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Établissement d’un modèle d’immunosuppression induite par septicémie chez la souris par instillation intranasale de bactéries

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DOI :

10.3791/70150

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12 juin 2026

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1Department of Trauma Medical Center, Daping Hospital, State Key Laboratory of Trauma and Chemical Poisoning, Burns and Combined Injury, Army Medical University, 2Department of Critical Care Medicine, Daping Hospital, Army Medical University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour établir un modèle d’immunosuppression de la septicémie chez la souris via une instillation intranasale de Klebsiella pneumoniae et validons le modèle à l’aide de divers indicateurs.

Résumé

La septicémie est une défaillance organale mettant la vie en danger causée par la réponse inappropriée de l’hôte à l’infection. La pneumonie est la principale cause de septicémie. Les modèles animaux sont des outils importants pour étudier la pathogenèse de la septicémie et évaluer de nouvelles stratégies de traitement. Les modèles animaux précédents de septicémie ne comportaient pas de voies d’infection naturelles, ce qui rend difficile la reflètement précise du processus clinique de l’infection.

Cette étude a introduit un modèle d’immunosuppression de la septicémie chez la souris, établi par instillation intranasale de Klebsiella pneumoniae (KP) pour simuler la voie naturelle de l’infection respiratoire. Après modélisation avec différentes concentrations de KP, l’inflammation du modèle a été évaluée à 12 heures pour les niveaux d’interleukine-6 (IL-6) de cytokines, et les lésions aux organes à 24 heures pour les niveaux d’alanine aminotransférase (ALT), d’aspartate aminotransférase (AST), de créatine kinase (CK) et d’azote d’urée sanguine (BUN). Le taux de survie du modèle a été analysé après 7 jours. Le pourcentage de lymphocytes et de globules blancs, la proportion d’expression du complexe majeur d’histocompatibilité de classe II (MHC-II) chez les monocytes, ainsi que l’intensité moyenne de fluorescence (MFI) d’IL-10 et TGF-β1 dans les lymphocytes T CD4+ ont été observés pour évaluer la suppression immunitaire chez la souris. Après 7 jours de modélisation, une infection secondaire a été réalisée par instillation intranasale de Pseudomonas aeruginosa (PA). La charge bactérienne dans le liquide de lavage bronchoalvéolaire (BALF) 24 h après l’infection secondaire et le taux de mortalité dans les 14 jours ont été évalués afin d’évaluer davantage l’immunosuppression du modèle.

L’instillation nasale de Klebsiella pneumoniae à haute concentration peut induire efficacement une immunosuppression. Son objectif est de simuler la septicémie induite par une voie naturelle d’infection respiratoire et de fournir un modèle standard pour la recherche sur la septicémie chez les animaux.

Introduction

La septicémie est une défaillance organale potentiellement mortelle résultant d’une réponse inappropriée de l’hôte à l’infection 1,2,3. C’est l’une des principales causes de décès en unités de soins intensifs (USI). À l’échelle mondiale, il y a 48,9 millions de cas de septicémie chaque année, avec 11 millions de décès associés4. Malgré les avancées récentes en thérapies anti-infectieuses et en technologies de soutien des organes, la pathogenèse de la septicémie reste inentièrement comprise, et des options de traitement spécifiques font défaut. Ainsi, la septicémie est devenue un point central et un défi dans la recherche médicaleclinique 4.

Les modèles animaux jouent un rôle irremplaçable dans la recherche médicale fondamentale et translationnelle, servant d’outils essentiels pour étudier la pathogénie de la septicémie et évaluer de nouvelles stratégies thérapeutiques. En simulant les processus physiopathologiques de la septicémie humaine, ces modèles facilitent non seulement l’exploration de mécanismes clés tels que les troubles immunitaires et les dysfonctionnements des organes, mais offrent aussi une plateforme expérimentale pour le dépistage des drogues et le développement de stratégies d’intervention. Parmi les différents modèles animaux, les souris sont les plus couramment utilisées dans la recherche sur la septicémie en raison de leur bagage génétique bien défini, de leurs recherches approfondies sur leur système immunitaire et de leur facilité de manipulation.

Actuellement, plusieurs modèles animaux de sepsis basés sur différents paradigmes sont disponibles, notamment des modèles d’endotoxines, des modèles d’infusion bactérienne, des modèles de ligature et ponction du cæcal (CLP), et des modèles de péritonite du stent du côlon ascendant (CASP) 5. Cependant, ces modèles ne présentent pas de voies naturelles d’infection, ce qui rend difficile de refléter véritablement le processus clinique de l’infection. Des études ont indiqué que la pneumonie est la principale cause de septicémie auxÉtats-Unis 6. Par conséquent, établir un modèle de sepsis chez la souris qui imite les voies d’infection naturelles, présente des caractéristiques immunosuppressives et est facile à utiliser avec une grande reproductibilité est d’une grande importance pour la recherche approfondie des mécanismes immunitaires de la septicémie et pour l’évaluation des stratégies d’intervention potentielles.

Klebsiella pneumoniae (KP) représente de 3 % à 8 % de toutes les infections bactérienneshospitalières 7,8,9. Cette bactérie peut pénétrer dans le corps par divers portails, notamment les voies respiratoires, gastro-intestinales et urinaires, ainsi que la peau, et les infections causées par la KP ont un pronostic mauvais, en particulier chez les patientsimmunodéprimés 7,10. Étant donné que la pneumonie est la principale cause de septicémie et que la KP est un pathogène respiratoire courant associé à de mauvais résultats, la KP est un candidat idéal pour établir un modèle cliniquement pertinent de septicémie.

Bien qu’une variété de modèles animaux d’infection par la KP, y compris la méthode intranasale, aient étéétablis auparavant 11, seules quelques études se sont concentrées sur l’optimisation du modèle pour induire l’immunosuppression associée à la septicémie ou sur la définition de la concentration optimale de KP pour l’établissement du modèle. Cette lacune limite l’utilité des modèles KP existants pour étudier le dysfonctionnement immunitaire induit par la septicémie.

Pour répondre à ce besoin, nous avons mis en place un modèle d’immunosuppression induite par sepsis chez la souris via instillation intranasale de KP. Comparé aux modèles existants, ce modèle simule les voies naturelles des infections respiratoires. Le modèle a été validé pour fournir une méthode pour la recherche ultérieure.

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Protocole

Toutes les procédures expérimentales décrites dans cet article ont été approuvées par le Comité de bien-être et d’éthique des animaux de laboratoire de la Troisième Université de médecine militaire (SCXK(PLA)20120031).

1. Animaux expérimentaux

  1. Utilisez des souris C57BL/6 mâles, âgées de 8 à 10 semaines, pesant 23 à 28 g (Permis animal n° : SCXK (Xiang) 2019-0004). Hébergez les souris dans un environnement spécifique sans agents pathogènes (SPF) avec un accès libre à la nourriture et à l’eau. Maintenir les conditions de logement comme suit : température ambiante de (24 ± 2ºC), humidité de 50 % à 55 %, et cycle clair-obscur de 12 h/12 h.

2. Préparation bactérienne

  1. Utilisez une souche adaptée. Ici, utilisez la souche 43816 de Klebsiella pneumoniae American Type Culture Collection (ATCC).
  2. Préparez un milieu de culture approprié (bouillon Luria-Bertani [LB]).
  3. Préparez les bactéries pour l’instillation.
    1. Choisissez une seule colonie et inoculez-la dans 5 mL de bouillon LB, puis incubez toute la nuit (12 h) dans un shaker à 37 °C et 220 tr/min.
    2. Transférez la culture bactérienne toute la nuit dans un bouillon LB frais et cultivez pendant 3 à 4 heures jusqu’à atteindre le stade de croissance à haute densité (densité optique à 600 nm [OD600] ≈ 0,8).
    3. Après avoir dilué la solution bactérienne, prenez 100 μL et ajoutez-les au fond du plat de culture contenant un milieu solide. Placez-le dans un incubateur à 37 °C pendant 12 heures, comptez le nombre de colonies, et obtenez la concentration de KP à 2 × 10UFC 9 , c’est-à-dire600 ≈ 0,8.
    4. Ajustez la concentration des bactéries à l’aide d’une solution de NaCl à 0,9 %. Préparez trois suspensions bactériennes avec des concentrations de 1 × 108 UFC/mL, 1 × 106 UAC/mL, et 1 × 104 UAC/mL pour une utilisation ultérieure.

3. Infection par instillation intranasale (Figure 1)

  1. Anesthésiez la souris par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique à 2 % à une dose de 2 μL/g (Figure 1A,B).
  2. Lorsque la souris présente une conscience réduite mais conserve le réflexe de déglutition, aspirez 50 μL de la suspension bactérienne (ou une solution de NaCl à 0,9 % en témoin) à l’aide d’une micropipette.
  3. Tenez doucement le cou de la souris avec le pouce posé à l’avant du manche, puis saisissez délicatement le corps de la souris avec le reste des doigts. Inclinez la tête de la souris vers l’arrière (Figure 1C).
  4. Insufflez lentement la suspension bactérienne dans les narines de la souris à l’aide d’une pipette (environ 5 à 10 μL par goutte). Injectez une goutte dans une narine à la fois (Figure 1D).
  5. Après avoir observé que la souris a inhalé la suspension, soulevez-la rapidement vers le haut puis abaissez-la lentement pour favoriser l’inhalation de la suspension dans les bronches (Figure 1E,F).
  6. Répétez les étapes ci-dessus, en alternant les instillations dans l’autre narine jusqu’à ce que la souris ait complètement inhalé la suspension bactérienne de 50 μL.
  7. Si la souris tousse, soupire ou ne peut pas inhaler la solution bactérienne pendant l’opération, laissez-la se reposer et observer. Une fois la situation stabilisée, continuez l’étape d’inhalation pour que la souris inhale toute la solution bactérienne (ou 0,9 % de NaCl).
  8. Fixez la souris en position couchée sur une planche inclinée à 60°. Si la température de la pièce est basse, utilisez un chauffage pour aider la souris à récupérer. Surveillez la souris jusqu’à ce qu’elle se remette complètement de l’anesthésie, puis ramenez-la dans sa cage avec des conditions de température optimales, suffisamment d’eau et de nourriture.

4. Évaluation du modèle

REMARQUE : Quatre groupes de modèles murins ont été établis via la méthode d’instillation intranasale mentionnée précédemment, à savoir le groupe témoin (groupe A, infusé avec PBS), le groupe de concentration 1 × 104 KP (groupe B), le groupe de concentration 1 × 106 KP (groupe C), et le groupe de concentration 1 × 108 KP (groupe D). Le modèle a été évalué en utilisant les méthodes suivantes :

  1. Évaluez les indicateurs inflammatoires sur 12 heures.
    1. À 12 heures après l’instillation intranasale de la KP, prélever le sang (≥ 300 μL) par ponction cardiaque (n = 5 par groupe). Séparez le sérum par centrifugation (1000 × g, 10 min) et utilisez-le pour la détection de la cytokine interleukine-6 (IL-6).
  2. Évaluation des dommages organiques en 24 heures sur 24
    1. À 24 heures après l’instillation intranasale de KP, utilisez le sérum pour la détection des indicateurs biochimiques (n = 5 par groupe). Parmi ces indicateurs, on utilise l’alanine aminotransférase (ALT) et l’aspartate aminotransférase (AST) pour évaluer les lésions hépatiques, la créatine kinase (CK) pour les lésions musculaires, et l’azote de l’urée sanguine (BUN) pour les lésions rénales.
  3. Évaluation des symptômes
    1. Surveillez quotidiennement le poids corporel de la souris, et observez l’état des poils, le niveau d’activité et d’autres paramètres.
  4. Cytokines et cellules immunitaires à 7 jours
    1. À 7 jours après la modélisation (n = 10 [A/B], n = 15 [C], n = 40 [D]), prélever le sang périphérique par ponction cardiaque pour une analyse de cytométrie en flux afin d’évaluer les pourcentages de lymphocytes, la proportion d’expression du complexe majeur d’histocompatibilité de classe II (MHC-II) chez les monocytes, et l’intensité moyenne de fluorescence (MFI) d’IL-10 et TGF-β1 dans les lymphocytes T CD4+ .
    2. Traitement tissulaire
      1. Mélangez des échantillons de sang (100 μL) avec un tampon de lyse des globules rouges (300 μL) à un rapport de volume de 1:3. Après 15 minutes de lyse des érythrocytes à température ambiante, centrifugez le mélange à 400 × g pendant 5 minutes, puis jetez le surnageant.
      2. Reposez le pellet dans 200 μL de tampon de lyse des globules rouges (rapport de volume = 1:2) et incubez pendant 10 minutes pour la lyse secondaire.
      3. Après une autre centrifugation à 400 × g pendant 5 minutes, retirez le surnageant et resuspendez le pellet dans 100 μL de tampon de coloration cellulaire.
      4. Ajouter 1 μL de chaque anticorps de cytométrie en flux aux échantillons. En résumé, ajoutez CD45 pour la coloration des lymphocytes ; CD45, CD116, Ly6G, Ly6C et MHC-II pour la détection de MHC-II ; Anticorps CD45, CD3, CD4, CD8 et CD25 pour la mesure de l’IL-10 et du TGF-β1. Le rapport de dilution pour chaque anticorps mentionné ci-dessus est de 1:100.
      5. Incubez tous les échantillons à 4 °C pendant 30 minutes dans l’obscurité. Ensuite, ajoutez 1 mL de tampon de coloration cellulaire, puis centrifugez à 400 × g pendant 5 minutes ; Jetez le surnageant.
      6. Pour la détection des lymphocytes et du MHC-II, reposez 400 μL de tampon de coloration cellulaire avant l’analyse par cytométrie en flux.
      7. Ensuite, effectuer les procédures de détection de l’IL-10 et du TGF-β1 en suivant les étapes 4.4.2.8–4.4.2.12 :
      8. Ajoutez 1 mL de tampon de fixation et incubez les échantillons à 4ºC dans le noir pendant 60 minutes.
      9. Après avoir ajouté 1 mL de tampon de perm, centrifugez le mélange à 400 × g pendant 5 minutes, puis jetez le surnageant.
      10. Resuspendez le pellet cellulaire dans 100 μL de tampon perm, suivi de l’ajout de 1 μL chacun des anticorps Foxp3, IL-10 et TGF-β1. Écouver les échantillons à 4 °C pendant 30 minutes dans le noir.
      11. Ensuite, ajoutez 1 mL de tampon de perm, puis centrifugez à 400 × g pendant 5 minutes avant de retirer le surnageant.
      12. Enfin, resuspendez les cellules dans 400 μL de tampon de coloration cellulaire et détectez par cytométrie en flux.
    3. Stratégie de barrage
      1. Pour détecter les lymphocytes, excluez les débris et doublets sur le graphique FSC-A/FSC-H. Identifier le total des leucocytes comme des événements CD45⁺. Limitez les lymphocytes en fonction d’un faible taux de FSC/SSC dans la population CD45⁺.
      2. Pour détecter MHC-II, d’abord les leucocytes de porte sur FSC-A/SSC-A pour exclure les débris, suivi de la sélection des cellules CD45⁺. Identifier les cellules myéloïdes comme CD11b⁺, les neutrophiles étant exclus par la négativité de Ly6G. Définissez les monocytes classiques comme des cellules Ly6G⁻ Ly6Chi et évaluez l’expression du MHC-II au sein de cette population.
      3. Pour détecter IL-10 et TGF-β1, excluez les débris et les doublets par FSC-A/SSC-A et FSC-A/FSC-H. Identifier le total des lymphocytes T comme des événements CD45⁺CD3⁺. Au sein de la population CD4⁺CD8⁻, identifier les Tregs comme des cellules CD25⁺FOXP3⁺. Quantifiez les cellules TGF-β⁺ dans le sous-ensemble Treg, et évaluez l’expression d’IL-10 sur tous les lymphocytes T CD4⁺. Configurez toutes les portes positives en utilisant les commandes FMO.
  5. Comptage bactérien dans le liquide de lavage bronchoalvéolaire (BALF) à 24 heures après une infection secondaire
    1. Le 7e jour suivant l’établissement du modèle (n = 5 [A/B], n = 10 [C], n = 40 [D]), soumettez la souris à une instillation intranasale de 50 μL de Pseudomonas aeruginosa (PA) (à une concentration de 6,8 × 10UFC /mL) en utilisant la méthode d’instillation intranasale mentionnée précédemment.
    2. À 24 heures après une infection secondaire par PA, prélever 1,5 mL de liquide de lavage bronchoalvéolaire (BALF). Diluez en série le BALF, plaquez-le sur un milieu liquide LB, puis incubez-le dans un incubateur à température constante à 37 °C pendant 24 heures avant le comptage par colonie.
    3. Suivez ces étapes pour la collecte des BALF.
      1. Anesthésiez profondément la souris (2,5 μL/g 2 % pentobarbital sodique) ou euthanasiez (7,5 μL/g 2 % pentobarbital sodique) de manière humaine et placez-la en position couchée avec le cou hyperétendu.
      2. Faites une incision cervicale médiane pour exposer la trachée. Insérez un cathéter émoussé 24-G dans la trachée juste au-delà de la carine et maintenez-le avec une suture.
      3. Injectez lentement et retirez doucement un PBS stérile et glacé (0,5 mL par aliquote) à l’aide d’une seringue de 1 mL. Répétez ce cycle de lavage 3 à 5 fois. Effectuez ce processus 3 fois, ce qui donne un volume total de lavage de 1,5 mL.
  6. Analyse de la survie
    1. Utiliser une cohorte séparée de souris pour l’analyse de survie (n = 10 [A/B/C], n = 40 [D]).
    2. Notez le statut de survie des souris dans les 7 jours suivant l’infection.
    3. Après une infection secondaire par l’AP, observez le taux de mortalité des souris du jour 7 au jour 14.
    4. Après observation, on anesthésie profondément les souris avec de l’isoflurane (5 %) et on les euthanasie par injection intrapéritonéale d’une overdose de pentobarbital sodium (150 mg/kg), la mort étant confirmée par une luxation cervicale.
  7. Analyse statistique
    1. Effectuer des tests de normalité et d’homogénéité de variance sur les données quantitatives.
    2. Pour les comparaisons entre groupes, utilisez l’analyse unidirectionnelle de la variance (ANOVA) si les données sont normalement distribuées et présentent une variance homogène ; sinon, utilisez des tests non paramétriques.
    3. Effectuer une analyse de survie en utilisant la méthode de Kaplan-Meier. Utilisez les modèles à effets mixtes pour tester les différences de variations de poids corporel entre groupes à différents moments. Considérons une valeur p ≤ 0,05 statistiquement significative.

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Résultats

À 12 h après l’instillation intranasale, le taux sérique d’IL-6 dans le groupe 1 × 108 KP a été significativement augmenté (p < 0,0001, n = 5) (Figure 2A). À 24 heures après l’instillation intranasale, les niveaux sériques d’ALT (p < 0,01, n = 5) (Figure 2B), AST (p < 0,01, n = 5) (Figure 2C), CK (p < 0,01, n = 5) (Figure 2D) et BUN (p < 0,001, n = 5) (

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Discussion

La septicémie est un syndrome clinique complexe, et l’état immunosuppresseur caractéristique à son stade avancé est un facteur clé conduisant au décèsdu patient 12,13. Ainsi, des modèles précliniques qui simulent fidèlement la physiopathologie de l’immunosuppression induite par la septicémie sont essentiels pour une exploration approfondie de ses mécanismes et le développement de nouvelles thérapies. Dans cette étude, nous avons ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent ne pas avoir de conflit d’intérêts.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82222038 et 81970259), les Jeunes talents exceptionnels de la biotechnologie de la défense nationale (2023-JCJQ-ZQ-001 et 01-SWKJYCJJ06), ainsi que par le Fonds scientifique Chongqing pour les jeunes chercheurs distingués (CSTB2022NSCQ-JQX0017).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Biochemical incubatorYSEISHH-150LIncubation bactérienne
Souris C57BL/6JVital River Laboratories8-10 semaines, mâle
CD116bBioLegend101257Anticorps de flux (Anti-Souris)
CD25BD bioscience740447Anticorps de flux (Anti-Souris)
CD3BioLegend100203Anticorps de flux (Anti-Souris)
CD4BioLegend100544Anticorps de flux (Anti-Souris)
CD45BioLegend103116Anticorps de flux (Anti-Souris)
CD8BioLegend100752Anticorps de flux (Anti-Souris)
Cell stain buffer BioLegend420201
Agitateur à température constanteHonourHNY-100BCultivation bactérienne
Cytomètre de fluxBeckman CoulterCytoFLEXAnalyse cytométrique en flux
Centrifugeuse à grande vitesseBeckman CoulterAIIEGRA
IDEXX catalyst oneIDEXXCatalyst OneAnalyse biochimique
IL-10BioLegend505026Anticorps de flux (Anti-Souris)
Seringue d'insuline WEGO1mLPrélèvement sanguin
Klebsiella pneumoniae ATCC 43816biobw.orgbio-81659
LB Broth (poudre)SolarbioL1010Milieu de culture liquide LB
LB Broth (poudre)SolarbioL1015Gélose LB
LY6CBioLegend128010Anticorps de flux (Anti-Souris)
Ly6GBioLegend127606Anticorps de flux (Anti-Souris)
MHC-IIBioLegend107622Anticorps de flux (Anti-Souris)
MicropipetteEppendorfP100
Tampon de lyse des globules rougesSolarbioR1010
SpectrophotomètreEppendorfEppendorf6131Mesure de densité optique
Logiciel statistiqueGraphPad SoftwareGraphpad Prism10.0
Embouts de pipette stériles et sans enzymeBiosharp200μL
Tampon diluant TFBD Pharmingen51-90008101
Tampon fix/perm TFBD Pharmingen51-90008100
Tampon perm/wash TFBD Pharmingen51-90008102
TGF-β1BioLegend141406Anticorps de flux (Anti-Souris)
Varioskan LUX multimodemicroplate readerThermo ScientificVarioskan LUX 

Références

  1. Singer, M., et al. The third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).
  2. Shankar-Hari, M., et al. Developing a new definition and assessing new clinical criteria for septic shock: for the third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 775-787 (2016).
  3. Seymour, C. W., et al. Assessment of clinical criteria for sepsis: for the third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 762-774 (2016).
  4. Meyer, N. J., Prescott, H. C. Sepsis and septic shock. N Engl J Med. 391 (22), 2133-2146 (2024).
  5. Kingsley, S. M., Bhat, B. V. Differential paradigms in animal models of sepsis. Curr Infect Dis Rep. 18 (9), 26(2016).
  6. Hansen, V., Oren, E., Dennis, L. K., Brown, H. E. Infectious disease mortality trends in the United States, 1980-2014. JAMA. 316 (20), 2149-2151 (2016).
  7. Ashurst, J. V., Dawson, A. Klebsiella pneumonia. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
  8. Jondle, C. N., Gupta, K., Mishra, B. B., Sharma, J. Klebsiella pneumoniae infection of murine neutrophils impairs their efferocytic clearance by modulating cell death machinery. PLoS Pathog. 14 (10), e1007338(2018).
  9. Aghamohammad, S., et al. First report of extended-spectrum betalactamase-producing Klebsiella pneumoniae among fecal carriage in Iran: high diversity of clonal relatedness and virulence factor profiles. Microb Drug Resist. 26 (3), 261-269 (2020).
  10. Bengoechea, J. A., Sa Pessoa, J. Klebsiella pneumoniae infection biology: living to counteract host defenses. FEMS Microbiol Rev. 43 (2), 123-144 (2019).
  11. Assoni, L., et al. Animal models of Klebsiella pneumoniae mucosal infections. Front Microbiol. 15, 1367422(2024).
  12. Hotchkiss, R. S., Monneret, G., Payen, D. Sepsis-induced immunosuppression: from cellular dysfunctions to immunotherapy. Nat Rev Immunol. 13 (12), 862-874 (2013).
  13. Van Der Poll, T., Van De Veerdonk, F. L., Scicluna, B. P., Netea, M. G. The immunopathology of sepsis and potential therapeutic targets. Nat Rev Immunol. 17 (7), 407-420 (2017).
  14. Diboue Betote, P. H., et al. Sex-dependent vulnerability for Wistar rats model following intranasal instillation with Klebsiella pneumoniae ATCC 43816 causing lobar pneumonia. Pneumonia. 16 (1), 5(2024).
  15. Leus, I. V., Zgurskaya, H. I. No two are alike: on the role of Klebsiella pneumoniae permeability barriers in antibiotic susceptibility and persistence. Antimicrob Agents Chemother. 69 (8), e0008525(2025).
  16. Siempos, I. I., et al. Cecal ligation and puncture-induced sepsis as a model to study autophagy in mice. J Vis Exp. (84), e51066(2014).
  17. Vincent, J. L., et al. International study of the prevalence and outcomes of infection in intensive care units. JAMA. 302 (21), 2323-2329 (2009).
  18. Prescott, H. C., Angus, D. C. Enhancing recovery from sepsis: a review. JAMA. 319 (1), 62-75 (2018).
  19. Barichello, T., Generoso, J. S., Singer, M., Dal-Pizzol, F. Biomarkers for sepsis: more than just fever and leukocytosis-a narrative review. Crit Care. 26 (1), 14(2022).
  20. Vulliamy, P. E., Perkins, Z. B., Brohi, K., Manson, J. Persistent lymphopenia is an independent predictor of mortality in critically ill emergency general surgical patients. Eur J Trauma Emerg Surg. 42 (6), 755-760 (2016).
  21. Pei, F., et al. Expert consensus on the monitoring and treatment of sepsis-induced immunosuppression. Mil Med Res. 9 (1), 74(2022).
  22. Lang, J. D., Matute-Bello, G. Lymphocytes, apoptosis and sepsis: making the jump from mice to humans. Crit Care. 13 (1), 109(2009).
  23. Wu, H., et al. Predictive value of the neutrophil-to-lymphocyte ratio in the prognosis and risk of death for adult sepsis patients: a meta-analysis. Front Immunol. 15, 1336456(2024).
  24. Siegler, B. H., et al. Postoperative abdominal sepsis induces selective and persistent changes in CTCF binding within the MHC-II region of human monocytes. PLoS One. 16 (5), e0250818(2021).
  25. Pachot, A., et al. Messenger RNA expression of major histocompatibility complex class II genes in whole blood from septic shock patients. Crit Care Med. 33 (1), 31-38 (2005).
  26. Padovani, C. M., Yin, K. Immunosuppression in sepsis: biomarkers and specialized pro-resolving mediators. Biomedicines. 12 (1), 175(2024).
  27. Misra, A. K., Levy, M. M., Ward, N. S. Biomarkers of immunosuppression. Crit Care Clin. 36 (1), 167-176 (2020).
  28. Monneret, G., et al. The anti-inflammatory response dominates after septic shock: association of low monocyte HLA-DR expression and high interleukin-10 concentration. Immunol Lett. 95 (2), 193-198 (2004).
  29. Bergmann, C. B., et al. Potential targets to mitigate trauma- or sepsis-induced immune suppression. Front Immunol. 12, 622601(2021).
  30. Van Vught, L. A., et al. Incidence, risk factors, and attributable mortality of secondary infections in the intensive care unit after admission for sepsis. JAMA. 315 (14), 1469-1479 (2016).
  31. Jones-Nelson, O., et al. The neutrophilic response to Pseudomonas damages the airway barrier, promoting infection by Klebsiella pneumoniae. Am J Respir Cell Mol Biol. 59 (6), 745-756 (2018).

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Mod le de sepsis chez la sourisKlebsiella pneumoniaemod le d infection respiratoirevaluation des cytokinesvaluation des dommages organiquesinfection secondairepourcentage de lymphocytesexpression du MHC II
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