluation fonctionnelle futures. Les résultats représentatifs indiquent l’identification de fractions bioactives contenant à la fois des protéines connues et inconnues. Ce protocole offre un cadre polyvalent et pratique pour identifier les substances antimicrobiennes à partir de protéines intactes obtenues à partir d’algues et d’autres sources biologiques.

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Protocole

Cette étude n’a pas impliqué de participants humains, d’animaux ou de sujets vertébrés. Toutes les procédures expérimentales ont été menées conformément aux directives institutionnelles en matière de biosécurité et d’éthique de la recherche de l’École des sciences, Institut de Technologie King Mongkut de Ladkrabang (KMITL), Thaïlande. Toutes les expériences microbiennes ont été réalisées selon les conditions de laboratoire de niveau de biosécurité 2 (BSL-2) conformément à l’OMS et à la norme nationalede biosécurité 9.

Portez un équipement de protection individuelle approprié, y compris blouse de laboratoire, gants et masques faciaux, tout au long de toutes les procédures expérimentales. Collecter et éliminer les déchets chimiques et contenant de l’argent conformément aux directives institutionnelles de gestion des déchets dangereux avant de les envoyer à une société agréée de gestion des déchets.

Préparer des solutions concentrées de produits chimiques dangereux, notamment le dodécyle sulfate de sodium, le β-mercaptoéthanol et des réactifs colorants en argent contenant du formaldéhyde, dans une hotte chimique. Mener des expériences en utilisant de faibles concentrations de travail et de petits volumes sur le banc de laboratoire conformément aux pratiques de sécurité standard en laboratoire.

1. Culture des algues

REMARQUE : Maintenir des conditions aseptiques tout au long de la culture des algues.

  1. Préparation de la culture de démarrage
    1. Préparez un medium stérile TAP (pH 7,0)10 et distribuez 150 mL dans des flasques Erlenmeyer stériles de 500 mL.
    2. Inoculez le milieu avec un inoculum à 1 % (v/v) en culture nocturne de Tetraspora sp. CU2551 en utilisant une technique aseptique dans un cabinet de biosécurité de classe I.
    3. Incuber les cultures dans un incubateur secouant lumineux à 35 °C, 120 tr/min et 45,9 μmol/m 2/s pendant 48 heures. Utilisez la culture adulte comme point de départ pour la culture en expansion.
  2. Culture à grande échelle et prélèvement cellulaire
    1. Transférez 25 mL de culture de démarrage dans 275 mL de milieu TAP stérile frais. Incubez les cultures dans les mêmes conditions pendant 48 heures.
    2. Prélever les cellules d’algues par centrifugation à 3 800 × g pendant 15 minutes à 25 °C.
    3. Lavez les granulés cellulaires une fois avec de l’eau distillée stérile puis centrifugez à nouveau à 3 800 × g pendant 15 minutes à 25 °C.
    4. Retirez complètement le surnageant et stockez les granulés d’algues à −20 °C jusqu’à un traitement supplémentaire.

2. Formulation du tampon de lyse et criblage d’inhibition de fond

ATTENTION : Manipulez le SDS et le β-mercaptoéthanol avec des gants en caoutchouc ou en nitrile. Ouvrez la bouteille concentrée de β-mercaptoéthanol dans une hotte chimique.

  1. Préparation du tampon de lyse
    1. Préparez le tampon de référence de lyse11 composé de 10 mM de Tris-HCl (pH 9,0) complétés avec 0,1 % de SDS en po/v et 38 mM de β-mercaptoéthanol.
      REMARQUE : Étape critique : Optimiser les concentrations de SDS et de β-mercaptoéthanol pour éviter une activité antimicrobienne faussement positive.
    2. Préparez des ensembles factoriels complets de tampon de lyse en variant le dodécyle sulfate de sodium (SDS) (0, 0,01, 0,05 ou 0,1 % en p/v) et β-mercaptoéthanol (0, 0,5, 1 ou 2 mM), générant 16 formulations.
      REMARQUE : Les compositions de toutes les formulations testées du tampon de lyse sont résumées dans le Tableau 1. Ajoutez β-mercaptoéthanol immédiatement avant utilisation.
  2. Dépistage antimicrobien de fond
    1. Utilisez une perforatrice de papier pour préparer des disques de 6 mm à partir de papier No. 42 Whatman. Appliquez 5 μL de chaque formulation de tampon de lyse sur le disque papier et effectuez des tests de diffusion du disque selon les directivesCLSI 6. Incubez les plaques de test à 37 °C pendant 20 heures et évaluez les zones d’inhibition.
      1. Formulations testées contre Bacillus subtilis TISTR 1248, Staphylococcus aureus TISTR 746, Escherichia coli TISTR 074 et Pseudomonas aeruginosa TISTR 2370.
    2. Sélectionnez la formulation ne montrant aucune activité inhibitrice pour l’extraction ultérieure des protéines.

3. Extraction des protéines

REMARQUE : Maintenir les échantillons à basse température pendant la sonication et la centrifugation.

  1. Décongelez les granulés d’algues congelées (à partir de l’étape 1.2.5) à 37 °C et recongelez à −20 °C. Répétez les cycles de gel-dégel (-20 °C / 37 °C) 3 fois.
  2. Ajouter un tampon de lyse optimal (10 mM Tris-HCl, pH 9,0, 0,01 % SDS, 2 mM β-mercaptoéthanol) à un volume final de 5 mL et garder les échantillons sur glace pendant tout le traitement en aval. Perturbez les cellules par sonde par sonde (25 kHz, 500 W, amplitude de 40 %, 1 s marche/arrêt, 5 min).
  3. Ajoutez le cocktail inhibiteur de protéase selon les instructions du fabricant et mélangez doucement.
  4. La centrifugeuse lyse à 3 800 × g pendant 15 minutes à 4 °C et collecte le surnageant sous forme d’extrait de protéine brute.
  5. Clarifiez les extraits par centrifugation à 10 000 × g pendant 10 minutes à 4 °C. Collectez et stockez les surnatants à 4 °C.

4. Évaluation de l’activité antimicrobienne

  1. Tests de diffusion sur disque
    1. Culture de bactéries pathogènes (Bacillus subtilis TISTR 1248, Staphylococcus aureus TISTR 746, Escherichia coli TISTR 074 et Pseudomonas aeruginosa TISTR 2370) sur de l’agar nutritif à 37 °C pendant 16 à 18 h.
    2. À l’aide d’une boucle en aluminium stérile, grattez les colonies à la surface de l’agar et résuspendez-les en 0,9 % (p/v) de NaCl. Ajustez les suspensions bactériennes à 0,5 standard McFarland et prélivez uniformément les plaques d’agar Mueller-Hinton.
    3. Placez des disques en papier stériles sur des surfaces d’agar inoculées et appliquez 5 μL d’échantillons d’analyse. Incubez les plaques à 37 °C pendant 16-20 heures et mesurez les zones d’inhibition à l’aide d’un étrier Vernier.
      REMARQUE : Maintenez un espacement égal entre tous les disques.
  2. Détermination des MIC et des MBC
    1. Préparez des suspensions bactériennes à 2 × 10⁶ UFC/mL dans 4x bouillon Mueller-Hinton.
    2. Pipeter 50 μL des suspensions bactériennes et 100 μL des échantillons de protéines diluées en série en plaques de 96 puits et ajuster tous les puits à un volume final de 200 μL à l’aide d’un tampon Tris-HCl de 10 mM (pH 7,5).
    3. Utilisez 5 μL de streptomycine (50 μg) comme témoin positif. Utilisez 10 mM de Tris-HCl (pH 7,5) et 0,9 % (p/v) de NaCl comme témoins négatifs.
    4. Incubez les plaques à 37 °C pendant 20 heures et déterminez que la CMI est la concentration la plus basse sans croissance bactérienne visible.
    5. Placez des aliquotes de puits clairs sur l’agar Mueller-Hinton pour déterminer le MBC.
  3. Détermination de la courbe de croissance bactérienne
    1. Préparez des suspensions bactériennes à 1 × 10⁶ UAC/mL dans 2x bouillon Mueller-Hinton.
    2. Incuber 100 μL de culture bactérienne avec 100 μL d’échantillons de protéines dans une plaque de 96 puits à 37 °C pendant 20 heures.
    3. Utilisez 5 μL de streptomycine (50 μg) comme témoin positif. Utilisez de l’eau distillée stérile, 10 mM de Tris-HCl (pH 7,5) et 500 mM de NaCl dans 10 mM de Tris-HCl (pH 7,5) comme témoins.
    4. Mesurez OD₆₀₀ toutes les 30 minutes à l’aide d’un lecteur de microplaques avec secousses intermittentes orbitales (2 minutes avant la mesure).
    5. Calculez les courbes de croissance et les taux de croissance spécifiques.
      REMARQUE : Des concentrations élevées de protéines peuvent interférer avec les mesures de densité optique.

5. Dosage par pull-down et purification des protéines

  1. Essai à tirage vers le bas
    1. Équilibrer la résine DEAE-Sepharose avec un tampon Tris-HCl de 10 mM (pH 8,0) ou de la résine CM-Sepharose avec un tampon phosphate de 10 mM (pH 7,0).
    2. Mélangez 100 μL de résine équilibrée avec 500 μL d’extrait de protéine brute, puis ajoutez 100 μL du tampon d’équilibre correspondant (10 mM Tris-HCl, pH 8,0 pour DEAE ; 10 mM tampon phosphate, pH 7,0 pour CM). Incubez avec une inversion douce (10 inversions).
    3. Centrifugez brièvement, collectez le surnageant et évaluez l’activité antimicrobienne par test de diffusion disque.
    4. Sélectionnez la résine de travail (DEAE-Sepharose). Pour l’optimisation du pH, équilibrez la résine avec 10 mM de Tris-HCl à pH 7,0, 7,5, 8,0, 8,5 ou 9,0 et suivez les étapes 5.1.1-5.1.3.
    5. Sélectionnez la condition de pH montrant l’activité antimicrobienne pour la chromatographie à échange d’ions.
  2. Purification des protéines basée sur la chromatographie par échange d’ions
    1. Emballer la résine DEAE-Sepharose dans une colonne de chromatographie en verre (volume de 16 mL) et équilibrer avec un tampon Tris-HCl de 10 mM (pH 7,5) à 25 °C pour 10 volumes de colonnes.
    2. Chargez 15 mL d’extrait de protéine brute (section 3.6) à un débit de 8 mL/min.
    3. Lavez la colonne avec un tampon d’équilibre jusqu’à ce que l’absorption à 280 nm tombe en dessous de 0,05.
    4. Protéines liées à l’élute utilisant un gradient linéaire de 0-500 mM de NaCl dans un Tris-HCl de 10 mM (pH 7,5) sur 500 mL à 8 mL/min.
    5. Collectez 5 mL de fractions, contrôlez l’absorption à 280 et 220 nm, et gardez les fractions sur la glace. Conservez les fractions à 4 °C jusqu’au criblage antimicrobien et à l’analyse des protéines.

6. SDS-PAGE et teinture argentée

REMARQUE : Préparez des solutions de tache argentées dans une hotte chimique et portez un équipement de protection individuelle approprié. Préparez toutes les solutions à nouveau.

  1. Séparez les fractions protéiques à l’aide de laSDS-PAGE 12 à 12 % et visualisez les bandes par colorationargentée 13.
  2. Retirer les bandes protéiques cibles et soumettre des échantillons pour analyse MALDI-TOF en SEP.
  3. Identifier les protéines par recherche dans la base de données sur NCBInr.

7. Prédiction des peptides antimicrobiens

  1. Récupérer des séquences protéiques candidates à partir de l’analyse NCBInr.
  2. Évaluer le potentiel antimicrobien à l’aide d’outils publics de prédiction des AMP (par exemple, DBAASP, APD3, AMPScanner, CAMPR4) et des bases de données.
  3. Résultats de prédiction des extraits, incluant les scores de probabilité antimicrobienne, la classification prédite et les propriétés physicochimiques (charge nette, teneur en résidus hydrophobes, indice GRAVY [ExPASy ProtParam], et amphipathicée).
  4. Intégrer les résultats computationnels entre les plateformes afin de prioriser les protéines antimicrobiennes candidates pour une validation en amont.
    REMARQUE : Les prédictions in silico soutiennent la sélection candidate et ne constituent pas une classification définitive des peptides antimicrobiens.

8. Tests statistiques

  1. Réaliser toutes les expériences en triplique cycle biologique. Analysez les données à l’aide d’ANOVA unidirectionnelle suivie du test de plages multiples de Duncan ou d’analyses post-hoc appropriées à un niveau de confiance de 95 %.

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Résultats

Le flux de travail développé basé sur des protéines intactes, intégrant une extraction optimisée des protéines, la fractionnement par échange d’ions, le dépistage antimicrobien et l’identification des protéines, a permis avec succès la détection de fractions de protéines bioactives à partir de Tetraspora sp. CU2551. Ce protocole est conçu pour minimiser les artefacts de fond tout en préservant l’intégrité des protéines natives, permettant ainsi d’associer directement l’activité ...

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Discussion

Pour obtenir des relevés antimicrobiens fiables grâce à ce protocole, plusieurs étapes cruciales doivent être soigneusement contrôlées, notamment lors de l’extraction des protéines et du dépistage précoce de la bioactivité. L’optimisation du tampon de lyse est essentielle, car l’inhibition de fond par les composants tampons est une source fréquente de faux positifs lors du criblage des protéines antimicrobiennes. L’activité antimicrobienne observée avec la formulation tampon

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par des subventions de recherche de l’École des sciences, l’Institut de Technologie du Roi Mongkut de Ladkrabang, accordées à C. Maneeruttanarungroj (RA/TA-2566-M-013) et de l’Institut de Technologie du Roi Mongkut de Ladkrabang, fournies à Y. Tonawut (KREF016329). L’analyse par spectrométrie de masse a été réalisée par l’Unité de Service Protéomique, Faculté de technologie médicale, Université Mahidol, Thaïlande.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Acrylamide/Bis-acrylamide SolutionLaboratoires Bio-Rad1610156Pour la préparation du gel SDS-PAGE
Catégorie : Chimique
Lampe à alcool / Brûleur BunsenDivers&mdash ;Pour la technique aseptique
Catégorie : Instrument
AMPScannerUniversité George Mason (Veltri et al.)&mdash ;Outil de prédiction AMP basé sur l’apprentissage profond
Catégorie : Logiciel / Base de données
Outils de prédiction des peptides antimicrobiens (DBAASP, APD3, AMPscanner, CAMPR4)Diverses sources académiques&mdash ;Analyse AMP in silico
Catégorie : Logiciel / Base de données
APD3Wang Lab, Université du Nebraska&mdash ;Base de données des peptides antimicrobiens
Catégorie : Logiciel / Base de données
AutoclaveTomy&mdash ;Stérilisation des milieux et des matériaux
Catégorie : Instrument
Armoire de biosécurité Classe I/IIDivers&mdash ;Manipulation aseptique
Catégorie : Instrument
BioTool 2.0Bruker Daltonics&mdash ;Outil pour visualiser les spectres et peptides de la SEP
Catégorie : Logiciel
Réactif de BradfordMerckB6916Quantification des protéines
Catégorie : Chimique
CAMPR4Institut indien de technologie de Bombay&mdash ;Collection de peptides antimicrobiens
Catégorie : Logiciel / Base de données
Centrifugeuse, microcentrifugeuse réfrigérée Eppendorf 5415REppendorf&mdash ;Microcentrifugation
Catégorie : Instrument
Centrifugeuse, Thermo Scientific Megafuge 8RThermo Fisher Scientific&mdash ;Centrifugation à grand volume
Catégorie : Instrument
Colonne chromatographie (verre)Divers&mdash ;Chromatographie à échange ionique
Catégorie : Verrerie
CM-Sepharose ResininMerckCEF100Résine échangeuse cationique
Catégorie : Chimique (Résine)
Coton-tigeDivers&mdash ;Inoculation bactérienne
Catégorie : Plastique
Cuvette, QuartzHellma Analytics&mdash ;Spectrophotométrie UV
Catégorie : Verrerie
DBAASPInstitut de chimie bioorganique (Russie)&mdash ;Base de données de l’activité antimicrobienne et des structures peptidiques
Catégorie : Logiciel / Base de données
Résine DEAE-SepharoseMerckDEFF100Résine échangeuse d’anions
Catégorie : Chimique (Résine)
Flasque Erlenmeyer, 100 mLDivers&mdash ;Culture d’algues
Catégorie : Verrerie
Flasque Erlenmeyer, 500 mLDivers&mdash ;Culture d’algues
Catégorie : Verrerie
Escherichia coli TISTR 074TISTR, Thaïlande&mdash ;Microorganisme testé
Catégorie : Matériel biologique
ExPASy ProtParamInstitut suisse de bioinformatique&mdash ;Outil en ligne pour calculer les propriétés physicochimiques des protéines
Catégorie : Logiciel / Base de données
FormaldéhydeMerck1.04002Coloration argentée
Catégorie : Chimique
Congélateur (-20 °C ; C)Divers&mdash ;Stockage d’échantillons
Catégorie : Instrument
Système d’électrophorèse en gel (Mini-PROTEAN Tetra)Laboratoires Bio-Rad&mdash ;SDS-PAGE
Catégorie : Instrument
Tube à essai en verre (16 et 150 mm)Pyrex / Duran&mdash ;Manutention des échantillons
Catégorie : Verrerie
Gants et nitrileDivers&mdash ;Protection personnelle
Catégorie : Plastique
Arrêter le cocktail inhibiteur de protéase (100x)Thermo Fisher Scientific87786Inhibition de la protéase
Catégorie : Chimique
IncubateurDivers&mdash ;Culture bactérienne
Catégorie : Instrument
Shaker incubateurDivers&mdash ;Culture d’algues
Catégorie : Instrument
Boucle inoculanteN’importe quel fournisseur de laboratoires&mdash ;Transfert microbien
Catégorie : Consommables
KClMerckP5405Préparation tampon
Catégorie : Chimique & nbsp ;
Spectromètre de masse MALDI-TOF (Reflex IV)Bruker Daltonics&mdash ;Identification des protéines
Catégorie : Instrument
MASCOTTEScience matricielle&mdash ;Moteur de recherche pour l’identification des protéines via MS data
Catégorie : Logiciel / Base de données
MASCOTTE 2.2Science matricielle&mdash ;Identification des protéines
Catégorie : Logiciels
Cylindre de mesurePyrex&mdash ;Mesure de volume
Catégorie : Verrerie
Tube microcentrifuge (1,5 mL)-&mdash ;Traitement des échantillons
Catégorie : Plastique
Tube microcentrifuge (2,0 mL)-&mdash ;Traitement des échantillons
Catégorie : Plastique
Micropipette (100 & ndash ; 1000 & micro ; L)-&mdash ;Manipulation des liquides
Catégorie : Instrument
Micropipette (1 & ndash ; 10 & micro ; L)-&mdash ;Manipulation des liquides
Catégorie : Instrument
Micropipette (1 & ndash ; 5 & micro ; L)-&mdash ;Manipulation des liquides
Catégorie : Instrument
Micropipette (1 & ndash ; 5 mL)-&mdash ;Manipulation des liquides
Catégorie : Instrument
Micropipette (20&ndash ; 200 & micro ; L)-&mdash ;Manipulation des liquides
Catégorie : Instrument
Lecteur de microplaquesBioTek  ;&mdash ;Mesure OD600
Catégorie : Instrument
Mueller et dash ; Agar/Bouillon HintonDivers&mdash ;Tests antimicrobiens
Catégorie : Moyen
Spectrophotomètre Nanodrop / BiodropDivers&mdash ;Mesure des protéines
Catégorie : Instrument
Base de données NCBInrCentre national d’information biotechnologique&mdash ;Base de données protéique non redondante
Catégorie : Logiciel / Base de données
Agar nutritif-&mdash ;Culture bactérienne
Catégorie : Moyenne
Disque en papier (6 mm)Whatman n°42&mdash ;Analyse de diffusion sur disque
Catégorie : Plastique
Boîte de PetriDivers&mdash ;Culture microbienne
Catégorie : Plastique
Mesure de pHMettler Toledo&mdash ;Ajustement du pH
Catégorie : Instrument
Tampon phosphate (10 mM, pH 7,0)-&mdash ;Tampon de chromatographie
Catégorie : Tampon
Sondeur sonde (VCX500)Sonics & Materials Inc.&mdash ;Perturbation cellulaire 500 W, 20 kHz, avec sonde
Catégorie : Instrument
Réfrigérateur (4 & degrés ; C)Divers&mdash ;Stockage d’échantillons
Catégorie : Instrument
Nitrate d’argentLaboratoires de recherche Sisco94118Coloration argentée
Catégorie : Chimique
Chlorure de sodium (NaCl)MerckS9888Tampon d’élution
Catégorie : Chimique
Dodécyle sulfate de sodium (SDS)Laboratoires Bio-Rad11667289001Lyse et PAGE
Catégorie : Chimique
SpectrophotomètreShimadzu&mdash ;Mesure d’absorbance
Catégorie : Instrument
Centrifugeuse à spin-downEppendorf&mdash ;Centrifugation rapide
Catégorie : Instrument
Staphylococcus aureus TISTR 746TISTR, Thaïlande&mdash ;Microorganisme testé
Catégorie : Matériel biologique
StrepttomycineMerckS9137-25GContrôle positif
Catégorie : Chimique
Tetraspora sp. CU2551Collection culturelle KMITL&mdash ;Souche d’algues
Catégorie : Matériel biologique
Milieu phosphate d’acétate de tris (TAP)-&mdash ;Culture d’algues
Catégorie : Moyenne
Tris-HClMerck&mdash ;Préparation des tampons
Catégorie : Tampon  ;
Étrier vernierDivers&mdash ;Mesure de zone
Catégorie : Instrument
Bain d’eauDivers&mdash ;Contrôle de la température
Catégorie : Instrument
XMASSBruker Daltonics&mdash ;Logiciel de spectrométrie de masse MALDI-TOF
Catégorie : Logiciels
Acide &alpha ;-Cyano-4-hydroxycinnamique (CHCA)Bruker Daltonics&mdash ;Matrice MALDI
Catégorie : Chimique

Références

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