REMARQUE : Les réactifs et l’équipement utilisés dans cette étude sont listés dans le tableau des matériaux.
Acquisition et prétraitement des données cliniques
Pour étudier les signatures moléculaires de la MPOC, des ensembles de données transcriptomiques ont été extraits de la base de données Gene Expression Omnibus (GEO). Un total de cinq ensembles de données ont été sélectionnés : GSE11784, GSE12472, GSE16972, GSE38974 et GSE222965. Les données brutes et les fichiers d’annotation de la plateforme ont été téléchargés pour la cartographie sonde-gène. Lorsque plusieurs sondes ciblaient un seul gène, la valeur d’expression maximale était conservée. Les matrices d’expression génique résultantes (lignes comme gènes, colonnes comme échantillons) ont été fusionnées en un seul ensemble de données de découverte. Pour tenir compte des variations techniques entre différentes plateformes de microarrays et cohortes d’études, la correction par effet batch a été réalisée à l’aide de l’algorithme ComBat du package sva R. L’efficacité de la correction a été validée via des graphiques d’analyse des composantes principales (PCA). Après correction par lots, le jeu de données de découverte fusionné a été utilisé pour l’analyse différentielle. Des gènes différenciellement exprimés (DEG) entre patients atteints de MPOC et témoins sains ont été identifiés à l’aide du package limma. Les seuils de signification ont été fixés à |logFC| ≥ 1 et p ≤ 0,05.
Pour identifier les gènes caractéristiques les plus robustes, trois algorithmes indépendants d’apprentissage automatique ont été intégrés. Pour garantir la fiabilité des modèles et éviter les fuites de données, le processus de sélection des caractéristiques était imbriqué dans les boucles de validation croisée lorsque cela était applicable, et l’ensemble de données de découverte était strictement séparé des ensembles de validation indépendants. Le modèle LASSO était appliqué aux DEG en utilisant le package glmnet. Nous avons utilisé une validation croisée de 10 fois pour déterminer le paramètre de pénalité optimal. La valeur optimale du paramètre de pénalité correspondant à l’erreur minimale de validation croisée a été sélectionnée comme seuil pour identifier les gènes de caractéristiques centrales. La SVM a été utilisée pour classer les gènes selon leur pouvoir discriminatoire. Une stratégie de validation croisée à 10 fois a été mise en œuvre pour identifier le point d’erreur minimale de généralisation, déterminant ainsi le nombre optimal de gènes caractéristiques. Le package randomForest a été utilisé pour classer les DEG en fonction de leur Moyenne de Précision Inférieure et de leur indice de Gini. Les gènes ayant les scores d’importance les plus élevés ont été sélectionnés comme caractéristiques liées à la maladie.
L’intersection des caractéristiques identifiées par LASSO, SVM et randomForest a été prise pour définir les gènes caractéristiques centraux finaux. La performance diagnostique de ces gènes a été évaluée à l’aide d’une analyse de la courbe Receiver Operating Feature (ROC). L’Aire sous la courbe (AUC) et les intervalles de confiance (IC) à 95 % associés ont été calculés à l’aide du package pROC. Un gène était considéré comme ayant une valeur diagnostique élevée si l’AUC > 0,70. Enfin, les niveaux d’expression et la précision diagnostique de ces gènes ont été validés dans un ensemble de validation indépendant afin d’assurer la généralisabilité des résultats.
À l’aide de PubChem (https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/) et de la drugbank (https://go.drugbank.com/), un total de 12 profils spécifiques de médicaments ont été obtenus, tels que les LABA, LAMA, SABA, SAMA, propionate de fluticasone, budésonide, béclométhasone, fluticasone, salmétérol, umeclidinium, vilanterol, théophylline. Les cibles compilées ont été calibrées à l’aide de la base de données Uniprot (https://www.uniprot.org/), durant laquelle les gènes non humains ont été retirés, et les cibles doublées invalides supprimées pour obtenir des noms de gènes standardisés. En saisissant le mot-clé « maladie pulmonaire obstructive chronique », « BPCO » dans les bases de données GeneCards (https://www.genecards.org/), OMIM (https://www.omim.org/) et DisGENET (https://www.disgenet.org/), les cibles liées à la maladie ont été récupérées. Toutes les cibles des trois bases de données ont été consolidées dans un fichier Excel, les gènes en double ont été retirés, et les données ont été calibrées à l’aide de la base de données Uniprot pour obtenir les informations finales sur les gènes cibles de la maladie.
Développement de modèles d’apprentissage automatique
Un cadre d’apprentissage automatique multi-algorithmique a été construit en utilisant séquentiellement les paquets R glmnet, e1071 et randomForest. Plus précisément, la régression LASSO a été réalisée pour la réduction de dimensionnalité basée sur les pénalités, l’analyse Support Vector Machine (SVM) a été utilisée pour évaluer les erreurs de validation basées sur le regroupement d’échantillons, et la forêt aléatoire a été utilisée pour filtrer les caractéristiques selon les scores d’importance. Ce processus a permis de réaliser des visualisations diagnostiques correspondantes, incluant des courbes de validation croisée et des graphiques à bulles d’importance génique. Après la construction du modèle, une analyse du diagramme de Venn a été réalisée sur les ensembles de gènes identifiés par ces multiples algorithmes afin d’extraire les gènes de caractéristiques « d’intersection » qui se chevauchent, améliorant ainsi la fiabilité des biomarqueurs potentiels. La matrice d’expression de ces gènes d’intersection a ensuite été extraite pour visualiser les différences d’expression intergroupes via des graphiques de violon. Enfin, des courbes ROC ont été générées via des boucles itératives pour chaque gène afin de calculer l’Aire sous la Courbe (AUC), validant leur valeur diagnostique en tant que biomarqueurs candidats.
Induction par modèle animal
Le protocole expérimental a été approuvé par le Comité d’éthique animale de l’Université médicale du Guizhou (2303411) et respectait les directives ARRIVE ainsi que les règlements sur le bien-être animal. Un total de 72 rats mâles Sprague-Dawley (SD) de grade SPF (230 ± 20 g). Après une semaine d’hébergement adaptatif dans des conditions standard (25 ± 1 °C, 50 ± 5 % d’humidité, 12 heures de cycle lumière-obscurité), les rats ont été divisés aléatoirement en groupe témoin (groupe C) (n = 24) et groupe modèle (groupe M) (n = 48).
Le groupe M a été soumis à une modélisation à double facteur : exposition intermittente à la fumée de cigarette (9 semaines, 6 jours par semaine, 3 cigarettes de qualité recherche par jour réparties en 2 séances, 30 minutes par séance) et instillation intratrachéale de LPS (200 μg par instillation, une fois toutes les deux semaines)18,19. Le groupe C a reçu un volume équivalent de solution saline normale. Après modélisation réussie, les groupes ont été divisés aléatoirement en groupe M (n = 12), groupe BTHTT à haute dose (groupe H) (dose clinique élevée, 1×, n = 12), et groupe BTHTT à faible dose (groupe L) (faible dose clinique 1/2×, n = 12), avec une intervention gavage continue pendant 2 semaines. Les groupes C et M ont reçu de l’eau distillée de façon synchrone.
Le poids corporel et les paramètres d’activité spontanée étaient enregistrés chaque semaine. À la fin de la modélisation et du traitement, les tissus pulmonaires, le sérum, le sérum et le liquide de lavage bronchoalvéolaire (BALF) ont été prélevés. Les niveaux de marqueurs inflammatoires (c’est-à-dire TNF-α, IL-1β, IL-6, IL-8, OPN et MCP-1) ont été mesurés à l’aide d’ELISA selon les instructions du kit. Des analyses de pathologie tissulaire et multi-omiques ont également été réalisées.
Administration du traitement
Buti Huatan Tang (BTHTT) se compose de neuf herbes médicinales traditionnelles chinoises : Astragalus membranaceus (Fisch.) Bge. (Radix d’Astragali, 15 g), Pseudostellaria heterophylla (Miq.) Pax (Pseudostellariae Radix, 15 g), Cinnamomum cassia (L.), J. Presl (Cortex de Cinnamomi, 15 g), Angelica sinensis (Oliv.) Diels (Angelicae Sinensis Radix, 10 g), Salvia miltiorrhiza Bge. (Salviae Miltiorrhizae Radix et Rhizoma, 15 g), Perilla frutescens (L.) Britt. (Perillae Folium, 10 g), Raphanus sativus L. (Sperme de Raphani, 10 g), Lepidium apetalum Willd. (Descurainiae Semen, 10 g), et Mahonia fortunei (Lindl.) Fedde (Mahoniae Folium, 10 g). Les matières herbacées ont été trempées dans de l’eau à 10 fois leur poids combiné pendant 30 minutes, puis décoccées pendant 1 heure. La décoction était filtrée, puis le filtrat prélevé et divisé en trois portions égales pour une administration orale.
Selon les recommandations cliniques de sécurité et d’efficacité, la dose standard de BTHTT chez les adultes était de 1,57 g∙kg-1∙jour-1 selon les recommandations cliniques de médication. En considérant le facteur de conversion de dose chez les rats, qui indiquait que la dose standard chez le médicament était de 6,3× la dose standard chez l’humain, le groupe H correspondant pour les rats était fixé à 9,9 g∙kg-1∙jour-1, et le groupe L à la moitié de cette dose (4,95 g∙kg-1∙day-1). Étant donné que le volume concentré final de BTHTT était de 50 mL, le volume administré pour le groupe H chez les rats était d’environ 1,6 mL, et pour le groupe L, d’environ 0,8 mL. Le médicament était administré une fois par jour par voie orale.
Collection de tissus et BALF
Aux critères d’évaluation expérimentaux (semaine 9 et semaine 11), les rats ont été anesthésés par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique à 5 % (1 mL/100 g). Le sang était prélevé dans la veine porte, laissé reposer 30 minutes à température ambiante, puis centrifugé à 13 000 × g pendant 15 minutes à 4 °C. Le surnageant était stocké à -80 °C. Les tissus pulmonaires ont été rapidement congelés dans de l’azote liquide et stockés à -80 °C. Le BALF a été collecté par trois lavages consécutifs avec du PBS froid.
Analyse transcriptomique
L’ARN total a été extrait du tissu pulmonaire et contrôlé de qualité à l’aide de (A260/A280 > 1,8) (RIN ≥ 7,0). Des bibliothèques de séquençage d’ARN ont été construites : l’ARNm était enrichi en oligo(dT), fragmenté, et utilisé pour synthétiser de l’ADNc double brin, qui était ensuite ligagé aux oligonucléotides adaptateurs et amplifié par PCR. Les bibliothèques étaient quantifiées et vérifiées en qualité avant le séquençage. Incluant l’inspection de la distribution du contenu, l’analyse de la distribution de la densité FPKM de chaque échantillon, et l’analyse globale de la qualité de l’ARN-seq20.
Les données brutes de transcriptomique générées par la plateforme de séquençage ont été traitées à l’aide de scripts Perl pour supprimer les séquences adaptatrices et les lectures de faible qualité (lectures avec Q ≤ 25 bases représentant > 60 % ou un taux N > 5 %). Des lectures claires ont été obtenues après ce processus de filtrage. Les lectures nettes ont été alignées sur le génome de référence à l’aide de HISAT2, et les niveaux d’expression génique ont été quantifiés pour calculer les valeurs FPKM. Une analyse différentielle de l’expression a été réalisée (avec des critères de dépistage de |log2FC| > 1 et p-adj < 0,05). L’annotation par facteurs de transcription était basée sur des bases de données Animal TFDB ou Pfam/DBD, correspondant aux identifiants de gènes et aux informations de domaineprotéique 21.
Une stratégie de cartographie génétique orthologue a été employée pour garantir la rigueur méthodologique de la validation inter-espèces. Cette stratégie consistait à extraire des orthologues chez des rats pour des gènes humains principaux (par exemple, SRPX2, IL-1R2, TFF3) à l’aide des bases de données NCBI HomoloGene et Ensembl BioMart. La sélection s’est limitée à des paires de gènes présentant une relation claire de cartographie « un-à-un » et une forte identité de séquences protéiques. Dans les cas où plusieurs candidats étaient présents, la préférence était donnée aux paires orthologues certifiées par le HGNC. Pour garantir une haute précision de détection, des amorces RT-qPCR spécifiques ont été conçues à partir des séquences d’ARNm des orthologues identifiés chez les rats. Les critères de validation étaient définis par la cohérence dans la direction de l’expression et la vérification fonctionnelle. Consistance dans la direction de l’expression : Dans un modèle de MPOC chez rats induit par la fumée, la RT-qPCR a montré que les tendances d’expression des gènes cibles dans le tissu pulmonaire de rat étaient parfaitement cohérentes avec celles observées dans les ensembles de données cliniques GEO humaines. Les gènes présentant la même polarité de changement entre espèces étaient considérés comme conservateurs que les biomarqueurs de maladies. Vérification pathologique : Une fois la cohérence de l’expression établie, une analyse de corrélation a été réalisée pour vérifier l’implication de ces gènes dans l’évolution pathologique de la MPOC.
Flux de travail métabolomique
Le tissu pulmonaire (20–50 mg) a été homogénéisé dans de l’eau prérefroidie en méthanol-acétonitrale (2:2:1, v/v) et sonicisé dans un bain de glace. L’homogénéate a été centrifugée à 13 000 × g pendant 20 minutes à 4 °C. Le surnageant a été concentré sous vide, rédissous dans de l’acétonitrile-eau (1:1, v/v), puis filtré à travers une membrane de 0,22 μm pour l’analyseLC-MS 22.
La séparation chromatographique a été réalisée à l’aide d’une colonne UPLC à base d’amide (1,7 μm, 2,1 mm × 100 mm). La température de la colonne était maintenue à 25 °C. La phase mobile comprenait (A) de l’eau contenant 25 mM d’acétate d’ammonium et 25 mM d’ammoniac, et (B) d’acétonitrile. Le débit était réglé à 0,5 mL/min, et le volume d’injection était de 2 μL. Le programme d’élution du gradient était le suivant : 0–0,5 min, 95 % B ; 0,5–7 min, diminution linéaire de B de 95 % à 65 % ; 7–8 min, diminution linéaire de B de 65 % à 40 % ; 8–9 min, B maintenu à 40 % ; 9–9,1 min, augmentation linéaire de B de 40 % à 95 % ; 9,1–12 min, B est resté à 95 %. Pendant toute l’analyse, les échantillons ont été conservés à 4 °C dans l’autoéchantillonneur. Pour garantir la stabilité du système et la fiabilité des données expérimentales, les échantillons étaient analysés selon une séquence aléatoire, avec des échantillons de contrôle qualité (QC) entrecoupés dans la file d’attente. L’analyse par spectrométrie de masse a été réalisée à l’aide d’un système de chromatographie liquide ultra-haute performance (UHPLC) couplé à un spectromètre de masse. Les échantillons ont été ionisés par ionisation par électropulvérisation (ESI) en modes à ions positifs et négatifs. Les réglages de la source ESI et du MS étaient les suivants : gaz de nébuliseur (Gaz 1) réglé à 50, gaz auxiliaire (Gaz 2) à 2, température de la source d’ions à 350 °C, et tension de pulvérisation (ISVF) à 3 500 V en mode ion positif et 2 800 V en mode ion négatif. La plage de masse pour MS1 a été réglée de 70 à 1 200 Da, avec une résolution de 60 000 et un temps d’accumulation de balayage de 100 ms. Pour MS2, l’acquisition dépendante des données (DDA) avec énergie de collision par étapes a été utilisée. La plage de masse pour MS2 a également été réglée de 70 à 1 200 Da, avec une résolution de 60 000 et un temps d’accumulation de balayage de 100 ms. Le temps d’exclusion dynamique était fixé à 4 s.
Les données brutes de métabolomiques étaient converties au format mzXML puis traitées pour l’alignement des pics, la correction du temps de rétention et l’extraction de la zone de pic. Le flux de prétraitement des données comprenait les étapes suivantes : premièrement, les pics d’ions avec un taux manquant > 50 % ont été supprimés. Deuxièmement, les valeurs manquantes restantes ont été imputées à l’aide de l’algorithme KNN. Troisièmement, les caractéristiques métaboliques présentant un écart type relatif (RSD) >50 % ont été écartées. La qualité des données expérimentales a été évaluée à l’aide d’analyses en composantes principales (ACP) et de regroupement d’échantillons de contrôle qualité. Les analyses ultérieures comprenaient des statistiques univariées (par exemple, tests t), des statistiques multivariées (PLS-DA), un dépistage différentiel des métabolites (VIP > 1 et p < 0,05), ainsi que l’analyse d’enrichissement des voies KEGG (test hypergéométrique)23,24.
Établissement de méthodes analytiques pour les composants in vivo et in vitro
Préparation des échantillons de BTHTT pour les tests in vitro : le BTHTT a été extrait par décoction dans l’eau (2 x 30 min), concentré à 1,1 à 1,2 g/mL, puis lyophilisé. Avant analyse, 600 μL de la solution en poudre lyophilisée ont été mélangés à 400 μL de méthanol, rédissous dans 40 % de méthanol, puis centrifugés pour collecter le surnageant.
Préparation des échantillons de BTHTT pour des tests in vivo : Le sérum a été déprotéinisé en mélangeant avec du méthanol (1:1) et en précipitant à −20 °C pendant 30 minutes, suivi d’une centrifugation pendant 20 minutes. Le surnageant a été séché sous vide puis redissous dans 40 % de méthanol pour obtenir l’échantillon final. Pour la préparation des échantillons de sérum à vide + BTHTT, une quantité appropriée de sérum à vide a été injectée avec le surnageant BTHTT in vitro , et les autres étapes ont été effectuées comme décrit.
Les échantillons étaient séparés à l’aide d’un système UHPLC équipé d’une colonne UPLC à phase inverse (2,1 mm × 100 mm, 1,8 μm). La température de la colonne était maintenue à 35 °C, et le débit était réglé à 0,3 mL/min. La phase mobile comprenait (A) 0,1 % d’acide formique dans l’eau et (B) 0,1 % d’acide formique dans l’acétoninitrile. L’élution en gradient a été réalisée comme indiqué dans le tableau 1.
Un spectromètre de masse a été utilisé pour l’acquisition des spectres MS1 et MS2. Le spectromètre de masse était couplé au système UHPLC et fonctionnait en modes ESI positif et négatif. Les paramètres ESI étaient les suivants : tension de pulvérisation 3 800 V (ESI+) / 3500 V (ESI-), pression de gaz de la gaine 45 arb, pression de gaz auxiliaire 20 arb, température du tube de transfert d’ions 320 °C, et température du vaporisateur 350 °C. Le mode de détection était réglé sur MS2 en balayage complet/dépendant des données (Full-MS/dd-MS2) avec des résolutions de 60 000 pour MS1 et 15 000 pour MS2. Les 10 ions MS1 les plus importants ont été sélectionnés pour la fragmentation MS/MS avec des énergies de collision normalisées par palier de 20, 40 et 60. La plage de masse pour MS1 a été fixée de 90 à 1 300 Da.
Pour l’analyse in vivo , incluant les échantillons de groupe blanc, les échantillons de groupe dosé et les échantillons de groupe blanc + BTHTT, 6 μL de chaque échantillon ont été injectés avec précision. Pour une analyse in vitro de la BTHTT, 2 μL de l’échantillon ont été injectés. Chaque lot d’échantillons blancs et du groupe dosé a été injecté une fois, tandis que les échantillons du groupe blanc + BTHTT ont été injectés en triple licat, et les échantillons BTHTT en quintuplicate.
Les données au format mzXML étaient traitées et les composés identifiés à partir d’une base de données locale de spectrométrie de masse TCM commerciale à haute résolution. Les critères d’identification étaient les suivants : une erreur de masse de <25 ppm pour MS1 et un score de correspondance > 0,7 pour MS2 (où le score reflétait la similarité des ions fragments, ≥0,7 étant un seuil fiable)25,26. L’analyse statistique comprenait le comptage et la classification des composés (par exemple, flavonoïdes, alcaloïdes), réalisés conjointement avec les annotations de la base de données de spectrométriede masse 27.
Amarrage moléculaire et simulation MD
Pour étudier les modes de liaison potentiels entre les protéines caractéristiques identifiées et leurs ligands correspondants, un amarrage moléculaire in silico a été réalisé. Les structures tridimensionnelles des petites molécules ont été récupérées dans la base de données PubChem, et leurs configurations géométriques optimisées. Les structures cristallines des protéines cibles ont été obtenues à partir de la Banque de données protéiques (PDB) de la RCSB. À l’aide de PyMOL, des molécules d’eau et des hétératomes ont été retirés, et des ligands co-cristallisés ont été extraits pour définir les coordonnées du site actif. Des atomes d’hydrogène ont été ajoutés, et des charges de Gasteiger assignées à l’aide d’un logiciel. Des simulations d’amarrage ont été exécutées, générant 15 conformations indépendantes par exécution. La conformation avec la plus faible énergie de liaison a été sélectionnée pour une analyse plus approfondie. Pour caractériser rigoureusement les interactions non covalentes, les complexes récepteur-ligand ont été analysés à l’aide du profileur d’interaction protéine-ligand (PLIP). REMARQUE : Il est important de souligner que ces résultats d’amarrage fournissent un soutien structurel aux interactions moléculaires potentielles et servent de base à un affinement dynamique supplémentaire ; cependant, ils ne constituent pas une preuve autonome d’efficacité biologique.
Pour évaluer la stabilité et l’évolution conformationnelle des complexes protéine-ligand prédits dans des conditions physiologiquement pertinentes, des simulations de dynamique moléculaire ont été réalisées à l’aide du logiciel GROMACS. Les fichiers topologiques pour les protéines et les ligands ont été générés à partir du champ de force GROMOS96 43a1. Chaque complexe était positionné au centre d’une boîte dodécaédrique, en maintenant une distance minimale de 1,0 nm des bords de la boîte, et solvé à l’aide du modèle d’eau SPC. Pour garantir la neutralité électrique, des ions sodium ou chlorure étaient ajoutés au système selon les besoins. La minimisation d’énergie a été réalisée à l’aide de l’algorithme de descente la plus raide jusqu’à ce que la force maximale soit inférieure à 1 000,0 kJ∙mol-1∙nm-1. Le système a ensuite été équilibré en deux étapes : d’abord, un ensemble NVT a été utilisé pour chauffer le système à 300 K sur 100 ps à l’aide d’un thermostat à rescaling en V ; deuxièmement, un ensemble NPT a été utilisé pour stabiliser la pression à 1 bar sur 100 ps à l’aide d’un barostat de Parrinello-Rahman. Les simulations de production ont été réalisées pour une durée totale de 10 ns avec un laps de temps de 2 fs. Les interactions électrostatiques à longue portée étaient calculées selon la méthode Particle Mesh Ewald (PME), tandis que les interactions de van der Waals à courte portée et électrostatiques étaient gérées avec un rayon de coupure de 1,2 nm. Pour garantir la fiabilité des simulations, trois exécutions indépendantes ont été effectuées lorsque cela était possible. La stabilité des complexes a été évaluée quantitativement en calculant la déviation quadratique moyenne des racines (RMSD) et la fluctuation quadratique moyenne des racines (RMSF) des atomes de la colonne vertébrale protéique par rapport à la structure initiale. L’atteinte d’un plateau dans le profil RMSD a été utilisée comme critère principal pour l’équilibre du système et la stabilité structurelle.
Analyse statistique générale
Dans cette expérience, les calculs de groupe ont été réalisés à l’aide de tests t ou d’une analyse unidirectionnelle de la variance (ANOVA).