Protocole chirurgical pour une grande fenêtre crânienne refermable permettant des enregistrements électrophysiologiques longitudinaux et multimodaux du réseau en mode par défaut de la souris

Résumé

Ce protocole décrit une méthode chirurgicale en deux phases pour créer une grande fenêtre crânienne re-scellable et conservatrice de la dure-mère chez la souris. Cette technique permet des enregistrements électrophysiologiques chroniques et multimodaux à partir de réseaux transmis et profonds du cerveau, tels que le Default Mode Network, sur plusieurs semaines.

Résumé

Le réseau en mode par défaut (DMN) est un réseau cérébral central à grande échelle impliqué dans un ensemble de fonctions cognitives et de troubles neuropsychiatriques, tels que le trouble dépressif majeur (TDM). L’étude des dynamiques complexes du DMN dans les modèles animaux offre des informations précieuses sur son fonctionnement dans des états sains et pathologiques. Cependant, réaliser des enregistrements électrophysiologiques stables, à long terme et à grande échelle à partir des multiples nœuds profonds et distribués du DMN chez des souris éveillées et en comportement reste un défi important.

Ici, un nouveau protocole chirurgical en deux phases est présenté pour créer une grande fenêtre crânienne (4 mm × 7,6 mm), durable et refermable chez la souris. La procédure vise à préserver l’intégrité de la dure-mère, ce qui est primordial pour la santé cérébrale à long terme et la stabilité de l’enregistrement.

Cette fenêtre permet des enregistrements longitudinaux simultanés et répétés à partir de plus de 1 000 électrodes en combinant la micro-électrocorticographie de surface (μECoG) avec deux sondes d’électrodes intracrâniennes à haute densité, offrant un accès sans précédent au DMN. Cette technique offre une plateforme robuste pour l’interrogatoire multimodal et multi-échelle de la dynamique électrophysiologique à l’échelle du réseau sur plusieurs semaines, ouvrant de nouvelles voies pour étudier les changements neuroplastiques sous-jacents à la physiopathologie des troubles cérébraux et pour évaluer les effets chroniques de nouveaux traitements.

Introduction

Le Réseau de Mode Par Défaut (DMN) a été identifié pour la première fois dans des études d’imagerie cérébrale humaine comme une constellation de régions constamment supprimées lors de tâches orientées vers l’extérieur et demandant attention¹. Il est désormais considéré comme un réseau fondamental à grande échelle soutenant des processus cognitifs orientés vers l’intérieur, tels que la pensée autoréférentielle, la mémoire autobiographique et la planification d’événements^{futurs 2,3}. Chez l’humain, le DMN canonique comprend un ensemble de régions centrales anatomiquement connectées, incluant le cortex préfrontal médial (mPFC), le cortex cingulaire postérieur (PCC), le lobule pariétal inférieur (IPL) et la formation^{hippocampale 4}. Le dysfonctionnement au sein de ce réseau est une caractéristique clé de plusieurs troubles neuropsychiatriques. Dans le trouble dépressif majeur (TDM), le DMN présente fréquemment de l’hyperactivité et des schémas modifiés de connectivité fonctionnelle, qui sont considérés comme à l’origine des symptômes fondamentaux du TDM, tels que la rumination et l’image négative de soi ^5,6.

Pour étudier les mécanismes cellulaires et circuits à l’origine de la dysfonction DMN, des modèles animaux robustes sont indispensables. Un DMN homologue a été identifié de manière fiable chez les rongeurs, comprenant des régions cérébrales comparables telles que le mPFC, le cortex cingulaire et le cortex rétrosplénial (RSP), validant ainsi la souris comme un modèle translationnellement pertinent pour l’investigation^{mécanistique 7,8}. De plus, le stress chronique, un facteur clé de la dépression, a été démontré pour modifier la connectivité DMN chez les rongeurs d’une manière similaire à celle observée chez les patients atteints de TDM^humain.

Comprendre les changements neuroplastiques qui surviennent dans les états pathologiques ou en réponse à des interventions thérapeutiques chroniques nécessite une observation longitudinale de l’activité neuronale, car une seule séance d’enregistrement ne peut pas capturer l’adaptation dynamique des circuits neuronaux dans le^{temps 10}. L’électrophysiologie in vivo fournit la résolution temporelle à l’échelle de la milliseconde nécessaire pour étudier les oscillations neuronales et la synchronie dans le potentiel de champ local (LFP). LFP présente le signal extracellulaire sommé reflétant l’activité synaptique synchronisée des populations neuronales locales, qui constituent les substrats fondamentaux de la communication^{réseau 11,12}. Cependant, réaliser des enregistrements électrophysiologiques chroniques et à grande échelle chez des souris éveillées reste techniquement exigeant. Les fenêtres crâniennes chroniques conventionnelles ont été développées pour l’imagerie optique chez la souris éveillée et restent la préparation standard à cet effet, où leur empreinte typique d’un hémisphère unique et leur tobe de verre transparent sont optimales pour la lecture^{prévue 13}. Ils n’étaient cependant pas conçus pour l’électrophysiologie éveillée multi-sites, de sorte que la zone de travail et l’interface optique empêchent l’enregistrement simultané à haute densité depuis les nœuds bilatéraux distribués d’un réseau tel que le DMN¹⁴. Les implants d’électrodes chroniques, à leur tour, permettent des enregistrements longitudinaux mais provoquent une encapsulation progressive de corps étranger et des cicatrices gliales autour de la tige positionnée en permanence, réduisant la qualité du signal au fil du^{temps 15,16}.

La procédure chirurgicale en deux phases décrite ici répond directement à ces limites. Il produit une grande fenêtre crânienne re-scellable, fermée entre les séances par une membrane passive polydiméthylsiloxane (PDMS), un scellant silicone et un capuchon imprimé en 3D permettant l’insertion répétée de grilles μECoG pour des enregistrements LFP mésoéchelles, ainsi que plusieurs sondes d’électrodes intracrâniennes à haute densité pour microscale, une unité à résolution laminaire et l’activité^{LFP 17,18}. Contrairement aux approches chroniques antérieures, qui reposent soit sur des réseaux d’électrodes implantés de façon permanente accumulant l’encapsulation gliale des électrodes au fil du temps, soit nécessitent des craniotomies aiguës terminales qui empêchent les conceptions longitudinales, la fenêtre décrite ici préserve une dure-mère intacte et évite le contact permanent avec un corps étranger 15,16,18. De plus, dans une cohorte de validation où la fenêtre crânienne a été rouverte trois fois (jours postopératoires 0, 21, 22) sans enregistrement électrophysiologique, l’immunoréactivité quantitative de la protéine acide fibrillaire gliale (GFAP) et de la molécule adaptatrice ionisée de liaison au calcium 1 (IBA1) n’a pas différé significativement des témoins non chirurgicaux, suggérant une faible astrogliose et microgliose selon le schéma d’ouverture répétée utilisé ici. La méthode est particulièrement adaptée aux enregistrements longitudinaux multi-sites de réseaux corticaux distribués, y compris le DMN, combinés à l’accès laminaire par électrode intracrânienne à haute densité à des structures profondes chez des souris éveillées à tête fixée. Ses principales contraintes opérationnelles sont l’expertise microchirurgicale nécessaire pour un retrait fiable du lambeau osseux conservant la dura-mère et son incompatibilité avec les enregistrements en mouvement libre, puisque les sondes d’électrodes intracrâniennes à haute densité nécessitent une fixation de la tête.

Protocole

Toutes les expériences animales ont été approuvées par le Conseil national des expériences animales en Finlande (numéro de licence : ESACI/40845/2022) et les expériences ont été menées conformément à la directive 2010/63/UE du Parlement européen concernant la protection de l’utilisation des animaux à des fins scientifiques, ainsi qu’aux directives nationales pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.

REMARQUE : Toutes les interventions chirurgicales sont réalisées à l’intérieur d’une cagoule à flux laminaire préalablement stérilisée par irradiation ultraviolette (minimum 15 min) ou par une décontamination approfondie de la surface à l’éthanol. Les gaz résiduels d’isoflurane sont capturés par un système de récupération activée de charbon de bois monté à l’intérieur de la hotte. L’opérateur porte une couvre-cheveux jetable, un masque chirurgical, une blouse de laboratoire à manches longues et des gants d’examen en nitrile non stériles à une couche (pulvérisés à 80 % d’éthanol avant d’entrer dans la capuche). Un contenant à élimination de pièces tranchantes est placé à l’intérieur de la cagoule pour l’élimination immédiate des lames de scalpel et des aiguilles hypodermiques.

1. Préparation préopératoire et anesthésie

1. Utilisez des souris C57BL/6JRj, âgées d’au moins 10 semaines et pesant plus de 20 g.
2. Avant l’opération, nettoyez tous les instruments dans un bain à ultrasons tiède. Rincez, séchez et faites tremper dans de l’éthanol à 70 % pendant un minimum de 15 minutes.
3. Sinon, stériliser les instruments par un bref passage à travers un stérilisateur en verre ou infrarouge juste avant utilisation. Les rideaux stériles ne sont pas utilisés. Entre les animaux consécutifs dans la même séance, remettez les instruments dans le trempage à l’éthanol pendant au moins 2^{min 19}.
4. Peser chaque souris individuellement sur une balance calibrée et calculer les volumes de médicaments préopératoires.
5. Préparez à l’avance les membranes stériles du PDMS (effectuées une fois par lot, en dehors du jour de la chirurgie aiguë).
   1. Couler des membranes PDMS stériles à partir d’un mélange 10:1 élastomère-agent de durcissement préparé selon les instructions du fabricant et une feuille à une épaisseur cible d’environ 500 μm en sandwichant le mélange non durci entre deux plaques plates de verre borosilicate, puis durcir à 60 °C pendant au moins 2 heures.
   2. Scellez les feuilles durcies dans des pochettes d’autoclave et stérilisez par autoclavage à la vapeur. Dans la capuche chirurgicale pré-stérilisée, utilisez un scalpel stérile #11 et une petite règle en acier inoxydable pour découper chaque feuille en membranes rectangulaires correspondant aux dimensions de la fenêtre crânienne.
   3. Conservez les membranes pré-découpées dans des laboratoires stériles (par exemple, des puits individuels d’une plaque de culture cellulaire à 6 puits) jusqu’à utilisation.
6. Effectuez un contrôle qualité matériel avant chaque session d’enregistrement.
   REMARQUE : Aucune vérification d’impédance de routine n’est effectuée sur la matrice μECoG : les défauts du fil de référence sont immédiatement visibles dans les pistes brutes, et les tests d’impédance ne sont invoqués que lorsqu’un problème matériel est suspecté. Les sondes d’électrodes intracrâniennes à haute densité incluent des diagnostics intégrés d’impédance et d’intégrité du câble accessibles via l’interface graphique du logiciel d’enregistrement ; Exécutez-les lorsque la qualité du signal est manifestement compromise.

2. Phase 1 : Préparation animale et implantation de la plaque frontale

1. Préparation animale
   1. Anesthésiez la souris avec de l’isoflurane (induction : 4 %, entretien : 1,5−2,5 %, débit d’oxygène de 0,5 L/min). Confirmez la profondeur de l’anesthésie par la perte du réflexe pincé de l’orteil.
   2. Rase le pelage du sommet de la tête, approximativement des yeux jusqu’au cou.
   3. Placez l’animal sur une bouillotte à rétroaction équipée d’un capteur de température interne calibré pour maintenir la température corporelle à 37 °C tout au long de la procédure. Appliquez une pommade oculaire carbomère pour éviter le dessèchement cornéen.
   4. Fixez la souris dans le cadre stéréotaxique à l’aide de barres d’oreilles anti-rupture. Ajustez la barre incisive de sorte que le crâne soit plat, avec la bregma et le lambda à une hauteur dorsoventrale égale (orientation du crâne plat). Maintenir l’anesthésie avec de l’isoflurane (1,5–2,5 %) administré via un cône nasal à un débit d’oxygène de 0,5 L/min.
   5. Administrez des analgésiques préopératoires et des agents anti-inflammatoires par injections sous-cutanées (s.c.) : carprofène (5 mg/kg), buprénorphine (0,05 mg/kg) et dexaméthasone (2 mg/kg).
   6. Désinfectez la zone rasée avec une solution de povidone-iode.
   7. Injectez une solution de lidocaïne-épinéphrine (c.c.) sous forme d’anesthésique local sous la peau du cuir chevelu.
2. Exposition au crâne
   1. Faites une petite incision transversale à la ligne de l’oreille (environ 1 cm).
   2. Élargissez progressivement l’incision en étendant la coupure latéralement autour des oreilles et le long de chaque côté de la tête vers les yeux, mais ne dépassez pas la coupure jusqu’aux yeux. Complétez l’exposition en effectuant une coupe diagonale de chaque côté vers la ligne médiane afin que toute la surface dorsale du crâne soit exposée.
3. Nettoyage du crâne
   1. Nettoyez méticuleusement le crâne exposé avec de l’acétone de qualité laboratoire. Trempez un coton stérile dans de l’acétone, éliminez l’excès de solvant (empêchant la fuite sur les tissus adjacents), puis appliquez sur l’os jusqu’à ce que tout périoste visible soit retiré.
   2. Utilisez de l’acétone pour sa capacité à dissoudre les résidus gras et les restes membraneux persistants à la surface osseuse, et non comme désinfectant.
      REMARQUE : L’élimination complète du périoste et des résidus lipidiques à la surface osseuse est cruciale pour une forte adhérence de la plaque de tête et du ciment dentaire. Parce que l’implant doit résister aux contraintes mécaniques générées par la souris éveillée, tout périoste résiduel ou film lipidique à l’interface adhésive osseuse devient un point de défaillance dominant.
   3. Utilisez une lame microchirurgicale émoussée (circulaire) pour enlever les fragments périostéaux et conjonctifs résiduels que le lavage à l’acétone n’a pas complètement dissous. Maintenez-le à environ 45° par rapport à la surface osseuse et frottez le crâne avec de légers mouvements radiaux dirigés vers l’extérieur depuis la jonction bregma–ligne médiane vers les bords latéraux de l’os exposé.
   4. Continuez jusqu’à ce que toute la surface osseuse exposée ait été traversée au moins une fois et paraisse uniformément propre et mate.
   5. Terminez par un dernier court nettoyage en utilisant de l’acétone sur un applicateur à extrémité de coton.
4. Marquage du site de craniotomie
   1. Fixez un marqueur cutané chirurgical biocompatible sur le bras stéréotaxique numérique.
   2. Marque une zone rectangulaire de 4 mm × 7,6 mm sur le crâne par rapport à la brème.
      1. Faites glisser la pointe du marqueur jusqu’à la brème et réinitialisez les coordonnées X et Y sur l’affichage numérique à zéro.
      2. Déplacer le bras vers chacun des quatre coins de la fenêtre prévue, de sorte que le rectangle s’étende de 2 mm latéralement depuis la brème des deux côtés, 3 mm rostralement et 4,6 mm caudalement, puis placez un point unique à chaque coin.
5. Marquez les deux sites d’insertion de la sonde intracrânienne sur l’hémisphère droit.
   1. Marquez le site de la sonde rostral à 1,66 mm A/P et 1,95 mm M/L par rapport à la brèche.
   2. Marquez le site de la sonde caudal à -2,2 mm A/P et 1,9 mm M/L du bregma.
      REMARQUE : Ces sites sont ajustés pour cibler les régions spécifiques aux DMN. Les sites d’insertion peuvent être ajustés à plusieurs régions différentes grâce à ce protocole.
   3. Détache le marqueur du bras stéréotaxique.
   4. Tenez une ligne droite stérilisée et flexible (par exemple, un carton plastique fin) contre le crâne et reliez les quatre points d’angle avec le marqueur pour délimiter la future fenêtre crânienne en un rectangle continu.
6. Augmenter la surface pour une meilleure adhérence
   1. Effectuez toutes les étapes suivantes jusqu’à la section 4 au microscope binoculaire.
   2. Gravez un motif en croix sur toutes les surfaces osseuses exposées en dehors de la zone fenêtre désignée à l’aide d’une lame chirurgicale #11 et créez des rainures peu profondes mais définies de 0,2 à 0,4 mm de profondeur pour former une grille uniforme d’environ 1 mm × 1 mm de carrés.
      REMARQUE : Cela augmentera la surface effective et donc la prise mécanique de l’adhésif et du ciment dentaire qui le recouvre.
   3. Créez un applicateur de colle fine en fixant une aiguille stérile de 30 G sur la pointe d’un tige-coton à long col et en pliant l’aiguille en forme de V.
   4. Distribuez de la colle cyanoacrylate dans un bateau de pesée en plastique jetable et trempez l’applicateur dans le réservoir de colle.
   5. Déposez de la colle sur chaque surface osseuse exposée et gravée, en appliquant un seul dépôt par site pour que la couverture soit complète sans jamais être excessive. Laissez sécher la colle pendant 7 minutes.
7. Implantation de la douille de référence
   1. Sélectionnez un site de forage au-dessus du cervelet gauche, positionné pour éviter les vaisseaux superficiels visibles.
   2. Montez la perceuse dentaire sur un porte-perceuse dans le bras stéréotaxique.
   3. Forez le trou pilote par rafales de 5 à 10 s à l’aide d’une fraise en acier ronde à 20 000–25 000 tr/min, en rétractant la mèche entre les rafales pour inspecter le site sous la jumelle.
   4. Percez jusqu’à ce que le trou devienne plus translucide, révélant une teinte rose pâle et la dure-mère devient visible à travers l’os aminci.
   5. Arrêtez immédiatement de percer à ce stade pour éviter la pénétration durale. Ajustez le trou fini à un diamètre d’environ 0,5 mm, à peine supérieur au diamètre extérieur de la douille de référence.
   6. Insérez la douille de référence plaquée or dans le trou pilote, fixez-la avec de la colle au cyanoacrylate, et renforcez la jonction avec du ciment dentaire polyvalent aux UV. Durcez le ciment dentaire avec une lampe de durcissement à diode électrolumineuse (LED) de 405 nm pendant 1 minute.
8. Implantation de la plaque frontale
   1. Placez une petite quantité de ciment dentaire polyvalent aux UV sur l’apex de l’os rostral exposé (le point le plus proche du nez) pour servir de support de nivellement.
   2. Posez la plaque de tête sur le crâne de sorte qu’un bord repose sur l’échafaudage en ciment dentaire durci autour de la douille de référence (étape 2.7.6), et que le bord opposé repose sur le tambage de ciment rostral frais.
   3. Alignez la plaque de direction de façon à ce que son axe long soit centré sur la ligne médiane sagittale et que ses deux poignées de fixation s’étendent perpendiculairement (90°) à l’axe médian. Durcez le composite sous la lumière UV pour verrouiller la plaque frontale en place.
   4. Renforcez la structure en appliquant successivement des couches successives de ciment dentaire polyvalent UV d’environ 1 mm d’épaisseur autour de la base de la plaque de tête, encerclant l’os gravé et la cavité de référence, jusqu’à ce qu’un enclos continu et scellé soit formé autour du périmètre de la future fenêtre crânienne.
   5. Durcir chaque incrément séparément avec un stylo durcisseur LED de 405 nm pendant 40 s à une distance de travail de 1 à 2 cm, assurant une polymérisation complète avant d’appliquer la couche suivante. Assurez-vous que le mur en ciment fini s’étend à fleur de la surface supérieure de la plaque de tête et enferme complètement le périmètre des os exposés sans se superposer sur la zone marquée de la fenêtre.
9. Laissez la souris récupérer de l’anesthésie. Ramenez la souris dans sa cage d’origine pendant au moins 48 heures.
10. Avant de passer à la section 3, vérifiez que l’animal est revenu à moins de 5 % de son poids corporel préopératoire et qu’il n’y a aucun signe de douleur sur l’échelle de grimace de^{souris 20}. Si l’un de ces critères n’est pas rempli, prolongez la période de récupération jusqu’à ce qu’ils soient satisfaits.
    REMARQUE : Ce plan par étapes avec un intervalle de récupération inter-chirurgicale est crucial. Elle permet à l’animal de se remettre du stress physiologique initial et de l’inflammation avant la craniotomie, ce qui a été démontré pour améliorer les taux de réussite chirurgicale et la santé à long terme de l’implant ; Un minimum de 48 heures est utilisé ici, et un implant crânien à étapes avec un intervalle de récupération de plusieurs jours entre la fixation de la plaque de tête et la craniotomie a démontré qu’il réduit l’inflammation périopératoire et améliore la qualité de la préparation^{à long terme 14}.

3. Phase 2 : Création chronique de fenêtres crâniennes

1. Préparation préopératoire
   1. Préparez la zone chirurgicale et les instruments comme décrit à la section 1.
   2. Réanesthésiez la souris avec de l’isoflurane (induction 4 %, entretien 1,5–2,5 %)
   3. Positionnez la souris dans le cadre stéréotaxique décrit à l’étape 2.1.4.
   4. Administrez les médicaments préopératoires aux mêmes doses décrites à l’étape 2.1, à l’exception de l’anesthésique local lidocaïne-épinéphrine (la peau du cuir chevelu a déjà été retirée en phase A, elle n’est donc plus applicable).
2. Percer la fenêtre
   1. Commencez à amincir l’os avec une perceuse dentaire le long du contour rectangulaire indiqué à la Phase 1 (étape 2.4). Commencez à 25 000 tr/min avec le dispositif de forage maintenu perpendiculairement (≈ 90 °) à la surface de l’os et effectuez un ou deux passages légèrement plus profonds le long des bords rectangulaires pour établir une rainure de coupe initiale.
      REMARQUE : La vitesse de départ de la foreuse peut être ajustée au niveau d’expérience de l’opérateur.
   2. On perçe des rainures (d’environ 0,2 à 0,3 mm de profondeur) dans l’os et le ciment dentaire adjacent à la fenêtre crânienne aux deux coordonnées d’insertion de la sonde indiquées à l’étape 2.5.
      REMARQUE : Ces sillons servent de repères visuels persistants qui restent visibles après le retrait du lambeau osseux et servent à repositionner les sondes intracrâniennes de manière reproductible lors des séances électrophysiologiques ultérieures.
   3. Appliquer régulièrement du liquide céphalorachidien artificiel stérile (ACSF ; préparé selon la recette contenant de la céfazoline de Goldey et ^al.14) régulièrement tout au long du forage afin d’éviter les dommages thermiques au cortex sous-jacent et de minimiser les^{saignements 14}.
   4. Réduisez progressivement la vitesse de la perceuse à 20 000 tr/min à mesure que l’os s’amincit, et inclinez la pièce à main à ≈ 45°, permettant à l’opérateur de stabiliser la perceuse contre la main et de passer à des mouvements plus doux et contrôlés.
3. Retrait du lambeau osseux (étape critique)
   1. Continuez à percer le long du périmètre rectangulaire jusqu’à ce que l’os à l’intérieur du contour soit aminci à environ 90 %. Ne percez pas complètement le crâne.
   2. Confirmez l’épaisseur osseuse restante à l’aide de deux contrôles complémentaires :
      1. Sous le microscope binoculaire, tapotez doucement le bord de l’étagère osseuse amincie avec un instrument émoussant. L’ampleur de la déflexion produite par un léger coup donne une indication directe de l’épaisseur osseuse résiduelle.
      2. Appliquez de l’ACSF glacé sur la fenêtre percée et inspectez immédiatement avec les jumelles : pendant les 20 à 30 premières secondes, avant que l’ACSF ne pénètre dans l’os, la couche liquide renforce nettement le contraste visuel, résolvant les capillaires corticaux sous-jacents là où l’os a été aminci près de la dure-mère, tandis que les régions d’épaisseur résiduelle restent relativement opaques sous le liquide. Une fois que le lambeau apparaît uniformément translucide et manifestement flexible, on passe à l’étape 3.3.3.
   3. Passez au crochet en dure-mère courbé fin, qui se termine par une pointe courbée à 90°. Insérez la pointe sous le bord de l’os aminci avec une extrême prudence, à un angle d’environ 15° par rapport à la surface osseuse, puis faites glisser le crochet le long du périmètre de la fenêtre, détachant soigneusement le lambeau osseux du crâne environnant et des tissus sous-jacents.
   4. On progresse progressivement d’un coin à l’autre le long des côtés latéraux des deux côtés, puis on avance enfin des coins vers le centre du rectangle jusqu’à ce que tout le périmètre soit détaché de la dure-mère sous-jacente.
   5. N’appliquez aucune pression vers le bas sur le crochet de la dure-mère pendant le glissement, et évitez de toucher le cerveau.
      REMARQUE : Alterner entre des coins diagonalement opposés à un angle de crochet faible répartit la contrainte mécanique uniformément autour du lambeau osseuse. Cette stratégie prévient les déchirures durales et préserve la santé à long terme du tissu cérébral sous-jacent.
   6. Ne forcez aucun mouvement si le crochet rencontre une résistance focale à un coin. Au lieu de cela, abaissez le lambeau et revenez à l’étape 3.4 pour affiner davantage la région adhérente.
      1. Si une déchirure durale survient, interrompez la procédure pour cet animal (reconnue par une promonture focale soudaine, une infiltration de liquide teintée de rose ou un saignement artériel rouge vif qui ne disparaît pas après avoir inondé la cavité de la plaque frontale trois fois avec de l’ACSF glacé, laissant chaque lavage reposer pendant 30 secondes).
         REMARQUE : Un décollement réussi est indiqué par le volet osseux qui devient uniformément mobile sur tout son périmètre, sans bombement dural visible et seulement quelques saignements capillaires mineurs.
   7. Soulevez délicatement le lambeau osseux détaché avec le dure-mère dans une direction postérieure vers l’avant à environ 35° au-dessus de la surface du crâne.
   8. Saisis le bord soulevé avec la pince et balance-le doucement à gauche et à droite jusqu’à ce que la plaque se détache complètement. Si la plaque présente une résistance à un coin, remettez-la en place et revenez à l’étape 3.3.4 pour amincir la zone adhérente avant de tenter de la retirer à nouveau ; Une telle résistance indique une section osseuse localement sous-amincie.
   9. Nettoyez doucement la zone exposée du sang coagulé avec des lavages répétés d’ACSF glacé.
   10. Vérifiez que la dure-mère est intacte et transparente avant de procéder.
       REMARQUE : Un soulèvement lent et progressif depuis le bord postérieur est essentiel pour minimiser le risque de blessure des sinus veineux supérieurs supérieurs et transverses sous-jacents ainsi que de la surface corticale.
4. Scellement de la fenêtre crânienne
   1. Placez une membrane PDMS stérile préfabriquée (préparée dans la section 1) directement sur la surface durale une fois le saignement diminué. Lorsqu’elle est correctement dimensionnée, elle couvre la fenêtre avec précision et adhère passivement à la dure-mère, la maintenant à plat contre le cerveau.
   2. Absorbez les résidus de l’ACSF du périmètre de la fenêtre avec une lingette non fibreuse.
      REMARQUE : La lingette ne doit jamais entrer en contact avec la dura-mère exposée, et une technique strictement aseptique (opérateur stérile, outils et champ) doit être maintenue tout au long du processus, car la fenêtre est rouverte à plusieurs reprises, et toute contamination introduite à cette étape compromettra les enregistrements longitudinaux ultérieurs.
   3. Préparez le mastic élastomère en silicone à deux composants selon les instructions du fabricant et appliquez l’élastomère mixte dans les 30 secondes suivant la distribution pour combler chaque crevasse entre l’enceinte en ciment dentaire et le bord intérieur de la plaque frontale, en entourant et chevauchant complètement les bords de la membrane PDMS.
   4. Laissez l’élastomère durcir environ 2 minutes (ou le temps indiqué par le fabricant). Assurez-vous que le joint durci est continu, étanche au liquide tout en restant mécaniquement amovible au début de chaque session d’enregistrement.
   5. Fixez un capuchon protecteur personnalisé imprimé en 3D sur la plaque de direction avec une petite quantité de colle au cyanoacrylate pour protéger la fenêtre entre les sessions d’enregistrement.
   6. Laissez la souris récupérer de l’anesthésie et ramenez-la dans sa cage d’origine pour un logement individuel afin d’éviter les dommages à l’implant.

4. Soins post-opératoires et habituation

1. Surveillez de près la santé de la souris pendant au moins 2 jours après l’opération. Administrez des analgésiques supplémentaires (s.c.) pendant 2 jours après l’opération si la souris montre des signes de douleur selon l’échelle de grimace^{de la souris 20}.
2. Laissez la souris se rétablir sans être dérangée pendant au moins 4 jours après l’opération. Ensuite, commencez une période d’habituation de 5 jours d’une durée progressivement croissante : 5 minutes le jour 1, suivies de 15, 30, 45 et 60 minutes les jours 2, 3, 4 et 5 respectivement, pour habituer la souris à la manipulation et à la plateforme d’enregistrement de la fixation de la tête.
   REMARQUE : L’œdème tissulaire post-craniotomie et l’inflammation locale peuvent persister jusqu’à deux^{semaines 21}. Lorsque le calendrier expérimental le permet, une période de récupération prolongée avant la première session d’enregistrement est donc conseillée. Avant la première séance d’enregistrement, vérifiez que la fenêtre crânienne est claire et dépourvue d’opacité ou de tissu fibreux sous le microscope binoculaire, et que le poids et le comportement de l’animal sont normaux.

5. Procédure pour les enregistrements électrophysiologiques longitudinaux

1. Placer l’animal sur la plateforme d’enregistrement
   1. Placez la souris sur la plateforme d’enregistrement et guidez les pinces de fixation de la tête de la souris. Assurez-vous que la hauteur a été préajustée afin de préserver la posture naturelle debout de l’animal lors de la fixation de la tête.
      REMARQUE : Si la souris résiste persistamment à la fixation de la tête, ne forcez pas la procédure. Ramenez l’animal dans sa cage d’origine et prolongez la phase d’habituation (section 4) d’une ou deux séances supplémentaires avant de recommencer la fixation.
   2. Serrez les vis de verrouillage de la serre.
   3. Faites tremper la lame circulaire microchirurgicale émoussée dans 80 % d’éthanol immédiatement avant utilisation.
   4. Insérez la lame entre le capuchon imprimé en 3D et la surface supérieure de la plaque frontale, en gardant la lame presque parallèle à la surface de la plaque frontale. Ne jamais faire avancer la lame au-delà du bord intérieur de l’ouverture de la plaque frontale, afin d’éviter tout risque de contact avec le cerveau.
      REMARQUE : Le capuchon est intentionnellement imprimé dans une résine transparente afin que la profondeur de la lame reste visible partout.
   5. Progressez autour du bouchon avec de légers mouvements de mouvement gauche-droite qui fendent progressivement la couche adhésive.
   6. Utilisez des pinces fines à disséquer pour soulever le bouchon et jetérez-le une fois qu’il est complètement libéré.
   7. Saisir le bord extérieur du joint en élastomère en silicium et soulevez-le lentement du côté caudal vers le côté rostral. Le joint en élastomère et la membrane PDMS sous-jacente se détachent ensemble en une seule unité, exposant une dure-mère intacte.
   8. Gardez le cerveau humide en appliquant quelques gouttes d’ACSF.
2. Placement des dispositifs d’enregistrement
   1. Monter le réseau μECoG sur un bras articulant à base magnétique ; Ajustez le cadran de friction du bras en fonction de l’expérience de l’opérateur, les opérateurs expérimentés préférant un réglage à faible friction qui préserve le contrôle moteur fin lors du positionnement.
   2. Guider l’ensemble de façon à ce que la face de son électrode atterrisse perpendiculairement (90°) à la surface corticale le long du bord droit de la fenêtre crânienne ; Une fois bien positionné, serrez le cadran de friction pour fixer le bras.
   3. Utilisez un outil pointu en silicone pour tapoter doucement le câble ruban plat de l’array vers le bas sur la surface supérieure de la plaque de tête, de sorte que le câble s’ajuste en conformité avec la tête et que l’ensemble lui-même se pose à plat contre la dure-mère, où l’ACSF résiduel assure une adhésion passive. Comme la fenêtre crânienne est dimensionnée pour accueillir le réseau à deux sous-grilles dans une seule orientation, l’alignement grossier est facilement détectable.
   4. Effectuez les ajustements finaux avec l’outil en silicone, en poussant latéralement le réseau jusqu’à ce que la ligne médiane sagittale soit clairement centrée dans le réseau semi-transparent.
      REMARQUE : La grille translucide μECoG expose le sinus sagittal comme un indice d’alignement anatomique non ambigu qui reste visible à travers l’ensemble, permettant de reproduire le même décalage latéral à travers les sessions longitudinales. L’array est positionné pour recouvrir le cortex cingulaire antérieur (ACC) bilatéralement dans sa moitié rostrale et le cortex rétrosplénial (RSP) bilatéralement dans sa moitié caudale, couvrant ainsi les nœuds DMN ciblés dans cette étude. Un logiciel d’analyse open source (ephy_spatial_fidelity-toolkit, disponible à https://github.com/RazBalin/ephy_spatial_fidelity-toolkit) quantifie la dérive de placement de la grille d’une session à l’autre à partir d’enregistrements conservateurs.
   5. Connectez le fil de référence μECoG à la douille de référence plaquée or implantée à l’étape 2.7.
      REMARQUE : En tant que contrôle qualité optionnel avant la session, obtenez un bref enregistrement avec les sondes et le réseau immergés dans un tube conique de 50 mL d’ACSF afin de confirmer que la cage de Faraday atténue efficacement les interférences électromagnétiques environnementales avant de procéder à l’enregistrement in vivo .
   6. Positionnez la sonde caudale à électrode intracrânienne à haute densité sur un bras micromanipulateur orienté perpendiculairement (≈ 90°) à la surface du cerveau et la sonde rostrale à électrode intracrânienne haute densité sur un second bras incliné à 50°.
   7. Au microscope binoculaire, avancez chaque sonde à environ 1 mm au-dessus de la dure-mère et alignez l’axe Y de chaque sonde avec la rainure de guide gravée correspondante usinée à l’étape 3.2.4.
   8. Enregistrer par note écrite ou par photographie à travers la jumelle, où la grille d’électrodes μECoG se trouve immédiatement à côté du point d’entrée prévu de chaque sonde.
      REMARQUE : Lorsque la chirurgie est correctement réalisée et qu’aucun œdème cortical n’est présent, l’espacement entre le bord osseux et l’array μECoG est minime, rendant la sélection du point d’entrée sans ambiguïté. Pour une précision spatiale maximale sur les sessions longitudinales, capturez une photographie du cortex exposé avec l’array en place et identifiez un vaisseau pial distinctif dans la région étroite entre le bord osseux et le réseau μECoG. Cette image, annotée avec le vaisseau de référence et sa position relative par rapport aux tampons μECoG, sert de carte de référence session à session pour reproduire le même point d’entrée lors des jours d’enregistrement suivants.
   9. Rétractez chaque sonde vers le haut d’environ 15 mm une fois que la correspondance sonde-pad a été enregistrée pour protéger la tige d’électrode fragile lors de la ponction durale.
   10. Fabriquez l’outil de ponction durale en fixant une aiguille hypodermique stérile de 30 G sur la pointe d’un applicateur à pointe de coton et en pliant la pointe de l’aiguille à 90° avec des pinces fines non dentées.
   11. Guidez lentement l’outil de perforation sur la plaque de la tête. En regardant à travers les jumelles, comptez les tampons d’électrodes μECoG pour aligner l’outil avec la coordonnée d’entrée enregistrée. Abaissez la pointe courbée vers la surface durale de sorte que la pointe de coupe approche la dure-mère à 90° tandis que la tige de l’outil est maintenue parallèlement à l’axe long du dos de la souris.
   12. Avancez la pointe d’environ 1 mm sous le plan dural et rétractez-la. Un léger saignement transitoire au niveau de la perforation est attendu ; Séchez-la avec le coin torsadé d’une lingette non fibreuse.
   13. Abaisser chaque sonde d’électrode intracrânienne à haute densité à la surface durale sous observation binoculaire continue immédiatement après la perforation. Si la perforation est placée précisément, la sonde glisse à travers la perforation en douceur, sans déviation de la tige.
   14. Descendez progressivement chaque sonde jusqu’à la profondeur cible de 5 mm sous la dure-dure-mère à une vitesse contrôlée d’environ 0,1 mm/s ou^{plus lente de 22}.
   15. Laissez les sondes se stabiliser mécaniquement pendant 10 minutes avant d’initier l’acquisition des données.
       REMARQUE : La petite perforation durale créée par l’aiguille de 30 G se referme automatiquement en quelques minutes ; par conséquent, l’insertion de la sonde doit suivre la ponction sans délai.
3. Acquisition de données
   1. Commencez l’acquisition des données.
      REMARQUE : Les signaux μECoG sont amplifiés par quatre headstages numériques de 128 canaux connectés via des câbles d’interface SPI à une carte d’acquisition open source, tandis que les deux sondes d’électrodes intracrâniennes à haute densité sont acquises via un module d’acquisition dédié à sonde à haute densité logé dans un châssis d’instrumentation modulaire, accompagné de modules multifonctions d’entrée/sortie et d’acquisition de données pour la synchronisation et la signalisation numérique. Une horloge maîtresse TTL commune est générée par la carte d’acquisition μECoG open source et distribuée sous forme de ligne de synchronisation matérielle sur le châssis d’acquisition de la sonde (via son module d’E/S multifonction), de sorte que les deux flux d’acquisition partagent une base temporelle alignée sur l’échantillon. Tous les flux de données sont enregistrés de manière synchrone via l’interface graphique du système d’acquisition ; les modèles matériels complets et les numéros de catalogue sont listés dans le tableau des matériaux.
   2. À la fin de la séance d’enregistrement, libérez 0,5 mL d’ACSF sur les grilles μECoG, puis rétractez chaque sonde d’électrode intracrânienne à haute densité à la même vitesse que pour l’insertion (≈6 mm/min) et retirez doucement le réseau μECoG.
   3. Nettoyez les sondes et le réseau en les faisant tremper pendant 45 minutes dans une solution enzymatique fraîchement préparée à 1 % (p/v).
   4. Après le trempage enzymatique dans le détergent, rincez les électrodes par trois plongées successives dans de l’eau purifiée par osmose inverse, en utilisant un nouveau tube pour chaque rinçage.
   5. Remplacez la membrane PDMS par une feuille stérile neuve comme à l’étape 3.4.1.
   6. Réappliquez le mastic élastomère (étape 3.4.3–3.4.4) et fixez un nouveau bouchon protecteur imprimé en 3D (étape 3.4.5).
   7. Laissez l’assemblage re-scellé sécher à l’air pendant 5 minutes avant de remettre la souris dans sa cage d’origine. La procédure peut être répétée sur plusieurs sessions d’enregistrement sur plusieurs semaines.

Résultats

Une chirurgie réussie se traduit par une fenêtre claire et transparente au-dessus du cortex, avec une vascularisation visible et des signes minimes d’inflammation ou d’infection. Cette clarté peut être maintenue pendant plus de 21 jours (Figure 1), permettant des études longitudinales à long terme. La robustesse de l’implant se manifeste par sa capacité à rester stable même tout au long d’un paradigme chronique d’administration de corticostérone de 21 jours,...

Discussion

Ce rapport détaille un protocole chirurgical en deux phases, préservant la dure-dura, qui offre une méthode fiable et très efficace pour créer une fenêtre crânienne grande, chronique et refermable chez la souris. L’importance de cette technique va au-delà de la taille de la fenêtre. Son principal avantage est la capacité d’interroger simultanément et à plusieurs échelles des réseaux cérébraux à grande échelle sur des échelles de temps longitudinales. En combinant des grilles μECoG de sur...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
& micro ; Réseau ECoG & mdash ; 512 canaux personnalisés (2 et 256 ch)	NeuroNexus	E256-200-30-80	Emballage : IH256. Deux 16 et 16 fois ; 16 sous-grilles (chacune de 3,3 mm et multipliées par 3,5 mm) ; 200 & mu ; hauteur m ; 80 & mu ; diamètre de l’électrode m. Enregistrements DMN de surface.
Bras micromanipulateur gauche à 3 axes	Instruments de précision mondiaux (WPI)	504926	10 & mu ; résolution m ; affichage numérique ; utilisé pour le positionnement de la plaque frontale/sonde pendant la chirurgie
Bouchon protecteur imprimé en 3D	En interne (Anycubic Photon Mono 4K)	N/A	Conception sur mesure ; imprimé dans une résine UV haute transparence Anycubic ; Fichier STL disponible sur https://github.com/RazBalin/ProtectiveDMN_Cap
Acétone (qualité de laboratoire)	Sigma-Aldrich	179973	Dégraissage de la surface du crâne et retrait du périoste avant l’application de l’adhésif
Adson Dura Hook 5 mm (Fine Dura Hook)	gSource	gS 25.2570	Utilisé pour détacher la plaque osseuse de la dure-mère le long du périmètre ; fabriqué à partir de fil de tungstène fin ou similaire
Résine UV Anycubic High Clear	Anycubic	STMGCL-102B  ;	Résine photopolymère utilisée avec l’imprimante Anycubic Photon Mono 4K pour les capuchons de protection imprimés en 3D
Imprimante résine 3D Anycubic Photon Mono	Anycubic	PHOTON-MONO-4K	Utilisé pour imprimer des capuchons de fenêtre protecteurs en résine haute transparente Anycubic
Lavage & Résine UV Anycubic Machine de Guérison 2.0	Anycubic	285-550	Lavage post-impression et durcissement UV des condensateurs imprimés en 3D
Bras articulant avec base magnétique (et les temps ; 2)	Outils Haas	09-0535	Avant de tenir et micro ; Sous-grilles ECoG en place sur la surface corticale lors des enregistrements
LCR artificiel (aCSF)	Préparation interne	N/A (En interne)	recette d’aCSF : 124 mM NaCl, 3 mM de KCl, 26 mM de NaHCO3, 2 mM de CaCl2, 1 mM de MgSO<4/sub>, 1,25 mM KH2PO4, 10 mM de D-glucose ; oxygéner avec 95 % d’O2 / 5 % de CO2 immédiatement après la préparation. Numéros de catalogue listés séparément.
Lame microchirurgicale émoussée (scalpel circulaire) & nbsp ;	Iogen	374769	Utilisé pour le grattage de la surface du crâne et le retrait du capuchon
Buprénorphine (Temgesic)	Indivior	BE-112515	analgésique opioïde ; 0,05 mg/kg de s.c. préopératoire
Souris C57BL/6JRj	Janvier Labs		Homme ou femme ; Minimum 10 semaines, >20 g de poids corporel au moment de l’opération
Chlorure de calcium dihydré (CaCl2& middot ; 2H2O)	Sigma-Aldrich	C-7902	2 mM ; MW 147.02 ; 0,29 g/L. Préparé comme Ca & times ; 100 actions. Composante de l’aCSF interne.
Carprofène (Rimadyl)	Santé animale de Zoetis	RXRIM-INJ&NBSP ;	Analgésique AINS ; 5 mg/kg de préopératoire
Corticostérone	Sigma-Aldrich	C2505	Dissolvus dans de l’eau potable pour un modèle de stress chronique / dépression sur 21 jours
Coton-tige	; Fisherbrand	; 22-363-157  ;	Sert de poignée pour un dispositif de dure-ponction à 30 g et pour dégraisser la surface du crâne avec de l’acétone
Colle à la cyanoacrylate & mdash ; Loctite 401	Adhésifs Henkel	Loctite 401	Cyanoacrylate à viscosité fine ; Utilisé pour l’apprêt de surface du crâne, la fixation de plaques de tête et de capuchons
Perceuse dentaire & mdash ; Prédon K.1070	Prédominance	K.1070	Perceuse rotative à arbre flexible ; Utilisé pour l’amincissement de craniotomies et le forage de trous pilotes
Dexaméthasone	Dopharma	1DEX004	anti-inflammatoire corticostéroïde ; 2 mg/kg de c.s. préopératoire
D-glucose	Sigma-Aldrich	G-7021	10 mM ; MW 180.20 ; 1,80 g/L. Préparé en glycémie et multipliés ; 100 actions. Composante de l’aCSF interne.
Mèche de foret en acier Bur rond 1/007W	Hager & Meisinger	18089	Utilisé pour le site de référence et la fenêtre crânienne
Éthanol 80 % (v/v) - Dilutus A12t	Berner	13221132	Trempage préopératoire des instruments chirurgicaux et de la cagoule laminaire chirurgicale pour la stérilisation
Appareil d’évacuation des gaz	Sciences de la vie RWD	R546W	Évacue les gaz anesthésiques dans la zone chirurgicale
Douille de référence plaquée or	DigiKey	310-13-102-41-001000	Implanté au-dessus du cerveville gauche ; sert de terre/référence ECoG
GRANT Nettoyeur ultrasonore & mdash ; Modèle 17002A	GRANT Instruments	17002A	EAN : 4064343191654. Bain ultrasonique à eau chaude ; utilisé avec le TICKOPUR TR 3 pour le nettoyage des instruments
Bouillotte et mdash ; Supertech TMP-5B	Supertech	TMP-5B	Maintient la température corporelle à 37 °C ; C pendant toute l’anesthésie
Isoflurane	Piramal Healthcare	66794-017-25	Anesthésique par inhalation ; induction 4 %, entretien 1,5 & nDash ; 2.5%
Kimtech Science, lingettes de précision (tissu non fibreux)	KIMBERLY CLARK	7552	Utilisé avec une pointe pointue pour sécher l’ACSF résiduel et aider l’adhésion de la membrane PDMS à la dure-mère
Scellant élastomère stérile Kwik-Cast	Instruments de précision mondiaux (WPI)	KWIK-CAST-s	Modèle : KWIK-CAST-S. silicone biocompatible ; utilisé pour créer un joint amovible autour de la membrane PDMS.  ;
Stylo UV LED 405 nm	CureUV	514424-405	Utilisé pour guérir le ciment dentaire activé par UV (C-Ram total) lors de l’implantation
Solution de lidocaïne-épinéphrine	Orion Pharma	05 10 31	Anesthésie locale ; Injection de s.c. sous la peau du cuir chevelu
Sulfate de magnésium heptahydrate (MgSO4· ; 7H2O)	Sigma-Aldrich	M-7774	1 mM ; MW 246,48 ; 0,25 g/L. Préparé en mg & temps ; 100 actions. Composante de l’aCSF interne.
Plaque frontale métallique & mdash ; Neurotar modèle 13	Neurotar	Modèle 13	plaque frontale en titane ; ouverture ronde de 11 mm de diamètre ; fixé au crâne avec du cyanoacrylate et du ciment dentaire
Adaptateur headstage NeuroNexus :)	NeuroNexus	IH256 personnalisé 64 et jours ; 4 Molex  ;	Carte adaptatrice personnalisée ; sandwiches chacun et micro ; Sous-grille ECoG entre deux headstages Intan RHD 128-ch
Sonde Neuropixels 1.0 avec capuchon métallique (& times ; 2)	IMEC	PRB_1_4_0480_1_C	960 sites d’enregistrement ; Tige de 10 mm. Une sonde cible la colonne hippocampique-thalamique-visuelle, l’autre la colonne mPFC
Châssis NI PXIe-1083	Instruments nationaux	PXIe-1083	Châssis PXI Express à 9 emplacements abritant le module Neuropixels et les cartes NI DAQ
Module multifonction d’E/S NI PXIe-3839	Instruments nationaux	PXIe-3839	Installé sur châssis NI PXIe-1083 ; utilisé pour la synchronisation et les entrées/sorties auxiliaires
DAQ multifonction NI PXIe-6363	Instruments nationaux	PXIe-6363	Installé sur châssis NI PXIe-1083 ; E/S analogique et numérique pour la synchronisation
Nova Microcinerator -  ; Stérilisateur infrarouge	Argos Tech	S3022	Utilisé pour la stérilisation rapide de tout instrument pouvant toucher des tissus cérébraux exposés
Microscope binoculaire stéréo Olympus SZ51	Olympe	SZ51	Visualisation chirurgicale ; utilisé tout au long des étapes de craniotomie et d’implantation
Carte d’acquisition Open Ephys (One Box, 1ère génération)	Open Ephys	OEPS-9029	Réceptions & micro ; Flux de données ECoG via SPI ; matériel open source. Voir open-ephys.org
Open Ephys GUI	Open Ephys	N/A (open source)	Logiciel gratuit et open source pour l’acquisition d’électrophysiologie. Disponible sur : open-ephys.org
Chlorure de potassium (KCl)	Sigma-Aldrich	P-5405	3 mM ; MW 74.55 ; 0,22 g/L. Composant de l’aCSF interne.
Phosphate de dihydrogène de potassium (KH2PO4)	Sigma-Aldrich	P-5655	1,25 mM ; MW 136.09 ; 0,17 g/L. Composante de l’aCSF interne (Klebs & times ; 10 actions).
Solution de povidone-iode (BETADINE)	Takeda	45 70 28	Désinfectant topique pour la préparation chirurgicale sur le terrain
Module d’acquisition PXIe	Neuropixels	PXIE_1000	module au format PXI pour l’acquisition de données Neuropixels 1.0 ; installé dans un châssis NI PXIe-1083
Connecteur de prise de référence	DigiKey	342-10-102-00-591000	Connecteur d’accouplement correspondant pour la douille de référence ci-dessus ; confirmer le numéro de pièce avec DigiKey
RHD 128 canaux headstage (et horaires ; 4)	Intan Technologies	RHD 128	Deux étapes principales par & micro ; Sous-grille ECoG ; Confirmer le modèle (par exemple, RHD2132 ou RHD2164)
Câble d’interface RHD SPI, 0,9 m	Intan Technologies / Open Ephys	C3203	Câble SPI standard reliant les headstages RHD à la boîte d’acquisition Open Ephys
Pompe à air RWD	Sciences de la vie RWD	R510-29	Assure la circulation de l’air via le circuit d’anesthésie
Vaporisateur d’anesthésie animale RWD	Sciences de la vie RWD	R5835	Vaporisateur d’isoflurane de précision pour l’induction et le maintien de l’anesthésie
Scalpel Blade #11	Swann Morton	SM0103	Utilisé pour graver des motifs croisés sur la surface du crâne afin d’améliorer la prise adhésive
Tondeuse de petits animaux - GT416	Aesculap Schermaschinen GmbH	D-98528H	Utilisé pour tailler le cuir chevelu avant la chirurgie
Bicarbonate de sodium (NaHCO3)	Sigma-Aldrich	S-5761	26 mM ; MW 84.01 ; 2,18 g/L. Composant de l’aCSF interne.
Chlorure de sodium (NaCl)	Sigma-Aldrich	S-5886	124 mM ; MW 58.44 ; 7,25 g/L. Composant de l’aCSF interne.
SOL-M (aiguille hypodermique stérile 30 G)	Sol-Millénaire Europe	113005	Courbées à 90 et degrés ; à la pointe et fixé sur un tige-coton pour créer un dispositif de ponction à dure-mère
Bras manipulateur standard, 3 axes GAUCHE (Stoelting)	Stoelting Co.	51604	Utilisé pour l’insertion de la sonde Neuropixels lors des sessions d’enregistrement
Bras manipulateur standard, 3 axes DROIT (Stoelting)	Stoelting Co.	51606	Utilisé pour l’insertion de la sonde Neuropixels lors des sessions d’enregistrement
Cadre stéréotaxique &mdash ; RWD F67001	Sciences de la vie RWD	F67001	cadre stéréotaxique standard ; Utilisé pour la stabilisation de la tête et la pose de l’implant référencée par coordonnées
Stylo de peau au marqueur chirurgical avec règle (encre violette)	Fannin	SM0372	Marqueur cutané chirurgical biocompatible à base de gentiane et violet, utilisé pour définir la craniotomie prévue et l’empreinte de l’implant sur l’os. Résistant à l’amorçage au cyanoacrylate (Loctite 401) et reste visible grâce au dégraissement du crâne et à la fixation de la plae de la tête, permettant un transfert fiable des coordonnées stéréotaxiques à la surface osseuse.
Kit d’élastomère en silicone SYLGARD 184 (PDMS)	Dow (Allemagne)	1673921	Polydiméthylsiloxane ; coulé dans la finesse (< membranes de 1 mm ; placé sur la surface durale pour protéger le cerveau
Détergent enzymatique Tergazyme	Alconox	1304-1	Nettoyant à base de protéase utilisé à 1 % (p/v) dans de l’eau osmoside tiède pour le nettoyage des électrodes après la séance (45 minutes de trempage, puis triple rinçage dans de l’eau purifiée).
Ciment dentaire UV Total C-Ram Automix (Blanc)	Itena	R301950	Modèle : TTCRAM-BLC. résine dentaire curable aux UV ; Utilisé pour le renforcement de la plaque de tête et la fixation de douille
Solution de nettoyage ultrasonique (TICKOPUR TR 3)	;Dr. H. Stamm GmbH	TR-3-913  ;	Concentré à base d’acide citrique ; Utilisé dans le bain ultrasonique pour le nettoyage post-chirurgical des instruments
Gel pour les yeux Viscotears 2 mg/g	Alcon	503849	Pommade lubrifiante oculaire à base de carbomer ; appliquée sur les cornées pendant l’anesthésie pour éviter le séchage
Écran LCD Zeiss à source de lumière froide KL1500	Carl Zeiss	KL1500 LCD	Enluminage à froid par fibre optique pour le champ chirurgical ; Prévient les dommages thermiques