Diagnostic multimodal et prise en charge de la tuberculose gastrique : rapport de cas

Résumé

Ce rapport de cas présente un flux de travail multimodal par étapes pour diagnostiquer la tuberculose gastrique, intégrer la gastroscopie, l’imagerie transversale, l’échographie endoscopique, l’histopathologie et les tests moléculaires afin de confirmer l’infection lorsque les biopsies superficielles ne sont pas diagnostiques.

Résumé

La tuberculose gastrique est une forme exceptionnellement rare de tuberculose extrapulmonaire et se manifeste souvent par des symptômes non spécifiques et une apparence endoscopique, imitant fréquemment des tumeurs sous-muqueuses, des ulcères gastropéniques ou des cancers. Ces chevauchements, ainsi que le rendement limité des biopsies superficielles, peuvent retarder un diagnostic définitif. Ici, les chercheurs rapportent un cas de tuberculose gastrique et soulignent l’avantage méthodologique d’une stratégie diagnostique multimodale qui intègre endoscopie, imagerie transversale, histopathologie et tests moléculaires pour réduire progressivement l’incertitude diagnostique. La gastroscopie a révélé une lésion gastrique localisée, tandis que l’imagerie a permis une caractérisation complémentaire de la lésion et suggéré une possible atteinte extra-gastrique, ce qui a conduit à une évaluation supplémentaire de l’infection granulomateuse. Un échantillonnage endoscopique répété n’a pas permis de poser de diagnostic, et une gastrectomie partielle laparoscopique a donc été réalisée afin d’obtenir un tissu profond adéquat pour une évaluation complète. L’examen histopathologique a montré une inflammation granulomateuse avec nécrose caseuse, et les tests moléculaires ont confirmé l’infection par le complexe Mycobacterium tuberculosis , confirmant la tuberculose gastrique. Le déroulement postopératoire s’est déroulé sans incident, et le patient a ensuite reçu un traitement antituberculeux standard. Les symptômes ont disparu, et aucune récidive n’a été observée lors du suivi à long terme. Ce cas met en lumière des défis diagnostiques pratiques et propose une approche reproductible et progressive qui peut aider les cliniciens à suspecter, différencier et confirmer la tuberculose gastrique plus tôt dans des présentations similaires.

Introduction

La tuberculose gastrique est une manifestation exceptionnellement rare de l’infection par Mycobacterium tuberculosis dans le corps^{humain 1}. Son incidence est extrêmement faible, et même dans les régions à forte charge tuberculeuse, l’atteinte gastrique est généralement rapportée comme représentant moins de 1 % des cas de tuberculose^{gastro-intestinale 2}. Cette faible incidence a été attribuée à plusieurs facteurs protecteurs locaux, notamment l’effet bactéricide de l’acide gastrique, l’intégrité de la barrière muqueuse gastrique et le vide gastrique rapide, qui réduisent collectivement le contact bacillaire soutenu avec la paroi^{gastrique 3}.

Les manifestations cliniques de la tuberculose gastrique sont hétérogènes et dépourvues de caractéristiques pathognomoniques, avec des symptômes et signes variant selon la localisation de la lésion, la profondeur d’atteinte et la progression de la^{maladie 4}. Les patients peuvent présenter des douleurs ou des inconforts dans le haut de l’abdomen, des nausées, des vomissements, de l’anorexie et une perte^{de poids 5}. Lorsque l’atteinte gastrique coexiste avec la tuberculose extra-gastrique, des symptômes constitutionnels tels qu’une fièvre légère, des sueurs nocturnes et de la fatigue peuvent également^apparaître. Cependant, ces manifestations sont non spécifiques, et la suspicion clinique est souvent retardée car la maladie peut ressembler à des affections gastriques courantes, notamment la maladie des ulcères gastropéniques, le carcinome gastrique, le lymphome et les tumeurs sous-muqueuses⁷.

Un obstacle diagnostique majeur décrit dans l’ensemble de la littérature est que la biopsie par pinces endoscopique de routine est fréquemment non diagnostique, en particulier lorsque les lésions sont majoritairement sous-muqueuses ou lorsque les modifications granulomateuses sont fragmentaires, entraînant une erreur^{d’échantillonnage 8}. Pour y remédier, la stratégie diagnostique multimodale présentée ici présente des avantages significatifs par rapport aux évaluations endoscopiques conventionnelles monomodales. En intégrant l’imagerie en coupe transversale, l’acquisition des tissus profonds et les tests moléculaires (PCR), cette approche globale augmente considérablement la confiance en diagnostic et minimise les délais lorsque les colorations acido-résistantes conventionnelles sont^{négatives à 9}.

L’objectif global de ce protocole est de formaliser un flux de travail diagnostique reproductible et par étapes pour la tuberculose gastrique suspectée. La raison de présenter ce cas précis est de démontrer comment les cliniciens peuvent naviguer systématiquement dans l’incertitude diagnostique lorsque les biopsies superficielles initiales échouent et que la lésion imite fortement une tumeur sous-muqueuse.

Ce cas représentatif est tout à fait approprié pour les cliniciens et endoscopistes recherchant des conseils pratiques sur la gestion des lésions gastriques atypiques et réfractaires coexistant avec des signes systémiques inexpliqués tels que la lymphadénopathie¹⁰. En suivant ce protocole multimodal, les praticiens peuvent améliorer la reconnaissance précoce, éviter les résections radicales inutiles et initier une thérapie antituberculeuse ciblée plus efficacement en milieu^{clinique 11}.

Présentation de cas :
Une femme de 70 ans s’est présentée avec des antécédents d’un mois de douleurs abdominales sans symptômes constitutionnels typiques de tuberculose. L’examen physique et les analyses de laboratoire de base étaient sans remarquables, mais la gastroscopie a révélé une lésion sous-épithéliale indéterminée dans le fundus gastrique.

Diagnostic, évaluation et plan :
Compte tenu du rendement non diagnostique des biopsies endoscopiques superficielles, des examens d’imagerie transversale et d’échographies endoscopiques ont été réalisés, révélant une lymphadénopathie systémique concomitante et une masse provenant du muscle propre propie. Pour parvenir à un diagnostic définitif, une gastrectomie partielle laparoscopique a été réalisée pour l’acquisition de tissu d’épaisseur complète. L’histopathologie a démontré une inflammation granulomateuse avec nécrose caseuse, et la réaction en chaîne de la polymérase tissulaire (PCR) a confirmé la présence du complexe Mycobacterium tuberculosis. Le patient a été pris en charge avec succès avec un traitement antituberculeux standard de première intention, aboutissant à une résolution complète des symptômes sans complications.

Protocole

Ce protocole a été réalisé conformément aux directives du Comité d’éthique de la recherche humaine institutionnelle de l’Hôpital Populaire Dongguan, sous le numéro d’approbation LW 2026-001. Un consentement éclairé écrit a été obtenu du patient avant toutes les procédures diagnostiques, thérapeutiques et de suivi.

1. Éligibilité du patient et évaluation initiale

1. Historique médical
   1. A enregistré la plainte principale et documenté l’apparition des symptômes, la durée, l’emplacement, le caractère, les facteurs aggravants (par exemple, postprandiaux ou nocturnes) et les facteurs de soulagement.
   2. Les symptômes associés ont enregistré (par exemple, rots, nausées, vomissements, reflux, ballonnements, diarrhée, frissons, fièvre, hématochésie/mélenas) et ont évalué les caractéristiques alarmantes (par exemple, perte de poids involontaire, fièvre persistante).
   3. Antécédents médicaux documentés et médicaments actuels (par exemple, hypertension et diabète sucré de type 2 ; traitement antihypertenseur et abaisseur de la glycémie).
   4. Dépistage des facteurs de risque liés à la tuberculose (antécédents d’exposition, antécédents de tuberculose, immunosuppression) et des antécédents liés au cancer.
2. Examen physique
   1. Évaluation de l’état général et des signes vitaux (tension artérielle, fréquence cardiaque, température, fréquence respiratoire) afin de confirmer la stabilité clinique.
   2. J’ai examiné la peau et la sclère pour détecter la jaunisse.
   3. Palpé manuellement les régions superficielles des ganglions lymphatiques (cervical, supraclavicular, axillaire) à l’aide des coussinets de l’index et du majeur pour évaluer l’agrandissement de l’index, la sensibilité ou la fixation.
   4. Examen systématique de l’abdomen par inspection visuelle, auscultation des sons intestinaux, et palpation manuelle légère et profonde pour évaluer la distension, la sensibilité (y compris le rebond/garde), les masses palpables et le signe de Murphy.
   5. On a examiné les articulations et les membres inférieurs pour détecter des anomalies (par exemple, œdème, érythème, déformation).
3. Premières recherches en laboratoire
   1. A obtenu une ligne sanguine complète (NFS) à l’aide d’équipements de laboratoire standards (voir Tableau des matériaux).
   2. Obtenus des tests de fonction hépatique et rénale [alanine aminotransférase (ALT), aspartate aminotransférase (AST), bilirubine, créatinine, urée].
   3. Obtenus des électrolytes sériques [sodium (Na⁺), potassium (K⁺), chlorure (Cl⁻)].
   4. A obtenu des tests de coagulation [temps de prothrombine (PT), temps de thromboplastine partielle activée (APTT)] et troponine cardiaque lorsque cliniquement indiqué.
   5. Des marqueurs tumoraux sériques ont été obtenus [par exemple, antigène carcinoembryonnaire (CEA), antigène des glucides 19–9 (CA19–9), alpha-fœtoprotéine) (AFP)] pour soutenir le diagnostic différentiel.
   6. A effectué un test de sang occulte fécal.
   7. Évaluation de Helicobacter pylori par méthode institutionnelle (sérologie, test respiratoire à l’urée ou antigène des selles).
      REMARQUE : A enregistré la méthode utilisée et son seuil d’interprétation.

2. Flux de travail diagnostique pour les lésions gastro-intestinales et systémiques

1. Gastroscopie et échantillonnage initial
   1. A réalisé une gastroscopie diagnostique pour évaluer l’œsophage, l’estomac (y compris le fond d’os dans la vue rétroflexe) et le duodénum.
   2. Localisation documentée, taille, apparence macroscopique, couche suspectée d’origine de la lésion, ainsi que des images représentatives archivées.
   3. Classé l’ulcère duodénal à l’aide d’un système de stadification endoscopique standard (par exemple, stade actif avec exsudat) et d’images archivées.
   4. A obtenu des biopsies par pinces à partir de la surface de la lésion et de la muqueuse adjacente (≥6 fragments lorsque techniquement possible) à l’aide de pinces endoscopiques (voir Tableau des matériaux) et placé les échantillons dans du formol tampon neutre à 10 % (voir Tableau des matériaux).
   5. Les échantillons étiquetés avec identifiants de patients et sites d’échantillonnage ont été livrés à la pathologie dans la première heure suivant la collecte.
   6. A commencé une thérapie de suppression acide pour l’ulcère actif et réévalué la réponse symptomatique lors du suivi.
2. Imagerie en coupe transversale
   1. A réalisé une tomodensitométrie thoracique (CT) sans contraste en utilisant un protocole adulte standard (par exemple, 120 kVp ; modulation automatique du courant dans le tube ; hauteur 0,9–1,2).
   2. Images reconstruites à une épaisseur de tranche de 1,0 mm avec multiplanaire reformatées et examinées à l’aide de fenêtres pulmonaires et médiastinales.
   3. Nodules pulmonaires documentés (localisation, diamètre maximal, densité) et lymphadénopathie médiastinale/hilaire (stations, diamètre à axe court).
   4. Comparé aux images antérieures lorsque cela était disponible pour évaluer les variations d’intervalles.
3. CT abdominal supérieur amélioré avec contraste
   1. A réalisé un scanner supérieur de l’abdomen avec contraste sauf indication contraire.
   2. Injection iodée (voir Tableau des matériaux) à 1,5 mL/kg (max 120 mL) via un injecteur de puissance à 3,0 mL/s, suivie d’un rinçage de 30 à 40 mL de solution saline (voir Tableau des matériaux).
   3. Phase artérielle acquise à 25–30 s et phase veineuse porte 60–70 s après injection, puis reconstruite à une épaisseur de tranche de 1,0 à 1,25 mm.
   4. Épaississement/amélioration documentée de la paroi gastro-intestinale (bulbe duodénal, cardia, antrum gastrique) et une cartographie de la lymphadénopathie abdominale (péricardique, hépatogastrique, rétropéritonéale) par localisation et taille.
4. Échographie endoscopique (EUS) et prélèvement
   1. A effectué une EUS à l’aide d’un échoendoscope à réseau linéaire (plage de fréquences typique 5–12 MHz ; voir tableau des matériaux).
   2. Localisé la lésion et déterminé la couche d’origine (par exemple, musculaire proprie) et enregistré la taille de la lésion (par exemple, 12,4 mm × 5,3 mm), l’échogénicité, l’homogénéité et les caractéristiques acoustiques postérieures grâce à l’archivage des images.
   3. A réalisé une aspiration/biopsie par aiguille fine guidée par EUS pour améliorer le rendement tissulaire des lésions sous-muqueuses.
   4. Utilisation d’une aiguille calibre 22 (voir Tableau des matériaux) et effectué 3 passages (2 passages avec aspiration à l’aide d’une seringue de 10 mL ; 1 passage sans aspiration), avec 10 à 15 mouvements d’avant en arrière par passage sous une visualisation continue par ultrasons.
   5. Des traces directes préparées à chaque passage ; J’ai fixé immédiatement une lame dans de l’éthanol à 95 % pour la cytologie et séché à l’air une lamelle pour une coloration rapide si disponible.
   6. On a placé du matériel résiduel dans du formol tamponné neutre à 10 % pour créer un bloc cellulaire pour l’histologie et une portion séparée dans un tube stérile pour des tests moléculaires.
   7. Surveillé pour des complications immédiates (douleur, saignement, perforation) pendant au moins 2 heures après l’intervention et documenté les signes vitaux et l’état des symptômes.
      REMARQUE : Si le cas présenté n’incluait pas d’aspiration par aiguille fine (FNA)/biopsie à aiguille fine (FNB), remplacez les étapes 2.4.3–2.4.7 par la méthode d’échantillonnage exacte utilisée et indiquez explicitement la limitation.

3. Intervention chirurgicale et tests de laboratoire confirmatoires

1. Gastrectomie partielle laparoscopique
   1. A confirmé l’absence de contre-indications chirurgicales (par exemple, coagulopathie non contrôlée, instabilité cardiopulmonaire) et examiné les résultats de laboratoire préopératoires.
   2. Anesthésie générale induite et pneumopéritoine établi à 12–14 mmHg.
   3. Insérait des ports laparoscopiques standards (par exemple, un port de caméra ombilical de 10 mm plus 2 à 3 ports de travail ; voir Tableau des matériaux) et effectuait une exploration systématique.
   4. La lésion a localisé sur la base des informations endoscopiques/imageries préopératoires (par exemple, le fond d’œil près du cardia/courbure plus importante).
   5. A réalisé une gastrectomie en coin/partielle pour retirer la lésion avec une marge brute de ≥1 cm lorsque cela était anatomiquement réalisable, et a atteint l’hémostasie et la fermeture assurée selon la pratique institutionnelle.
   6. Livrer immédiatement l’échantillon à la pathologie, enregistrer le temps avant la fixation, et orienter l’échantillon (proximal/distal ou antérieur/postérieur) pour une évaluation globale.
2. Histopathologie
   1. Tissu fixé dans du formol tampon neutre à 10 % pendant 24 à 48 heures à température ambiante.
   2. Les zones représentatives prélevées (centre de la lésion, interface avec le tissu adjacent, et zones fortement nécrotiques lorsque présentes), traitées pour l’incrustation de paraffine, et coupées à 3–4 μm d’épaisseur.
   3. A réalisé une coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E) et évalué l’inflammation granulomateuse et la nécrose (y compris la nécrose caseuse).
   4. Des colorations spéciales réalisées : coloration acide-schiff périodique (PAS) et coloration périodique acide-argent méthénine (PASM) pour les éléments fongiques, et coloration Ziehl–Neelsen ou auramine-rhodamine pour les bacilles acido-résistants.
      REMARQUE : Une coloration bacilleuse acido-rapide (AFB) négative n’excluait pas la tuberculose ; L’interprétation a été intégrée aux tests moléculaires et aux résultats cliniques/imagerie.
3. Tests moléculaires [réaction en chaîne par polymérase tissulaire (PCR)]
   1. A sélectionné des tissus pour des tests moléculaires en utilisant des instruments propres afin d’éviter la contamination croisée et a utilisé des zones de travail séparées pour les étapes pré- et post-amplification.
   2. Extrait de l’ADN à partir de tissu frais (préférentiel) ou de tissu fixé au formol, incrusté en paraffine (FFPE) à l’aide d’un kit d’extraction validé. Pour les tissus FFPE, des coupes déparaffinées avec du xylène (2 × 10 min) suivies de lavages à l’éthanol gradués (100 %, 95 %, 70 %) (voir Tableau des matériaux pour les réactifs), puis séchés à l’air avant la lyse.
   3. Effectuer une PCR en temps réel ciblant le complexe tuberculeux de M. (par exemple, IS6110 ou une autre cible validée).
   4. Utilisation des conditions de cyclage suivantes comme profil PCR en temps réel standard : dénaturation initiale à 95 °C pendant 5 minutes ; 40 cycles à 95 °C pendant 15 s et 60 °C pendant 60 s.
   5. Les résultats interprétés en utilisant des seuils de laboratoire [par exemple, seuil de cycle (Ct) ≤ 38 comme positif, Ct 38–40 comme indéterminé nécessitant des tests répétés, et sans amplification comme négatif] et les résultats indéterminés confirmés par extraction répétée et PCR répétée.
      REMARQUE : Remplacez le ou les gènes cibles et les seuils de Ct par ceux utilisés par le laboratoire s’ils sont différents.
4. Essai de libération d’interféron-gamma (IGRA)
   1. A réalisé des IGRA dans le sang entier pour soutenir l’évaluation de l’infection tuberculeuse.
   2. Prélève 1 mL de sang dans chaque tube de test [témoins zéro, tubes antigéniques du bacille tuberculeux (TB), contrôle mitogène] et mélangé en inversant 10 fois immédiatement après la collecte.
   3. Incubé des tubes à 37 °C pendant 16 à 24 heures, centrifugé à 2 000 à 3 000 × g pendant 15 minutes, et prélevé plasma pour la mesure de l’interféron-gamma par immunosorbement enzymatique lié (ELISA).
   4. Interprété IGRA comme positif lorsque (antigène tuberculeux − nul) ≥0,35 UI/mL et ≥25 % de zéro, avec une réponse mitogénique adéquate selon les critères de test.
      REMARQUE : Si l’IGRA n’a pas été réalisé dans ce cas, exprimez-le explicitement et fournissez la raison.
5. Intégration diagnostique
   1. A établi le diagnostic en intégrant (i) l’inflammation granulomateuse avec la nécrose caseuse en histopathologie, (ii) les preuves moléculaires du complexe M. tuberculosis sur PCR, et (iii) les résultats cliniques/imageries de soutien.
   2. Diagnostics alternatifs enregistrés pris en compte (par exemple, malignité, lymphome, infection fongique) et les résultats négatifs soutenant l’exclusion.

4. Prise en charge thérapeutique et suivi - traitement antituberculeux

1. J’ai consulté des spécialistes des maladies infectieuses pour confirmer le protocole après confirmation diagnostique.
2. A administré une thérapie antituberculeuse standard de première intention (rifampicine, isoniazide, pyrazinamide, éthambutol) selon les directives institutionnelles/nationales.
3. A ajusté les doses en fonction du poids corporel et de la fonction hépatique/rénale et a documenté les valeurs de base et de suivi en analyse.
4. Surveillé pour les événements indésirables (intolérance gastro-intestinale, hépatotoxicité, éruption cutanée, symptômes visuels) et géré selon la pratique institutionnelle.
5. Suivi programmé à 2 semaines après la sortie, puis toutes les 4 semaines pendant le traitement précoce, avec des intervalles suivants individualisés selon la réponse clinique.
6. J’ai réalisé des NFS et des tests de fonction hépatique à chaque consultation.
7. Évaluation de la résolution des symptômes et dépisté pour la récidive basée sur une évaluation clinique et des examens d’imagerie/endoscopie répétés lorsque cliniquement indiqué.

Résultats

Résultats de l’évaluation initiale
Une femme de 70 ans s’est présentée avec des douleurs abdominales pendant un mois. Elle n’a signalé aucune exposition connue à la tuberculose et a nié les symptômes constitutionnels ou alarmants, notamment nausées, vomissements, fièvre et perte de poids significative. Ses antécédents médicaux comprenaient une hypertension bien contrôlée et un diabète sucré de type 2, gérés par des médicaments oraux chroniques. Lors de l’examen physique, elle était alerte et hémodynam...

Discussion

La tuberculose gastrique est une manifestation peu commune de la tuberculose gastro-intestinale et peut survenir par dissémination hématogène ou lymphatique, une extension directe à partir de lésions adjacentes ou une implantation dans un contexte de défense muqueuse altérée. Parce que les symptômes sont non spécifiques et que les apparences endoscopiques chevauchent souvent la maladie des ulcères péptensiques, le cancer du cancer, le lymphome et les tumeurs sous-épithéliales, le diagnos...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Kit de teinture acido-rapide (Ziehl & ndash ; Neelsen)	BD Difco	215073	Pour la coloration AFB ; une alternative acceptable pour la coloration à l’auramine
Centrifugeuse (2 000 et tiret ; 3 000 et fois ; g)	Eppendorf	5810 R	Séparation plasma pour IGRA
Couvertures	Citotest	10212424C	Pour la préparation à la microscopie
Tomodensitométrie (multi-détecteurs)	Siemens Healthineers	Définition SOMATOM AS+	Tout &ge ; CT 64 tranches acceptable ; enregistrer kVp, épaisseur de tranche, phases
Pinces jetables pour biopsie	Boston Scientific	1395 (Mâchoire radiale 4)	Pour les biopsies muqueuses/superficielles ; toute pince stérile à usage unique acceptée
Kit d’extraction ADN (FFPE)	QIAGEN	56404 (Kit de tissus FFPE ADN QIAamp)	Si vous utilisez des sections FFPE pour la PCR
Kit d’extraction d’ADN (tissu)	QIAGEN	69504 (DNeasy Blood & Kit de tissus)	Pour l’extraction d’ADN tissulaire frais
Lecteur de plaques ELISA	BioTek (Agilent)	Synergie H1	Pour la lecture IGRA ELISA (si vous utilisez un kit nécessitant un lecteur)
Processeur à ultrasons EUS	Olympe	EU-ME2	Tout processeur EUS équivalent accepté
Aiguille EUS-FNA/FNB, 22G	Cook Medical	EchoTip Ultra (22G)	Si votre cas utilisait FNA/FNB ; enregistrez la jauge et le nombre de passages
Gastroscope	Olympe	GIF-HQ190	Gastroscope diagnostique standard ; modèles équivalents acceptés
Grocott' S Méthénamine Argent (GMS/PASM)	Abcam	ab150680	Pour le dépistage fongique (PASM/GMS)
H& Kit de coloration E ou réactifs	Sigma-Aldrich (Merck)	HT110116	Coloration à l’hématoxyline et à l’éosine
Kit de test IGRA	Qiagen	QuantiFERON-TB Gold Plus	IGRA de sang entier ; critères d’interprétation des dossiers
Logiciel d’analyse / étiquetage d’images	NIH	ImageJ/Fiji	Pour ajouter des barres d’échelle/annotations aux images d’histologie
Insufflator	Karl Storz	ENDOMAT	Maintenir le pneumopéritoine ; enregistrer la pression utilisée
Laparoscope	Karl Storz	26003BA	laparoscope de 10 mm ; équivalent acceptable
Sac de prélèvement laparoscopique de spécimens	Médecine appliquée	Endo Catch II	Pour une extraction sûre de l’échantillon
Agrafeuse laparoscopique (cain / gastrectomie partielle)	Medtronic	Endo GIA	Utilisez une agrafeuse institutionnelle ; un type de cartouche d’enregistrement si pertinent
Tour laparoscopique (caméra + source lumineuse)	Karl Storz	IMAGE1 S	Tout système d’imagerie laparoscopique équivalent est acceptable
Échoendoscope EUS linéaire	Olympe	GF-UCT180	EUS linéaire recommandé pour l’échantillonnage ; équivalent acceptable
Lames de microscope	Citotest	188105	Pour les frottements cytologiques
Microtome	Leica Biosystems	RM2235	Pour 3&ndash ; 4 & mu ; M sectionnement
Milieu de montage	Sigma-Aldrich (Merck)	6522	Décalage de couverture
Kit PCR complexe MTB (validé)	Sansure Biotech	Kit de diagnostic ADN MTB	Utilisez le complexe MTB validé de votre institution et le PCR du complexe VT ; enregistrez la cible et le seuil de CT
Contraste iodiné non ionique (pour le scanner)	GE Healthcare	Omnipaque 350	Utiliser le contraste standard institutionnel ; enregistrer la concentration et la dose
Système d’immersion en paraffine	Leica Biosystems	HistoCore Arcadia	Tout système d’intégration équivalent acceptable
Kit de coloration PAS	Sigma-Aldrich (Merck)	395B	Pour le dépistage fongique
Fournitures de flux de travail propres PCR (embouts filtrants)	Thermo Fisher Scientific	2069G	Utilisez des embouts résistants aux aérosols pour réduire la contamination
Injecteur de puissance pour le contraste	Bayer	MEDRAD Stellant	Tout injecteur est acceptable ; débit d’injection record et rinçage de solution saline
Instrument PCR en temps réel	Roche	LightCycler 480 II	Tout système PCR validé en temps réel est acceptable
Contenant à échantillons (étanche)	Thermo Fisher Scientific	02-544-208	Pour le transport de tissu fixé au formol
Logiciels statistiques/chiffres	Logiciel GraphPad	Prisme	Si utilisé pour le tracé ; optionnel
Seringue (10 mL)	BD	309604	Pour l’aspiration pendant la PAF lorsqu’elle est utilisée
Système de gastroscopie vidéo (endoscopie diagnostique de l’GI supérieur)	Olympe	CV-190 (processeur), CLV-190 (source lumineuse)	Toute plateforme d’endoscopie équivalente est acceptable ; modèle d’enregistrement utilisé
Formaline tamponnée neutre à 10 %	Sigma-Aldrich (Merck)	HT501128	Fixation des échantillons de biopsie et de résection
37 & deg ; Incubateur C	Thermo Fisher Scientific	Hératherme	Pour l’incubation IGRA
95 % d’éthanol	Sigma-Aldrich (Merck)	459844	Fixation immédiate des lames de cytologie