Épreuve de cytométrie de flux multiplexe à base de billes pour le profilage fonctionnel des cellules CAR T

Summary

Cet article présente un dosage de cytométrie en flux basé sur des billes multiplexes pour quantifier jusqu'à 12 cytokines et molécules effectrices à partir de surnageants dérivés de cellules T dotées de récepteurs antigéniques chimériques (CAR), permettant une analyse rapide et reproductible de la fonctionnalité des cellules T génétiquement modifiées avec de faibles volumes d'échantillons.

Abstract

La caractérisation des cellules CAR T présente des défis en raison de leur hétérogénéité, de leurs réponses immunitaires complexes et de la disponibilité limitée des échantillons. Les dosages multiplex permettent une évaluation fonctionnelle en permettant la détection simultanée d'une large gamme de molécules effectrices, y compris les cytokines, les chimiokines et les médiateurs cytotoxiques. Ici, nous décrivons un dosage multiplex basé sur des billes compatible avec la cytométrie en flux pour l'analyse de la sécrétion de molécules effectrices par les cellules T chimériques à récepteur d'antigène (CAR) humaines. Les surnageants de cellules CAR T sont incubés avec un mélange de billes de capture comprenant plusieurs populations codées par fluorescence couplées à des anticorps spécifiques aux analytes. Ces billes lient les cibles solubles dans l'échantillon, formant des complexes bille-analyte qui sont ensuite détectés à l'aide d'anticorps de détection marqués. Le dosage comprend un panel de médiateurs immuns tels que l'interféron (IFN)-γ, l'interleukine (IL)-2, le facteur de nécrose tumorale (TNF)-α, l'IL-6, l'IL-10, le facteur de stimulation des colonies de granulocytes-macrophages (GM-CSF) et la Granzyme B. L'utilisation de normes prédéfinies permet une mesure quantitative de multiples analytes à partir d'un seul échantillon. L'acquisition et l'analyse des données peuvent être effectuées à l'aide d'approches de segmentation automatisées fournies par des outils logiciels associés à l'instrument ou basés sur le web, facilitant le traitement des données. En conclusion, le dosage multiplex présenté permet une analyse multiparamétrique de la fonctionnalité des cellules CAR T et peut être appliqué dans des contextes tels que la recherche, les tests de contrôle qualité, les études mécanistiques et la caractérisation fonctionnelle.

Introduction

La caractérisation fonctionnelle est essentielle dans les tests des cellules T à récepteur antigénique chimérique (CAR) car elle fournit des informations sur la puissance, la sécurité et les mécanismes d'action de ces thérapies. La compréhension des signatures de cytokines et de médiateurs cytotoxiques aide à évaluer l'efficacité thérapeutique et les effets indésirables potentiels, garantissant le développement de traitements sûrs et efficaces. Les tests simples traditionnels comme les dosages immunoenzymatiques (ELISA) ont des limites, telles que le besoin de volumes d'échantillons élevés, des temps de traitement longs et des exécutions séparées pour chaque analyte, tout en offrant une plage dynamique limitée au sein des échantillons individuels^1,2. En revanche, les tests multiplex à base de billes permettent la détection simultanée de plusieurs médiateurs solubles, réduisant le temps de traitement et les exigences en échantillons tout en augmentant la plage dynamique^1,2. Cette efficacité et cette profondeur d'analyse font des tests multiplex des outils précieux pour faire progresser la recherche et le développement des cellules T CAR^3,4,5.

Le test multiplex présenté dans cette étude utilise des billes de capture, qui présentent des profils de fluorescence définis dans les canaux fluorescéine isothiocyanate (FITC) et phycoérythrine (PE) et sont recouvertes d'anticorps spécifiques contre les analytes solubles. Pendant l'incubation avec un échantillon, ces billes lient sélectivement leurs analytes cibles dans la solution. Après la capture de l'analyte, des anticorps de détection sont ajoutés pour former des complexes sandwich spécifiques à l'analyte. Ces anticorps sont soit directement conjugués à l'allophycocyanine (APC) (détection directe) soit à la biotine (détection indirecte). Pour la détection indirecte, une incubation ultérieure avec un anticorps anti-biotine conjugué à l'APC est requise (Figure 1). Les complexes résultants – comprenant des billes de capture, des analytes et des anticorps de détection – sont analysés par cytométrie en flux pour quantifier les concentrations des analytes. Le test multiplex est une technologie basée sur des plaques, incluant des normes prédéfinies utilisées pour générer des courbes d'étalonnage spécifiques aux analytes^1,2.

Figure 1: Principe de la technologie des cytokines et flux de travail du test. Le test est basé sur 12 populations de billes de capture codées par fluorescence couplées à des anticorps spécifiques à l'analyte. Lors de l'incubation de l'échantillon, des complexes billes-analytes sont formés qui peuvent être détectés par cytométrie en flux à l'aide d'anticorps de détection spécifiques. Le flux de travail du test comprend 1) la préparation des normes d'analytes et des échantillons d'intérêt sur une plaque filtrante, 2) l'incubation avec des billes de capture, 3) l'incubation avec des anticorps anti-analytes marqués à la biotine pour former des complexes sandwich, 4) l'incubation avec des anticorps anti-biotine marqués à l'APC, 5) la remise en suspension dans un tampon pour la mesure et 6) l'acquisition de l'échantillon. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Le test multiplex décrit dans cette étude est compatible avec les cytomètres en flux standard équipés d'un laser bleu (par exemple, 488 nm ; canaux FITC et PE) et d'un laser rouge (par exemple, 635 nm ; canal APC). Comme les cytomètres en flux sont largement disponibles dans les laboratoires de recherche, les milieux cliniques et les environnements de contrôle qualité, cette compatibilité facilite la mise en œuvre sans nécessiter d'instrumentation spécialisée supplémentaire⁵. Dans le contexte des tests de fonctionnalité des cellules T CAR, cette approche permet une évaluation multiparamétrique des réponses fonctionnelles au sein des flux de travail analytiques couramment disponibles⁶. Le test offre des avantages significatifs pour la recherche sur les cellules T CAR en permettant la quantification simultanée d'analytes clés, y compris le GM-CSF, la granzyme B, l'interféron (IFN)-γ, l'interleukine (IL)-2, l'IL-4, l'IL-6, l'IL-10, l'IL-17A, l'IL-21, la protéine mononucléaire chimioattractive-1 (MCP-1), la perforine et le facteur de nécrose tumorale (TNF)-α (panneau de cytotoxicité humaine). Ces médiateurs sont essentiels pour comprendre l'activation des cellules T CAR, leur fonction effectrice et la libération de cytokines liée à la sécurité^4,5,7,8.

Le flux de travail du test comprend des options pour le tri automatisé et l'analyse de données à l'aide de logiciels associés à l'instrument, ainsi que des outils d'analyse web indépendants de l'instrument⁵. Ces fonctionnalités prennent en charge un traitement rationalisé des données de profilage des molécules effectrices des cellules T CAR en réduisant l'étendue de l'intervention manuelle. L'utilisation d'une analyse automatisée peut contribuer à une meilleure cohérence dans la manipulation des données et faciliter une évaluation plus efficace des résultats fonctionnels⁸.

Le présent protocole décrit une méthode multiplexe reproductible et évolutive pour le profilage des médiateurs immunitaires des cellules T CAR. En mesurant 12 analytes différents dans un seul échantillon, l'approche est particulièrement pertinente pour les investigations mécanistiques, la recherche précoce et les études concomitantes. Dans les dernières étapes de la thérapie par cellules T CAR, il peut être bénéfique de réduire le nombre de cytokines mesurées, en particulier dans un environnement de contrôle qualité (CQ) réglementé et sensible au temps pour les tests de libération de médicaments. À cette fin, 1 à 7 cytokines du panel présenté peuvent être assemblées pour concevoir un test de cytokines personnalisé qui peut être validé pour l'analyse des cellules T génétiquement modifiées. Cela rend le protocole décrit idéalement adapté à diverses applications à la fois dans les milieux de recherche et de CQ, dans les premières et les dernières étapes de la thérapie par cellules T CAR^3,4,

Protocol

Tous les échantillons humains ont été prélevés sur des volontaires anonymes en bonne santé après obtention du consentement éclairé écrit. Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité d'éthique de l'Ordre des médecins de Rhénanie du Nord (#2020272) et menées conformément aux réglementations éthiques et de biosécurité requises.

1. Cochercher de cellules CAR T

1. Préparez une culture cellulaire de cellules CAR T humaines modifiées en l'absence et en présence d'antigène cogné, par exemple, des cellules tumorales présentatrices d'antigène dans un rapport de 2,5:1 (cellules effectrices : cellules cibles).
2. Définissez un ou plusieurs points temporels pour la collecte du surnageant afin d'analyser les cytokines sécrétées une fois ou la cinétique des cytokines sur une période définie, par exemple, à 4, 8, 16, 24 et 48 h.
   REMARQUE : Les surnageants peuvent être utilisés directement ou peuvent être congelés pour une utilisation ultérieure.

2. Préparation des standards et des échantillons

1. Reconstituez le standard d'analyte en ajoutant 200 μL de tampon ou de milieu de culture cellulaire au pellet et mélangez doucement. Préparez six tubes réactifs et effectuez une série de dilutions 1:5 du standard reconstitué, jusqu'à 3,2 pg/mL ou 0,6 pg/mL (selon l'analyte), et préparez un blanc.
2. Collectez les surnageants de cochecher de cellules CAR T, par exemple, 16 h ou 24 h après la cochecher. Facultativement, récoltez les cellules CAR T pour un phénotypage parallèle à l'aide de la cytométrie en flux.
3. Centrifuger les échantillons à 10 000 × g pendant 10 min à 4 °C. Utilisez les surnageants bruts ou diluez-les pour correspondre à la plage de la courbe standard.

3. Flux de l'essai

1. Vortex le mélange de billes de capture pour le remettre en suspension de manière homogène. Ajoutez 50 μL du standard ou de l'échantillon, ainsi que 20 μL de billes pré-diluées, dans les puits d'une plaque filtrante à 96 puits.
2. Incubez pendant 2 h à température ambiante, en agitant à 450 tr/min, à l'obscurité. Lavez les puits deux fois avec 200 μL de tampon à l'aide d'un dispositif à vide ou d'une centrifugeuse.
3. Ajoutez 100 μL de réactif de détection 1 pré-dilué 1:50 (dans le tampon). Incubez pendant 1 h à température ambiante, en agitant à 450 tr/min, à l'obscurité. Lavez deux fois.
4. Ajoutez 100 μL de réactif de détection 2 pré-dilué 1:50 (dans le tampon). Incubez pendant 30 min à température ambiante, en agitant à 450 tr/min, à l'obscurité. Lavez une fois.
5. Pour l'acquisition, remettez en suspension les échantillons dans 200 μL de tampon. Un aperçu du flux de l'essai est présenté dans la Figure 1.

4. Acquisition et analyse des données

1. Acquisition des données sur un cytomètre en flux équipé de lasers bleu et rouge (les canaux PE, FITC et APC sont requis). Lorsque vous travaillez avec des cytomètres en flux MACSQuant, utilisez les modèles Mode Express pour un passage et une analyse de données entièrement automatisés.
2. Alternativement, téléchargez les fichiers de données FSC ou MQD dans l'outil web InspectoR, qui effectue une mesure quantitative automatisée des cytokines et fournit des résultats prêts à être exportés, indépendamment de l'instrument utilisé.
3. Assurez-vous de vérifier la séparation correcte des 12 populations différentes de billes de capture dans le canal FITC par rapport au canal PE.
4. Appliquez la courbe standard pour calculer les concentrations de cytokines, et exportez et visualisez les résultats.
5. Pour l'acquisition de données sur un cytomètre en flux MACSQuant, utilisez le code-barres 2D du flacon de billes de capture, qui contient tous les paramètres d'acquisition pertinents.
   1. Après s'être connecté au logiciel, sélectionnez le MACSPlex Filter Plate comme support d'échantillons et cliquez sur le bouton Code-barres dans la barre d'outils pour activer le lecteur de code 2D.
   2. Présentez le flacon au lecteur, en veillant à ce que le code soit face à la lumière clignotante à une distance optimale de 0,5 à 2,5 cm.
   3. Dans l'onglet Autolabel, attribuez les Capture Beads (MPx Cyt T-NK,h) et NoLabel. Pour les dilutions séries de la norme de cellules T cytotoxiques/NK, définissez les positions des groupes et, dans l'onglet Paramètres, sélectionnez le Mode Express avec Type : Analyse et Mode : MACSPlex_Standard, en appliquant un mélange doux si nécessaire.
   4. Les échantillons inconnus sont attribués de manière similaire, avec leurs positions définies, un regroupement facultatif et la sélection du Mode Express, Type : Analyse et Mode : MACSPlex_Sample dans l'onglet Paramètres, y compris les identifiants et descriptions d'échantillons optionnels.
   5. Vérifiez que les définitions de support sont correctes dans le tableau Expérience, assurez-vous que les niveaux de liquide sont corrects dans les puits de la plaque filtrante, puis démarrez la mesure.

Results

Identification des populations de billes de capture représentatives codant pour 12 analytes solubles

Les populations de billes de capture ont été identifiées en utilisant les canaux FITC et PE du cytomètre de flux. Des grappes de billes distinctes représentant des analytes individuels ont été clairement résolues dans le diagramme biaxial, y compris l'IL-10, la Granzyme B, la MCP-1, l'IL-17A, la Perforine, l'IL-2, l'IL-6, l'IFN-γ, le TNF-α, l'IL-21, l'IL-4 et le GM-CSF (Figure 2). Chaque population présentait une signature de fluorescence unique, confirmant une détection multiplex réussie et une différenciation claire des cytokines et molécules effectrices mesurées.

Figure 2: Détection des populations de billes de capture multiplex représentatives. Les billes de capture contiennent des intensités de fluorescence inhérentes qui peuvent être utilisées pour distinguer les différentes populations spécifiques aux analytes. Le diagramme de dispersion affiche la séparation des signaux spécifiques aux analytes basée sur l'intensité de fluorescence dans les canaux FITC (B1) et PE (B2). L'image montre un profil représentatif des 12 populations de billes de capture codant pour le GM-CSF, la Granzyme B, l'IFN-γ, l'IL-2, l'IL-4, l'IL-6, l'IL-10, l'IL-17A, l'IL-21, la MCP-1 (CCL2), la Perforine et le TNF-α. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Profil de concentration des cytokines représentatives des cellules CAR T après co-cher avec des cellules tumorales

Après la co-cher des cellules CAR T avec les cellules cibles tumorales, les concentrations de cytokines ont été quantifiées à l'aide du panneau de cytotoxicité humaine du test multiplex (Figure 3). Les cellules CAR T ont sécrété des niveaux élevés de Granzyme B (49 950,2 pg/mL), d'IFN-γ (48 367,8 pg/mL), de TNF-α (7 055,2 pg/mL) et de GM-CSF (6 653,5 pg/mL), indiquant une activation puissante et une fonction effectrice cytotoxique en réponse à l'engagement tumoral. Les niveaux d'IL-2 dépassaient la limite supérieure de détection (>10 000 pg/mL), ce qui est cohérent avec un fort signal prolifératif. L'échantillon n'a pas été davantage dilué ou re-mesure. En revanche, les cytokines associées aux réponses des cellules T auxiliaires régulatrices ou alternatives, y compris l'IL-6, l'IL-10, l'IL-17A, l'IL-21 et la MCP-1, étaient présentes à des niveaux faibles ou quasi indétectables. Ces résultats suggèrent que les cellules CAR T ont mis en place une réponse immunitaire de type 1 (Th1/cytotoxique) caractérisée par une activité effectrice élevée et une production limitée de cytokines immunosuppressives.

Figure 3: Profil cytokinique représentatif des cellules CAR T après co-cher avec des cellules tumorales. Les cellules T à récepteur antigénique chimérique (CAR) modifiées ont été co-cheres pendant une nuit avec des cellules tumorales JeKo-1. Les surnageants de culture cellulaire ont été récoltés après 16 heures d'incubation et centrifugés pour éliminer les particules. Des échantillons dilués ont été analysés à l'aide du panneau de cytotoxicité humaine du test multiplex. Deux courbes standard ont été réalisées et les concentrations de tous les 12 analytes ont été déterminées. Une sortie de données représentative pour l'analyse et le calcul des concentrations spécifiques aux analytes à l'aide du mode Express du cytomètre de flux est présentée. Le graphique à barres et le tableau d'accompagnement montrent les niveaux calculés (picogramme/millilitre) des 12 molécules effectrices. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Cinétique de sécrétion des cytokines des cellules CAR T lors d'une stimulation spécifique à l'antigène

Après la co-cher des cellules CAR T avec des cellules cibles exprimant (Antigène⁺) ou ne disposant pas (Antigène⁻) de l'antigène cogné, la sécrétion de cytokines a été surveillée au fil du temps à l'aide du panneau de cytotoxicité humaine du test multiplex. Les cellules CAR T ont présenté une libération rapide et robuste de cytokines lors de la reconnaissance des cibles Antigène⁺, avec une forte régulation à la hausse de la Granzyme B, de l'IFN-γ, du TNF-α, du GM-CSF et de l'IL-2 dans les 8–24 h, atteignant des niveaux de pointe à 48 h (Figure 4). Ce schéma indique une activation puissante et une fonction effectrice cytotoxique suite à l'engagement antigénique. Des augmentations modérées de l'IL-6, de l'IL-17A et de l'IL-21 ont également été observées, tandis que l'IL-4, l'IL-10, la MCP-1 et la Perforine sont restées faibles ou modérément élevées. En revanche, les co-chers avec les cibles Antigène⁻ ont montré une induction minimale des cytokines pour tous les analytes (Figure 4). Ensemble, ces données démontrent que l'activation des cellules CAR T et la production de cytokines effectrices se produisent spécifiquement en réponse à la reconnaissance antigénique et s'intensifient au fil du temps.

Figure 4: Cinétique de sécrétion des molécules effectrices des cellules CAR T co-cherées avec des cellules cibles positives ou négatives pour l'antigène​. Les cellules T à récepteur antigénique chimérique (CAR

Discussion

Le dosage multiplex a été utilisé pour profiler les réponses des médiateurs immunitaires solubles dans les cochers de cellules CAR T. Les cellules CAR T cocultivées avec des cellules cibles positives pour l'antigène ont montré une sécrétion accrue d'IFN-γ, de TNF-α, de GM-CSF, de Granzyme B et d'IL-2, en accord avec l'activation des effecteurs et la fonction cytotoxique^4,5,8. En revanche, les contrôles négatifs pour l'antigène ont présenté une faible production de cytokines, démontrant la capacité du dosage à discriminer les réponses spécifiques à l'antigène dans les conditions testées^5,8. Ces résultats soutiennent l'applicabilité du dosage pour évaluer la fonctionnalité des cellules CAR T, y compris son utilisation dans les analyses liées à la puissance, le profilage lié à la sécurité et les investigations mécanistiques.

Bien que le panneau fixe à 12 analytes fournisse un aperçu large de l'activité immunitaire des cellules CAR T, il peut ne pas être pratique de capturer toute la gamme d'analytes dans toutes les applications. Pour des flux de travail ciblés tels que la validation des dosages ou les tests de contrôle de qualité (QC) des produits de cellules CAR T, le panneau peut être réduit à un sous-ensemble (par exemple, IL-2, IFN-γ et TNF-α) pour rationaliser l'analyse tout en maintenant une sensibilité fonctionnelle^1,2.

Les étapes critiques du protocole incluent la conception de la cocher de cellules CAR T et la sélection appropriée des conditions d'échantillonnage. En particulier, la durée de la cocher et le nombre de cellules effectrices (rapport E:T) déterminent directement l'amplitude des cytokines et doivent être définies lors de la mise en place du dosage^5,6. De plus, la dilution de l'échantillon doit être ajustée pour s'assurer que les concentrations des analytes se situent dans la plage dynamique du dosage^1,2. Le dépannage devrait donc se concentrer sur la vérification de la performance de la courbe standard et l'ajustement des conditions de cocher ou des facteurs de dilution si les signaux sortent de la plage quantifiable^1,2.

Comparées aux ELISA simples traditionnels, la plateforme multiplexe basée sur la cytométrie en flux génère des jeux de données à haute densité et multi-analytes à partir de volumes d'échantillons minimaux. En permettant la mesure simultanée de multiples analytes dans un seul échantillon, le multiplexage peut réduire la consommation globale de réactifs, augmenter le débit d'échantillons et raccourcir le temps d'analyse par rapport à l'exécution de multiples dosages simples^1,2. Les options d'acquisition automatisée et d'analyse standardisée peuvent potentiellement réduire la variabilité dépendante de l'utilisateur et soutenir la reproductibilité et l'évolutivité dans les paramètres expérimentaux ou de fabrication^5,8. La sensibilité de détection ELISA standard varie généralement de 16 à 2000 pg/mL (peut être inférieure pour les kits haute sensibilité)⁷. Dans la plateforme présentée dans cette étude, les concentrations détectables les plus basses vont de 0,05 pg/mL pour les analytes les plus sensibles à environ 93,8 pg/mL pour ceux ayant une sensibilité intrinsèque du dosage plus faible. Au cours des évaluations internes, plus de 74% des analytes mesurés présentaient des limites de détection inférieures à 5 pg/mL, et 38% étaient détectables en dessous de 1 pg/mL, soulignant la sensibilité globale du système. Comme la sensibilité multiplexe peut varier selon le cytokine, la compétition potentielle des épitopes reste une considération importante. Pour minimiser une telle interférence, le dosage emploie des épitopes non chevauchants pour la capture et la détection de chaque analyte, réduisant ainsi les biais liés à la compétition et améliorant la fiabilité des mesures dans des conditions multiplexées.

La performance du dosage multiplexe peut varier selon les analytes en fonction de la sensibilité du dosage et du contexte biologique, et dans certaines conditions, les concentrations d'analytes peuvent approcher la limite supérieure de détection et devraient donc être évaluées lors de la mise en place du dosage. Inversement, certains analytes (par exemple, MCP-1 et IL-4 dans cette étude) peuvent rester indétectables selon les conditions expérimentales. De plus, les facteurs préanalytiques tels que la manipulation des échantillons peuvent influencer les mesures de cytokines, et des conditions de traitement cohérentes doivent être maintenues pour assurer la comparabilité.

Globalement, cette approche multiplexe permet une caractérisation efficace et quantitative de la fonctionnalité des cellules CAR T. Par rapport à la plupart des plateformes de détection de cytokines multiplexe existantes, le dosage est compatible avec les cytomètres en flux standard et comprend un outil logiciel associé à l'instrument qui facilite l'acquisition et l'analyse des données. Bien que la détection multiplexe des cytokines ait été utilisée dans d'autres contextes immunitaires, le présent travail démontre son application au profilage fonctionnel des cellules CAR T dans un flux de travail standardisé. Le format basé sur des billes permet la détection simultanée de multiples analytes, supportant un débit plus élevé par rapport aux méthodes simples. Les applications potentielles incluent l'évaluation fonctionnelle du produit pharmaceutique, telle que l'évaluation des liants CAR, l'optimisation du vecteur et le développement de processus. La capacité d'évolutivité du dosage et ses capacités d'analyse automatisée soutiennent également les tests de puissance, le profilage de sécurité et les études mécanistiques visant à comprendre le comportement et la fonctionnalité des cellules CAR T^5,7,8.

Bien que les profils de sécrétion de cytokines fournissent des informations précieuses sur l'activation et la puissance fonctionnelle des cellules CAR T in vitro, ils ne peuvent pas reproduire entièrement la biologie complexe qui détermine l'efficacité thérapeutique chez les patients. Des facteurs tels que l'environnement tumoral, la densité antigénique, la régulation immunitaire et la persistance in vivo influencent toutes la performance des cellules CAR T au-delà de ce qui peut être mesuré dans des essais contrôlés^6,8,10. Néanmoins, l'établissement d'essais fonctionnels robustes et standardisés tels que le profilage des cytokines multiplexe représente une étape importante vers la caractérisation fonctionnelle du produit pharmaceutique^3,4. Les profils de cytokines ne sont pas seulement indicatifs de l'activité des cellules CAR T, mais aussi

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
MACSPlex Cytotoxic T/NK Cell Kit, human	Miltenyi Biotec	130-125-800	Test multiplex de cytokines en billes pour la cytométrie en flux
MACSPlex InspectoR Tool	Miltenyi Biotec	\	Outil basé sur le web pour le tri et l'analyse automatisés des données MACSPlex
MACSQuant Analyzer 10 Flow Cytometer	Miltenyi Biotec	130-096-343	Instrument de cytométrie en flux de mesure de données multiplex
MACSQuant Analyzer 16 Flow Cytometer	Miltenyi Biotec	130-109-803	Instrument de cytométrie en flux de mesure de données multiplex
MACSQuant Express Mode	Miltenyi Biotec	\	Logiciel pour le tri et l'analyse automatisés
TexMACS Medium	Miltenyi Biotec	130-097-196	Milieu de culture cellulaire sans sérum optimisé développé pour la culture et l'expansion des cellules T humaines et murines