Essai de cytométrie en flux multiplex basé sur billes pour le profilage fonctionnel des cellules CAR T

Résumé

Cet article présente un test de cytométrie en flux multiplex basé sur des billes pour quantifier jusqu’à 12 cytokines et molécules effectrices provenant de surnatants dérivés des cellules T du récepteur chimérique antigénique (CAR)-T, permettant une analyse rapide et reproductible de la fonctionnalité des lymphocytes T modifiés avec de petits volumes d’échantillons.

Résumé

Le profilage des cellules CAR T présente des défis en raison de leur hétérogénéité, de leurs réponses immunitaires complexes et de leur disponibilité limitée des échantillons. Les tests multiplex permettent une évaluation fonctionnelle en permettant la détection simultanée d’un large éventail de molécules effectrices, y compris les cytokines, les chimiokines et les médiateurs cytotoxiques. Ici, nous décrivons un test multiplex basé sur des billes compatible avec la cytométrie en flux pour l’analyse de la sécrétion de molécules effectrices par les cellules T du récepteur chimérique des antigènes (CAR)-T humains. Les supernadants des cellules T CAR sont incubés avec un mélange de billes de capture comprenant plusieurs populations codées par fluorescence, couplées à des anticorps spécifiques à l’analyte. Ces billes lient des cibles solubles dans l’échantillon, formant des complexes billes-analytes qui sont ensuite détectés à l’aide d’anticorps de détection marqués. Le test comprend un panel de médiateurs immunitaires tels que l’interféron (IFN)-γ, l’interleukine (IL)-2, le facteur de nécrose tumorale (TNF)-α, l’IL-6, l’IL-10, le facteur stimulant de colonie granulocyte-macrophages (GM-CSF) et la granzyme B. L’utilisation de normes prédéfinies permet la mesure quantitative de plusieurs analytes à partir d’un seul échantillon. L’acquisition et l’analyse des données peuvent être réalisées à l’aide d’approches de verrouillage automatisées fournies par des logiciels associés à des instruments ou basés sur le web, facilitant ainsi le traitement des données. En conclusion, le test multiplex présenté permet une analyse multiparamétrique de la fonctionnalité des cellules CAR T et peut être appliqué dans des contextes tels que la recherche, les tests de contrôle qualité, les études mécanistiques et la caractérisation fonctionnelle.

Introduction

La caractérisation fonctionnelle est essentielle dans le test des lymphocytes T du récepteur chimérique de l’antigène (CAR) car elle fournit des informations sur la puissance, la sécurité et les mécanismes d’action de ces thérapies. Comprendre les signatures des cytokines et des médiateurs cytotoxiques aide à évaluer l’efficacité thérapeutique et les effets indésirables potentiels, garantissant le développement de traitements sûrs et efficaces. Les tests traditionnels à simple plexe, comme les tests immunosorbants liés par enzymes (ELISA), présentent des limitations, telles que la nécessité de volumes d’échantillons élevés, de longs temps de traitement et des exécutions séparées pour chaque analyte, tout en offrant une plage dynamique limitée au sein des^{échantillons individuels 1,2}. En revanche, les tests multiplex à billes permettent la détection simultanée de plusieurs médiateurs solubles, réduisant ainsi le temps de traitement et les besoins en échantillons tout en augmentant la plage dynamique^{de 1,2}. Cette efficacité et cette profondeur d’analyse font des essais multiplex des outils précieux pour faire progresser la recherche et le développement des cellules CAR^{T 3,4,5}.

Le test multiplex présenté dans cette étude utilise des billes de capture, qui présentent des profils de fluorescence définis dans les canaux de fluorescéine isothiocyanate (FITC) et de phycoérythrine (PE) et sont recouverts d’anticorps spécifiques contre les analytes solubles. Lors de l’incubation avec un échantillon, ces billes lient sélectivement leurs analytes cibles à partir de la solution. Après la capture de l’analyte, des anticorps de détection sont ajoutés pour former des complexes sandwich spécifiques à l’analyte. Ces anticorps sont soit directement conjugués à l’allophycocyanine (APC) (détection directe), soit à la biotine (détection indirecte). Pour une détection indirecte, une incubation ultérieure avec un anticorps antibiotine conjugué à l’APC est nécessaire (Figure 1). Les complexes résultants – comprenant des billes de capture, des analytes et des anticorps de détection – sont analysés par cytométrie en flux afin de quantifier les concentrations d’analytes. Le test multiplex est une technologie basée sur des plaques, incluant des standards prédéfinis utilisés pour générer des courbes standard spécifiques à^{l’analyte 1,2}.

Figure 1 : Principe de la technologie des cytokines et flux de travail du test. Le test repose sur 12 populations de billes de capture codées par fluorescence couplées à des anticorps spécifiques à l’analyte. Lors de l’incubation de l’échantillon, des complexes billes-analytes se forment et peuvent être détectés via cytométrie en flux à l’aide d’anticorps spécifiques de détection. Le flux de travail du test comprend 1) la préparation d’étalons d’analyte et d’échantillons d’intérêt sur une plaque filtrante, 2) l’incubation avec des billes de capture, 3) l’incubation avec des anticorps anti-analytes marqués à la biotine pour former des complexes sandwich, 4) l’incubation avec des anticorps anti-biotine marqués par APC, 5) la resuspension en tampon pour la mesure, et 6) l’acquisition d’échantillons. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Le test multiplex décrit dans cette étude est compatible avec les cytomètres à débit standard équipés d’un blue (par exemple, 488 nm ; canaux FITC et PE) et un laser rouge (par exemple, 635 nm ; canal APC). Comme les cytomètres à flux sont largement disponibles dans les laboratoires de recherche, les milieux cliniques et les environnements de contrôle qualité, cette compatibilité facilite la mise en œuvre sans nécessiter d’instruments spécialisés^{supplémentaires 5}. Dans le contexte des tests de fonctionnalité des cellules CAR T, cette approche permet une évaluation multiparamétrique des réponses fonctionnelles au sein des flux de travail analytiques^{couramment disponibles 6}. Le test offre des avantages significatifs pour la recherche sur les cellules CAR T en permettant la quantification simultanée d’analytes clés, notamment GM-CSF, Granzyme B, interféron (IFN)-γ, interleukine (IL)-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-21, protéine chimiottractante monocytaire 1 (MCP-1), perforine et facteur de nécrose tumorale (TNF)-α (panel de cytotoxicité humaine). Ces médiateurs sont essentiels pour comprendre l’activation des cellules CAR T, la fonction effectrice et la libération de ^{cytokines liées à la sécurité} 4,5,7,8.

Le flux de travail du test comprend des options pour le contrôle automatisé et l’analyse des données utilisant des logiciels associés à l’instrument ainsi que des outils d’analyse web indépendants de^{l’instrument 5}. Ces fonctionnalités permettent un traitement simplifié des données de profilage des molécules effecteurs des cellules CAR T en réduisant l’ampleur des interventions manuelles. L’utilisation de l’analyse automatisée peut contribuer à une meilleure cohérence dans la gestion des données et faciliter une évaluation plus efficace des lectures^{fonctionnelles 8}.

Le protocole actuel décrit une méthode multiplexée reproductible et évolutive pour le profilage des médiateurs immunitaires CAR T. En mesurant 12 analytes différents dans un seul échantillon, cette approche est particulièrement pertinente pour les investigations mécanistes, les recherches en phase initiale et les études concomitantes. Aux stades avancés de la thérapie par cellules CAR T, il peut être bénéfique de réduire le nombre de cytokines mesurées, notamment dans un environnement de contrôle qualité (QC) régulé et sensible au temps pour les tests de libération de médicaments. À cette fin, 1 à 7 cytokines issues du panel présenté peuvent être assemblées pour concevoir un test de cytokines personnalisé validable pour l’analyse des cellules T modifiées. Cela rend le protocole décrit idéalement adapté à des applications variées, tant dans la recherche que dans les contextes de contrôle qualité, aux stades précoces et avancés de la thérapie par cellules^{CAR T} 3,4,5,9.

Protocole

Tous les échantillons humains ont été prélevés auprès de volontaires anonymes en bonne santé après l’obtention d’un consentement éclairé écrit. Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité d’éthique de l’Ärztekammer Nordrhein (#2020272) et exécutées conformément aux réglementations éthiques et de biosécurité requises.

1. Co-culture des cellules CAR T

1. Préparer une culture cellulaire de cellules CAR T humaines modifiées en l’absence et en présence d’antigènes apparentés, par exemple des cellules tumultueuses présentatrices d’antigènes, dans un ratio de 2,5:1 (effecteur : cellules cibles).
2. Définir un ou plusieurs points temporels pour la collecte surnageante afin d’analyser une fois les cytokines sécrétées, ou la cinétique des cytokines sur une période définie, par exemple à 4, 8, 16, 24 et 48 heures.
   REMARQUE : Les surnatants peuvent être utilisés directement ou congelés pour une utilisation ultérieure.

2. Préparation standard et d’échantillon

1. Reconstituez l’étalon analytique en ajoutant 200 μL de tampon ou de milieu de culture cellulaire au pellet et en le mélangeant doucement. Préparez six tubes de réactifs et effectuez une série de dilution 1:5 de l’étalon reconstitué, jusqu’à 3,2 pg/mL ou 0,6 pg/mL (selon l’analyte), puis préparez un blanc.
2. Collectez les supernatants de co-culture CAR T, par exemple, 16 h ou 24 h après la co-culture. En option, prélèvez les cellules CAR T pour le phénotypage parallèle à l’aide de la cytométrie en flux.
3. Centrifugez les échantillons à 10 000 × g pendant 10 minutes à 4 °C. Utilisez les surnatants purs ou diluez-les pour les adapter à la plage de courbes standard.

3. Flux de travail du test

1. Vortex le mélange de billes de capture pour le resuspendre complètement. Ajoutez 50 μL de l’étalon ou de l’échantillon, ainsi que 20 μL de billes pré-diluées, dans les puits d’une plaque filtrante à 96 puits.
2. Incuber pendant 2 heures à température ambiante, en secouant à 450 tr/min, dans le noir. Lavez les puits deux fois avec 200 μL de tampon à l’aide d’un collecteur à vide ou d’une centrifugeuse.
3. Ajouter 100 μL de réactif de détection prédilué 1:50 (dans le tampon). Incuber pendant 1 heure à température ambiante, en secouant à 450 tr/min, dans le noir. Lave-toi deux fois.
4. Ajoutez 100 μL de réactif de détection pré-dilué 2 à 1:50 (dans le tampon). Incuber pendant 30 minutes à température ambiante, en secouant à 450 tr/min, dans le noir. Lave-toi une fois.
5. Pour l’acquisition, resuspendez les échantillons dans 200 μL de tampon. Un aperçu du flux de travail du test est présenté à la Figure 1.

4. Acquisition et analyse des données

1. Acquérir des données sur un cytomètre à flux équipé de lasers bleus et rouges (les canaux PE, FITC et APC sont nécessaires). Lorsque vous travaillez avec des cytomètres à débit MACSQuant, utilisez les modèles Express Mode pour un contrôle de contrôle et une analyse de données entièrement automatisés.
2. Sinon, téléchargez les fichiers de données FSC ou MQD sur l’outil web InspectoR, qui effectue des mesures quantitatives automatisées des cytokines et fournit des résultats prêts à exporter indépendamment de l’instrument utilisé.
3. Assurez-vous de vérifier la bonne séparation des 12 différentes populations de billes de capture dans le canal FITC par rapport au canal PE.
4. Appliquer la courbe standard pour calculer les concentrations de cytokines, puis exporter et visualiser les résultats.
5. Pour l’acquisition de données sur un cytomètre à flux MACSQuant, utilisez le code-barres 2D du flacon des billes de capture, qui contient tous les paramètres d’acquisition pertinents.
   1. Après vous être connecté au logiciel, sélectionnez la plaque de filtre MACSPlex comme rack d’échantillons et cliquez sur le bouton code-barres dans la barre d’outils pour activer le lecteur de code 2D.
   2. Présentez la fiole au lecteur, en veillant à ce que le code fasse face à la lumière clignotante à une distance optimale de 0,5 à 2,5 cm.
   3. Dans l’onglet Autolabel , assignez les billes de capture (MPx Cyt T-NK,h) et NoLabel. Pour les dilutions en série de la norme cytotoxique des cellules T/NK, définissez les positions des groupes et, dans l’onglet Paramètres , sélectionnez Mode Express avec Type : Analyse et Mode : MACSPlex_Standard, en appliquant un mélange doux si nécessaire.
   4. Les échantillons inconnus sont attribués de manière similaire, avec leurs positions définies, un regroupement optionnel, et la sélection de Mode Express, Type : Analyse et Mode : MACSPlex_Sample dans l’onglet Paramètres , incluant les identifiants d’échantillons et descriptions optionnels.
   5. Vérifiez que les définitions des racks sont correctes dans la table d’expérience , assurez-vous que les niveaux de liquide sont corrects dans les puits de la plaque filtrante, puis commencez la mesure.

Résultats

Identification de populations représentatives de billes de capture codant pour 12 analytes solubles

Les populations de billes de capture ont été identifiées à l’aide des canaux FITC et PE du cytomètre en flux. Des groupes de billes distincts représentant des analytes individuels ont été clairement résolus dans le graphique biaxial, notamment IL-10, Granzyme B, MCP-1, IL-17A, Perforin, IL-2, IL-6, IFN-γ, TNF-α, IL-21, IL-4 et GM-CSF (Figure 2). Chaque population présentait une signature de fluorescence unique, confirmant la détection réussie du multiplex et la différenciation claire des cytokines mesurées et des molécules effectrices.

Figure 2 : Détection de populations représentatives de billes de capture multiplex. Les billes de capture contiennent des intensités de fluorescence inhérentes qui peuvent être utilisées pour distinguer les différentes populations spécifiques aux analytes. Le diagramme de points montre la séparation des signaux spécifiques à l’analyte basée sur l’intensité de fluorescence dans les canaux FITC (B1) et PE (B2). L’image montre un profil représentatif des 12 populations de billes de capture codant pour GM-CSF, Granzyme B, IFN-γ, IL-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-21, MCP-1 (CCL2), Perforin et TNF-α. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Profil représentatif de concentration de cytokines des cellules CAR T après co-culture avec des cellules tumorales

Après la co-culture de cellules CAR T avec les cellules cibles tumorales, les concentrations de cytokines ont été quantifiées à l’aide du panel de cytotoxicité humaine du test multiplex (Figure 3). Les cellules CAR T ont sécrété des niveaux élevés de Granzyme B (49 950,2 pg/mL), IFN-γ (48 367,8 pg/mL), TNF-α (7 055,2 pg/mL) et GM-CSF (6 653,5 pg/mL), indiquant une activation puissante et une fonction effectrice cytotoxique en réponse à l’engagement tumoral. Les niveaux d’IL-2 ont dépassé la limite supérieure de détection (>10 000 pg/mL), ce qui correspond à une forte signalisation proliférative. L’échantillon n’a pas été dilué ni remesuré. En revanche, les cytokines associées à des réponses régulatrices ou alternatives des lymphocytes T aidants, notamment IL-6, IL-10, IL-17A, IL-21 et MCP-1, étaient présentes à des niveaux faibles ou presque indétectables. Ces résultats suggèrent que les lymphocytes T CAR ont mené une réponse immunitaire principalement de type 1 (Th1/cytotoxique) caractérisée par une activité effectrice élevée et une production limitée de cytokines immunosuppressives.

Figure 3 : Profil représentatif des cytokines des cellules CAR T après co-culture avec des cellules tumorales. Des lymphocytes T du récepteur chimérique (CAR) modifiés ont été co-cultivés pendant la nuit avec des cellules tumorales JeKo-1. Les surnatants de culture cellulaire ont été prélevés après 16 heures d’incubation puis centrifugés pour éliminer les particules. Les échantillons dilués ont été analysés à l’aide du panel de cytotoxicité humaine du test multiplex. Deux courbes standard ont été réalisées et les concentrations des 12 analytes ont été déterminées. Une donnée représentative produite pour l’analyse et le calcul des concentrations spécifiques à l’analyte à l’aide du mode Express du cytomètre à flux est présentée. Le graphique à barres et le tableau associé montrent les niveaux calculés (picogramme/millilitre) des 12 molécules effectrices. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Cinétique de sécrétion de cytokines des lymphocytes CAR T lors d’une stimulation spécifique à l’antigène

Après la co-culture de cellules CAR T avec des cellules cibles exprimant (antigène⁺) ou dépourvant (antigène⁻) de l’antigène apparenté, la sécrétion de cytokines a été surveillée au fil du temps à l’aide du panel de cytotoxicité humaine du test multiplex. Les cellules CAR T ont montré une libération rapide et robuste de cytokines lors de la reconnaissance des cibles Antigène⁺, avec une forte régulation à la hausse de Granzyme B, IFN-γ, TNF-α, GM-CSF et IL-2 en 8 à 24 heures, atteignant des niveaux maximaux en 48 heures (Figure 4). Ce schéma indique une activation puissante et une fonction effectrice cytotoxique après l’engagement de l’antigène. Des augmentations modérées d’IL-6, IL-17A et IL-21 ont également été observées, tandis que les IL-4, IL-10, MCP-1 et Perforin sont restées faibles ou légèrement élevées. En revanche, les co-cultures avec cibles Antigène⁻ ont montré une induction minimale des cytokines sur tous les analytes (Figure 4). Ensemble, ces données démontrent que l’activation des cellules CAR T et la production de cytokines effectrices se produisent spécifiquement en réponse à la reconnaissance des antigènes et s’intensifient au fil du temps.

Figure 4 : Cinétique de sécrétion de molécules effectrices des lymphocytes CAR T co-cultivées avec des cellules cibles antigène-positives ou antigène-négatives. Les lymphocytes T du récepteur chimérique (CAR) modifiés ont été co-cultivés avec des cellules cibles exprimant soit (antigène⁺), soit dépourvues (Antigène⁻) de l’antigène apparenté CAR T pendant 4, 8, 16, 24 et 48 heures. À chaque moment, des surnatants de culture ont été collectés et analysés à l’aide du panel de cytotoxicité humaine du test multiplex afin de quantifier un large panel d’analytes effecteurs solubles au fil du temps. La cinétique des cytokines pour 12 analytes est montrée (picogramme/millilitre). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Discussion

Le test multiplex a été utilisé pour profiler les réponses médiatrices immunitaires solubles dans les co-cultures de cellules CAR T. Les cellules CAR T co-cultivées avec des cellules cibles antigène-positives ont montré une sécrétion accrue d’IFN-γ, TNF-α, GM-CSF, Granzyme B et IL-2, cohérente avec une activation effectrice et une fonction ^{cytotoxique 4,5,8}. En revanche, les témoins antigènes négatifs ont montré une faible production de cytokines, démontrant la capacité du test à discriminer les réponses spécifiques à l’antigène dans les conditions^{testées 5,8}. Ces résultats confirment l’applicabilité du test pour évaluer la fonctionnalité des cellules CAR T, y compris l’utilisation dans des analyses liées à la puissance, le profilage associé à la sécurité et les investigations mécanistiques.

Bien que le panel fixe de 12 analytes offre un aperçu large de l’activité immunitaire à la CAR T, il peut ne pas être pratique de capturer l’ensemble des analytes dans toutes les applications. Pour des flux de travail ciblés tels que la validation des tests ou le contrôle qualité (QC) des produits à cellules CAR T, le panneau peut être réduit à un sous-ensemble réduit (par exemple, IL-2, IFN-γ et TNF-α) afin de simplifier l’analyse tout en maintenant la sensibilité^{fonctionnelle 1,2}.

Les étapes critiques du protocole incluent la conception de la co-culture des cellules T CAR et la sélection appropriée des conditions d’échantillonnage. En particulier, la durée de la co-culture et le nombre de cellules effecteurs (rapport E :T) déterminent directement la magnitude des cytokines et doivent être définis lors de la mise en place du test ^5,6. De plus, la dilution de l’échantillon doit être ajustée pour garantir que les concentrations d’analytes se situent dans la plage dynamique ^1,2 de l’analyse. Le dépannage doit donc se concentrer sur la vérification des performances de la courbe standard et l’ajustement des conditions de co-culture ou des facteurs de dilution si les signaux dépassent la plage^{quantifiable 1,2}.

Comparée aux ELISA monoplex traditionnels, la plateforme multiplex basée sur la cytométrie en flux génère des ensembles de données multi-analytes à haute densité à partir de volumes d’échantillons minimes. En permettant la mesure simultanée de plusieurs analytes au sein d’un seul échantillon, le multiplexage peut réduire la consommation globale de réactifs, augmenter le débit de l’échantillon et raccourcir le temps d’analyse par rapport à la réalisation de plusieurs tests à plex^{unique 1,2}. Les options d’acquisition automatisée et d’analyse standardisée peuvent potentiellement réduire la variabilité dépendante de l’utilisateur et soutenir la reproductibilité et la scalabilité dans des environnements expérimentaux ou^{de fabrication 5,8}. La sensibilité de détection ELISA standard varie généralement de 16 à 2000 pg/mL (ce qui peut être inférieur pour les kits à haute sensibilité⁾⁷. Dans la plateforme présentée dans cette étude, les concentrations détectables les plus basses varient de 0,05 pg/mL pour les analytes les plus sensibles à environ 93,8 pg/mL pour ceux ayant une sensibilité intrinsèquement plus faible au dossage. Dans les évaluations internes, plus de 74 % des analytes mesurés affichaient des limites de détection inférieures à 5 pg/mL, et 38 % étaient détectables en dessous de 1 pg/mL, soulignant la sensibilité globale du système. Comme la sensibilité au multiplex peut varier selon les cytokines, la compétition potentielle entre les épitopes reste un facteur important. Pour minimiser ces interférences, l’essai utilise des épitopes non chevauchants pour la capture et la détection de chaque analyte, réduisant ainsi les biais liés à la compétition et améliorant la fiabilité des mesures dans des conditions multiplexées.

La performance des tests multiplex peut varier selon les analytes selon la sensibilité et le contexte biologique, et dans certaines conditions, les concentrations d’analytes peuvent atteindre la limite supérieure de détection et doivent donc être évaluées lors de la mise en place. Inversement, certains analytes (par exemple, MCP-1 et IL-4 dans cette étude) peuvent rester indétectables selon les conditions expérimentales. De plus, des facteurs pré-analytiques tels que la manipulation des échantillons peuvent influencer les mesures des cytokines, et des conditions de traitement cohérentes doivent être maintenues pour garantir la comparabilité.

Dans l’ensemble, cette approche multiplex permet une caractérisation efficace et quantitative de la fonctionnalité des cellules CAR T. Comparé à la plupart des plateformes existantes de détection de cytokines multiplex, le test est compatible avec les cytomètres à débit standard et inclut un outil logiciel associé à l’instrument qui facilite l’acquisition et l’analyse des données simplifiées. Bien que la détection multiplex des cytokines ait été utilisée dans d’autres contextes immunitaires, les présentes recherches démontrent son application au profilage fonctionnel des cellules CAR T dans un flux de travail standardisé. Le format à billes permet la détection simultanée de plusieurs analytes, permettant un débit plus élevé comparé aux méthodes à plex unique. Les applications potentielles incluent l’évaluation fonctionnelle du produit médicamenteux, telles que l’évaluation du liant CAR, l’optimisation des vecteurs et le développement de procédés. La scalabilité et les capacités d’analyse automatisée du test soutiennent également les tests de puissance, le profilage de sécurité et les études mécanistiques visant à comprendre le comportement et la fonctionnalité des cellules CAR^{T 5,7,8}.

Bien que les profils de sécrétion de cytokines fournissent des informations précieuses sur l’activation des cellules CAR T et leur puissance fonctionnelle in vitro, ils ne peuvent pas reproduire pleinement la biologie complexe qui détermine l’efficacité thérapeutique chez les patients. Des facteurs tels que le microenvironnement tumoral, la densité antigénique, la régulation immunitaire et la persistance in vivo influencent tous la performance des cellules CAR T au-delà de ce qui peut être mesuré dans les tests^{contrôlés 6,8,10}. Néanmoins, établir des tests fonctionnels robustes et standardisés tels que le profilage multiplex des cytokines représente une étape importante vers la caractérisation fonctionnelle du produit^{pharmaceutique 3,4}. Les schémas cytokinés sont non seulement indicatifs de l’activité des cellules CAR T, mais sont également étroitement associés à des phénomènes de toxicité, notamment le syndrome de libération des cytokines (CRS) et le syndrome de neurotoxicité associée aux cellules effecteurs immunitaires (ICANS^)3,6,7. Actuellement, la variabilité des méthodes de mesure et du reporting limite la comparabilité entre essais, soulignant la nécessité d’un profilage standardisé et reproductible par les médiateurs ^{immunitaires 1,2,3}. À mesure que les technologies analytiques et les ensembles de données cliniques progressent, l’objectif ultime est de définir des signatures prédictives de sécrétion qui reflètent de manière fiable à la fois le potentiel thérapeutique et la sécurité du patient, en comblant ainsi le fossé entre les tests de puissance préclinique et l’efficacité clinique.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
MACSPlex Cytotoxic T/NK Cell Kit, human	Miltenyi Biotec	130-125-800	Test de cytokine multiplexé basé sur des billes pour la cytométrie en flux
MACSPlex InspectoR Tool	Miltenyi Biotec	\	Outil web pour le gating et l'analyse automatisés des données MACSPlex
MACSQuant Analyzer 10 Flow Cytometer	Miltenyi Biotec	130-096-343	Instrument de cytométrie en flux de mesure de données multiplex
MACSQuant Analyzer 16 Flow Cytometer	Miltenyi Biotec	130-109-803	Instrument de cytométrie en flux de mesure de données multiplex
MACSQuant Express Mode	Miltenyi Biotec	\	Logiciel pour le gating et l'analyse automatisés
TexMACS Medium	Miltenyi Biotec	130-097-196	Milieu de culture cellulaire sans sérum optimisé développé pour la culture et l'expansion des cellules T humaines et murines