Évaluation comparative in vitro du biofilm Staphylococcus aureus sur surfaces modifiées par l’acide polylactique imprimé en 3D et le polyéthylène térephtalate glycol

Résumé

Cette étude évalue la formation de biofilms sur l’acide polylactique (PLA) et le polyéthylène téréphtalate glycol (PETG) imprimés en 3D, à l’aide de modèles in vitro statiques, semi-statiques et dynamiques. La méthodologie soutient le développement de dispositifs médicaux plus sûrs et fait progresser la recherche sur les biofilms dans les biomatériaux imprimés en 3D.

Résumé

L’impression tridimensionnelle (3D) a accéléré le développement de dispositifs médicaux personnalisés, mais la formation de biofilms sur les matériaux imprimés reste une menace majeure pour la sécurité et la performance des implants. Parce que la chimie des matériaux et les caractéristiques de surface dépendantes de l’impression peuvent influencer l’attachement bactérien et la tolérance aux antibiotiques, des approches in vitro standardisées permettant des comparaisons significatives entre les polymères d’impression 3D couramment utilisés sont nécessaires. Ici, nous comparons le développement de biofilms sur l’acide polylactique (PLA) et le polyéthylène térephtalate glycol (PETG) en utilisant un cadre d’évaluation in vitro multi-modèles qui capture des aspects complémentaires de la biologie du biofilm, notamment l’adhésion précoce, la maturation et la tolérance aux antimicrobiens, dans des conditions statiques et de flux. Les biofilms de S. aureus ont été établis et évalués à l’aide de critères quantitatifs (charge bactérienne viable et concentration minimale d’éradication des biofilms [MBEC]) et qualitatifs (microscopie électronique à balayage). Le PLA et le PETG soutenaient tous deux la formation de biofilms à travers les modèles ; cependant, le PLA avait tendance à montrer une adhésion précoce plus élevée et une plus grande densité de biofilms. Dans les tests statiques, le PLA a montré des valeurs d’UFC plus élevées que le PETG, tandis que les valeurs de MBEC en vancomycine étaient similaires entre les matériaux. Des différences dépendantes de l’analyse dans le MBEC ont été observées entre les plateformes, soulignant comment la structure du modèle peut influencer la susceptibilité apparente aux antimicrobiens. Sous écoulement dynamique, la charge de biofilm augmentait par rapport aux conditions statiques, avec des différences minimales dépendantes du matériau. Collectivement, ces résultats mettent en lumière la susceptibilité des deux polymères à la formation de biofilms et démontrent la valeur d’un cadre multi-modèles pour évaluer le comportement des biofilms associés aux matériaux et évaluer les performances antimicrobiennes sur des substrats pertinents pour les dispositifs imprimés en 3D.

Introduction

Les avancées récentes en impression 3D ont conduit à une adoption croissante des dispositifs médicaux imprimés en 3D en raison de leur rentabilité, de leur haute précision, de leur conception structurelle complexe, de leur utilisation efficace des matériaux et de leur conception spécifique aux patients ^1,2. Ces avancées favorisent des progrès cliniques significatifs dans le développement d’implants orthopédiques^{personnalisés} 3,4,5,6, craniofacial ^7,8, dentaire ^1,9 et^{spinal 10,11}.

De nombreuses techniques et matériaux permettent désormais un contrôle précis des paramètres de conception, ce qui permet d’optimiser les caractéristiques de surface et d’améliorer la fonctionnalité globale de^{l’appareil 2,12,13}. La surface de l’implant est d’une importance cruciale, car elle sert d’interface principale avec l’environnement de l’hôte et influence les réponses immunitaires, l’adhésion bactérienne et l’intégration tissulaire — des facteurs essentiels à la performance à long terme^{de l’appareil 14,15}. Cependant, cette même interface pose également un défi majeur, car les infections associées aux dispositifs médicaux implantables peuvent entraîner de graves complications et sont souvent difficiles à traiter en raison de la capacité des agents pathogènes à former des biofilms attachés à^{la surface} 16,17,18,19.

Dans ce contexte, les essais in vitro de modèles de biofilms sur des matériaux destinés à la fabrication de dispositifs médicaux implantables représentent une étape fondamentale dans le processus d’évaluation des risques et de développement^{du produit 20}. Ces tests permettent d’étudier la susceptibilité du matériau à l’adhésion microbienne, à la formation et à la maturation des biofilms, ainsi que d’évaluer l’efficacité des stratégies antimicrobiennes ou des modifications de surface visant à prévenir la croissance microbienne.

Une autre limitation de nombreux tests biofilms in vitro est qu’ils sont fréquemment réalisés sur un seul substrat standardisé (souvent un seul polymère ou un matériau de laboratoire générique), en supposant implicitement que les résultats sont transférables entre les matériaux^{du dispositif 21}. Cela pose problème pour les dispositifs médicaux imprimés en 3D, où la chimie des polymères et les caractéristiques de surface dépendantes de la fabrication peuvent varier considérablement et influencer directement l’attachement bactérien, la maturation des biofilms et la tolérance^{aux antimicrobiens 22}. Par conséquent, évaluer le comportement du biofilm sur les polymères réels utilisés dans la fabrication, plutôt que d’extrapoler à partir d’un seul substrat de référence, comble une lacune importante dans la pratique actuelle des tests.

Parce que la surface de l’implant est l’interface clé avec l’hôte, elle influence fortement l’adhésion bactérienne et la formation de biofilms, qui sont à l’origine de nombreuses infections et échecs de traitement associés à l’appareil. Nous avons émis l’hypothèse que les polymères imprimés en 3D couramment utilisés diffèrent par leur capacité à soutenir le développement du biofilm de S. aureus et par leur susceptibilité à l’éradication du biofilm médiée par la vancomycine. En conséquence, nous avons réalisé une évaluation qualitative et quantitative de la formation de biofilms sur des modèles de matériaux imprimés en 3D. Dans la présente étude, une évaluation qualitative et quantitative de la formation de biofilms sur des modèles de matériaux imprimés en 3D a été réalisée.

Protocole

Tous les produits chimiques dangereux (par exemple, glutaraldéhyde, tampon cacodylate de sodium, hexaméthyldisilazane [HMDS] et éthanol) ont été manipulés conformément aux politiques institutionnelles de santé et sécurité environnementale (EHS). La préparation et l’utilisation de réactifs volatils/toxiques ont été effectuées dans une hotte chimique certifiée avec un équipement de protection individuelle approprié (blouse de laboratoire, protection oculaire et gants résistants aux produits chimiques), et les solvants inflammables ont été tenus à l’écart des sources d’inflammation. Les déchets chimiques étaient séparés et collectés dans des contenants correctement étiquetés (y compris des déchets dédiés contenant de l’arsenic pour le cacodylate et des déchets solvants pour le HMDS/éthanol) pour leur élimination dans le cadre du programme institutionnel des déchets dangereux. Les matières bio-dangereuses (cultures bactériennes, plaques contaminées et objets jetables) ont été décontaminées selon les procédures de biosécurité (par exemple, autoclavage ou désinfectants approuvés) avant leur élimination, et toute stérilisation à l’oxyde d’éthylène a été réalisée conformément aux protocoles certifiés de l’installation et aux pratiques d’aération requises.

Modèles imprimés en 3D
Les modèles ont été conçus à l’aide d’un logiciel gratuit de conception assistée par ordinateur et imprimés à l’aide d’une imprimante 3D équipée de la modélisation par dépôt fusionné, avec des filaments de 1,75 mm de diamètre d’acide polylactique (PLA) et de polyéthylène térephtalate glycol (PETG) (Table of materials). Les paramètres d’impression utilisés pour la fabrication des échantillons étaient les suivants : vitesse de déplacement de la buse (0,4 mm) de 1800 mm/min ; vitesse de première couche de 300 mm/min ; température d’extrusion de la buse de 220 °C (PLA) et 255 °C (PETG) ; température de lit de 60 °C ; hauteur de couche de 0,08 mm ; largeur d’extrusion de 0,48 mm et ; densité de remplissage de 100 % pour tous les échantillons. Aucun des échantillons ne nécessitait l’utilisation de structures de soutien. Les modèles 3D comprenaient des disques, des plaques à fond plat, le dispositif biofilm Calgary (CBD) et le dispositif Robbins modifié (MRD). Les disques étaient conçus comme un cylindre de 6 mm (diamètre) sur 6 mm (hauteur).

Pour le centre-ville, un modèle a été créé (Table des matériaux). Le CBD se composait de deux parties : une plaque de base, une plaque micro-titrante standard à 96 puits (format ANSI/SLAS) et un couvercle (plaque à chevillets) : un couvercle en polymère (PLA ou PETG) avec 96 chevilles cylindriques de 2 mm de diamètre et 5 mm de hauteur. Le MRD a été développé avec des goupilles de 4 mm (diamètre et hauteur) fixées dans un modèle à vis (Table of materials). Après avoir terminé le processus d’impression, les modèles étaient soigneusement retirés de la plaque de construction, inspectés visuellement pour détecter d’éventuelles déformations, puis stérilisés avec de l’oxyde d’éthylène.

Modèle de disque du biofilm statique
Cette méthode a été utilisée pour induire la formation de biofilms sur le PLA en utilisant les disques cylindriques de 6 mm × 6 mm décrits précédemment⁽Figure 1).

Figure 1 : Disques PLA et PETG et une plaque à 24 puits pour la formation de biofilms sur les modèles de ces disques. (A) Disques représentatifs imprimés en 3D en PLA et PETG avant l’inoculation bactérienne et la formation de biofilms. (B) Disques de PLA et de PETG positionnés dans une plaque à 24 puits lors de l’induction du biofilm sous des conditions de culture in vitro. Abréviations ; PLA = acide polylactique ; PETG = polyéthylène térephtalate glycol modifié. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

S. aureus était conservé à −80 °C dans un bouillon de soja tryptique (TSB) complété avec 15 % de glycérol et, avant chaque expérience, cultivé sur de l’agar sanguin et incubé pendant 24 heures à 37 °C. Une colonie isolée a été resuspendue dans 10 mL de TSB complétée avec 50 mM de glucose, ajoutée à un tube conique de 50 mL, puis incubée pendant 24 heures à 37 °C dans un vibreur orbital à 120 tr/min. La culture résultante a été centrifugée pendant 5 minutes à 200 x g, et le surnageant a été abandonné. Le pellet a été lavé trois fois avec 10 mL de NaCl stérile à 0,9 %. Lors de la dernière étape de lavage, le pellet a été resuspendu dans 10 mL de TSB frais pour obtenir une suspension bactérienne avec une turbidité équivalente à la norme McFarland de 0,5 (environ 1,5 × 10⁸ UFC/mL), telle que déterminée par la néphélométrie. La suspension a ensuite été diluée à 1:10 dans 10 mL de TSB dans un tube conique de 15 mL pour atteindre une concentration bactérienne finale de 10,7 UFC/mL. Pour les expériences avec des disques, 2 mL de la suspension bactérienne précédente ont été ajoutés à chaque puits de plaques stériles à 24 puits pour recouvrir chaque groupe de disques (PLA et PETG) pendant 2 heures afin de permettre l’adhésion cellulaire. Les disques ont ensuite été transférés de façon aseptique à l’aide d’une pince stérile sur une nouvelle plaque stérile à 24 puits contenant 2 mL de NaCl à 0,9 % pour éliminer les cellules planctoniques. Des 10 mL frais de TSB ont été ajoutés aux puits, et les plaques ont été incubées à 37 °C pendant 24 heures. Au cours de cette étape, les cellules adhérant aux surfaces du disque formaient un biofilm. Après l’incubation, le milieu de culture a été aspiré, et les disques ont été lavés avec 2 mL de 0,9 % de NaCl pour éliminer le milieu résiduel et les cellules non adhérentes. Une plaque à 24 puits était préparée avec 1 mL de solution de vancomycine à des dilutions sérieuses (2 à 4 096 mg/L), et les disques étaient immergés pendant 24 heures. Un groupe témoin sans vancomycine (NaCl 0,9 %) a été inclus. Après 24 heures, les disques ont été lavés avec 2 mL de NaCl 0,9 %.

Pour quantifier les bactéries adhérées sur les disques, chaque disque a été transféré à l’aide d’une pince stérile dans un microtube contenant 1 mL de NaCl stérile à 0,9 %, puis sonique dans un bain ultrasonique pendant 15 minutes à 40 kHz et 37 °C pour détacher les cellules adhérées. Les microtubes ont été vortexés pendant 60 secondes pour assurer la désagrégation complète des amas cellulaires. Des aliquotes de 100 μL de l’échantillon non dilué (10°) et des dilutions 10⁻² et 10⁻⁴ dans un NaCl stérile à 0,9 % ont été placées sur TSA et incubées pendant 24 heures à 37 °C. La croissance bactérienne était quantifiée en comptant l’UFC sur une plaque et exprimée en UFC/mL.

Plaques à fond plat à 24 puits pour une concentration minimale d’éradication du biofilm
Pour les expériences sur plaques à 24 puits, 3 mL de suspension bactérienne (préparée comme décrit ci-dessus) ont été ajoutés à chaque puits pendant 2 heures afin de permettre une adhésion cellulaire adéquate. Ensuite, la suspension bactérienne a été aspirée et 3 mL de NaCl stérile à 0,9 % ont été ajoutés pour éliminer les cellules planctoniques. Des 3 mL frais de TSB ont ensuite été ajoutés, et les plaques ont été incubées à 37 °C pendant 24 heures. Au cours de cette étape, les cellules adhérant aux surfaces du puits formaient un biofilm. Après l’incubation, le TSB a été aspiré et les puits ont été lavés avec 3 mL de NaCl à 0,9 % pour éliminer le milieu résiduel et les cellules non adhérentes. 3 mL de solution de vancomycine à dilutions sérieuses (2 096 mg/L) ont été ajoutés à chaque puits. Un groupe témoin sans vancomycine (NaCl 0,9 %) a été inclus.

Après 24 heures, la solution a été retirée, et chaque puits a été doucement lavé deux fois avec 3 mL de 0,9 % de NaCl. Trois millilitres de NaCl à 0,9 % ont été ajoutés à chaque puits, la plaque a été capuchée et scellée avec du parafilm, puis sonicée dans un bain ultrasonique pendant 15 minutes à 40 kHz et 37 °C pour détacher le biofilm adhéré. Des aliquotes de 100 μL ont été prélevées dans les puits, et l’échantillon non dilué (10°) ainsi que les dilutions 10⁻² et 10⁻⁴ préparées dans un NaCl stérile à 0,9 % ont été placées sur la TSA et incubées pendant 24 heures à 37 °C. La croissance bactérienne a ensuite été quantifiée en comptant l’UFC/mL. Toutes les expériences ont été réalisées en triple exemplaire. La concentration minimale d’éradication du biofilm (MBEC) a été définie comme une réduction d’au moins 3 log₁₀ par rapport au groupe témoin (Figure 2).

Figure 2 : Plaques imprimées à 24 puits. (A)Plaques à 24 trous imprimées avec PLA. (B)Plaques à 24 puits imprimées avec PETG. Abréviations ; PLA = acide polylactique ; PETG = Polyéthylène térephtalate glycol. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Le dispositif de biofilm de Calgary
Le CBD se compose d’une plaque micro-titer à 96 puits et d’un couvercle avec 96 piqs, chacun conçu pour s’adapter précisément à un puits lorsque le couvercle est placé sur la plaque. Pour induire la formation de biofilms, chaque puits d’une plaque stérile à 96 puits était rempli avec 200 μL de suspension bactérienne, puis des couvercles stériles étaient placés sur la plaque. Les plaques assemblées ont été incubées à 37 °C pendant 24 heures dans des conditions statiques afin de permettre le développement du biofilm sur les chevilles. Après l’incubation, les couvercles des claviers étaient délicatement rincés dans une plaque à 96 puits contenant 200 μL de 0,9 % de NaCl pour retirer les cellules planctoniques. La plaque avec les piquets a été immergée dans une autre plaque de 96 puits contenant de la vancomycine à des concentrations progressives (2 à 4 096 mg/L) et incubée à 37 °C pendant 24 heures dans des conditions statiques.

La plaque avec les piquets a été rincée dans une plaque à 96 puits contenant 200 μL de 0,9 % de NaCl, et les chevilles ont été soigneusement estampées dans une plaque TSA de 15 cm et incubées à 37 °C pendant 24 heures. Une croissance bactérienne a été observée, et le MBEC a été défini comme la concentration la plus faible à laquelle aucune croissance n’a eu lieu. Toutes les expériences ont été réalisées en triple exemplaire (Figure 3).

Figure 3 : Dispositif Calgary et plaques à fond plat à 96 puits imprimées en PLA et PETG. (A) Dispositif Calgary imprimé avec PLA. (B)Plaques à fond plat à 96 puits imprimées avec PLA. (C) Appareil Calgary imprimé au PETG. (D) Plaques à fond plat à 96 puits imprimées en PETG. Abréviations ; PLA = acide polylactique ; PETG = polyéthylène térephtalate glycol. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Un système dynamique dans des conditions continues d’écoulement
Chaque MRD contient cinq chevilles individuelles fixées dans un modèle à vis et disposées linéairement le long d’un canal à section rectangulaire. Le système dynamique consistait en une fiole contenant 1 L de solution avec l’antibiotique à tester, reliée à une pompe péristaltique via un tube en silicone couplé au MRD. L’assemblage se faisait dans une armoire à flux d’air laminaire pour éviter toute contamination. Le débit moyen était maintenu à 1 mL/min et circulé dans le système pendant 24 heures. Le fluide qui traverse le MRD est rejeté dans une autre fiole de verre (sans recirculation).

Les biofilms de S. aureus ont été induits sur les piquets d’un MRD, faisant tomber les piquets sur des plaques à 24 puits avec un TSB de 3 mL à une concentration de 107 UFC/mL. Les piquets ont été délicatement rincés par immersion dans une plaque à 24 puits remplie de 3 mL de solution de NaCl à 0,9 %. Les chevilles étaient soigneusement vissées dans le MRD (n = 5). La solution de vancomycine (40 mg/L) diluée à 0,9 % de NaCl a été infusée via le MDR à l’aide de la pompe comme décrit ci-dessus pendant 24 heures. Un groupe témoin sans antibiotiques (0,9 % de NaCl) a été inclus. Cette concentration a été choisie en fonction de la concentration sérique obtenue lors de fortes doses de vancomycine intraveineuse, comme décrit^{précédemment 24}. Les broches ont été retirées aseptiquement du MRD à l’aide d’une pince stérile, placées dans des microtubes contenant 1 mL de NaCl stérile à 0,9 % après un lavage avec 0,9 % de NaCl, puis soniquées dans un bain ultrasonique pendant 15 minutes à 40 kHz et 37 °C pour assurer un décollement complet du biofilm. Les microtubes ont été manipulés pendant 60 s, et la procédure a été répétée trois fois pour perturber les granulats résiduels de biofilms. Des aliquotes de 100 μL ont été plaquées sur TSA, et les plaques ont été incubées pendant 24 heures à 37 °C. La croissance bactérienne a été quantifiée et exprimée en UFC/mL (Figure 4).

Figure 4 : Dispositif Robbins modifié avec PETG et PLA et une photo du système dynamique. (A) dispositif Robbins modifié imprimé avec PETG ou PLA. (B) Photo du système dynamique. Abréviations ; PLA = acide polylactique ; PETG = polyéthylène térephtalate glycol. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Microscopie électronique à balayage
Pour visualiser la morphologie et la structure des biofilms, une microscopie électronique à balayage (MEB) a été réalisée sur les disques. Le biofilm a été induit sur des disques comme décrit dans les protocoles. Les disques ont été soigneusement retirés de la plaque à l’aide d’une pince stérile et fixés avec une solution (0,68 g de saccharose, 0,42 g de cacodylate de sodium, 0,6 mL de glutaraldéhyde à 30 %), avec 19,4 mL d’eau déionisée, pendant 45 minutes. Par la suite, les échantillons ont été transférés dans une solution tampon (0,68 g de saccharose et 0,42 g de cacodylate de sodium) pendant 10 minutes. Les échantillons ont ensuite été déshydratés dans une série d’éthanol graduée (35 %, 50 %, 70 % et 100 %) pendant 10 minutes chacun. Ensuite, les spécimens ont été transférés dans une autre boîte de Petri et recouverts de 100 % d’hexaméthyl disilazane pendant 10 minutes. Enfin, les disques étaient recouverts de sputter d’or à l’aide d’une pompe rotative et montés sur un moignon métallique pour être observés sous différents grossissements au microscope électronique à balayage (Figure 5).

Figure 5 : Microscopie électronique à balayage de modèles imprimés en 3D PLA et PETG avec et sans induction de biofilm. (A) Photographie microscopie électronique à balayage de PLA sans biofilm. (B) Photographie microscopique électronique à balayage du PETG sans biofilm. (C) Photographie de microscopie électronique à balayage des bactéries formant des biofilms sur des disques de PLA. (D) Photographie de microscopie électronique à balayage des bactéries formant des biofilms sur des disques de PETG. C et D présentent des caractéristiques typiques des biofilms : organisation bactérienne en structure 3D, adhésion aux surfaces et présence d’une matrice extracellulaire. La barre d’écailles blanche représente 10 μm. Abréviations ; PLA = acide polylactique ; PETG = Polyéthylène térephtalate glycol. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Analyse statistique
Certaines analyses étaient descriptives. Pour les données quantitatives, la taille de l’échantillon justifiait l’utilisation de la médiane avec la plage interquartile, avec le test de Mann-Whitney pour la comparaison statistique. Une valeur p < 0,05 a été considérée comme statistiquement significative.

Résultats

Modèle de disque du biofilm statique
Ce test est utilisé pour déterminer le MBEC sur des échantillons individuels. Des dilutions progressives doubles de vancomycine ont démontré une formation de biofilms de base de 7,48 × 10⁵ UFC/mL [IQR 6,34–8,72] pour le PLA et 3,60 × 10⁵ CFU/mL [IQR 3,08–5,52] pour le PETG. Bien que les deux matériaux aient montré des densités de biofilms dans la fourchette de 10^{à 5} , une différence statistiquement ...

Discussion

Cette étude propose une évaluation complète inn vitro de la formation de biofilms sur des polymères de qualité médicale imprimés en 3D, en particulier le PLA et le PETG, en utilisant quatre plateformes expérimentales complémentaires : des tests à disque statique, des modèles de plaques à 24 puits, le CBD, et un système de flux dynamique basé sur un MRD. En intégrant ces modèles, l’étude vise à caractériser le comportement des matériaux d’impression distincts lorsqu’ils sont expo...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
0,9 % NaCl	Fresenius Kabi Brésil, Ceara, Brésil	17811
Imprimante 3D avec technologie de modélisation par dépôt fondu (Bambu X1-Carbon) et nbsp ;	Bambu Lab, Shenzhen, Chine	PF001-P
Agar sanguin	NewProv, Paraná ; Brésil	PA31
Appareil de Calgary pour biofilm téléchargeable	Pas de compagnie	Voir le lien (sans numéros de catalogue)	https://www.printables.com/model/1464751-calgary-model-biofilm
Plaques multipuits en culture cellulaire, 24 puits	Greiner Bio-One, Kremsmü ; nster & Ouml ; Sterreich, Autriche & nbsp ;	662160
Centrifugeuse (5910 Ri)	Eppendorf, Hambourg, Allemagne	5943000511
Tube centrifugeuse stérile 15 mL	Corning, Missouri, États-Unis	430790
Tube centrifuge stérile 50 mL	Corning, Missouri, États-Unis	430291
Contrôleur de pipette électronique (Easypet® 3)	Eppendorf, Hambourg, Allemagne	4430000018
Éthanol (&ge ; 99,5 %, réactif ACS)	Sigma-Aldrich, Missouri, États-Unis	459844
Glutaraldéhyde	Merck, Darmstadt, Allemagne	8143931000
Hexaméthyldisilazane	Merck, Darmstadt, Allemagne	440191
Incubateur (502/4-C)	Fanem, Sã ; o Paulo, Brésil	502007700
Armoire à flux d’air laminaire (BioSEG 9)	Veco, Sã ; o Paulo, Brésil	1EAC3770
Pipette mécanique (Référence Eppendorf & rég. 2)	Eppendorf, Hambourg, Allemagne	4924000061
Appareil Robbins modifié téléchargeable	Pas de compagnie	Voir le lien (sans numéros de catalogue)	https://www.printables.com/model/1481700-robbins-device-modified
Néphalomètre  ;	Alfakit, Florian & oacute ; Polis, Brésil	7718
Secoueur orbital (INNOVA 44R)	Eppendorf, Hambourg, Allemagne	M1282-0314
Parafilm M	Amcor, Illinois, États-Unis	PM-996
Pompe péristaltique (Minipuls® 3)	Gilson, Villiers-le-Bel, France	F117604
Boîte de Petri (90 x 15 mm)	Greiner Bio-One, Sã ; o Paulo, Brésil	630164
Embout de pipette 1 et n ; 200 et mu ; L	Corning, Missouri, États-Unis	CLS4142
Polyéthylène térephtalate glycol (PETG)	Creality, Chine	44759
Acide polylactique (PLA) Ultrafuse® ; PLA PRO1	BASF, Maarssen, Pays-Bas	PR1-7501A075
Pompe rotative (Q150R ES Plus)	Quorum Technologies, Lewes, Royaume-Uni	13034
Microscope électronique à balayage (Vega3 LMU)	Tescan, Brno, République tchèque	Voir le lien (sans numéros de catalogue)	https://tescan.com/product-portfolio
Pipette sérologique 10 mL	Corning, Missouri, États-Unis	CLS4488
Cacodylate de sodium	Sigma-Aldrich, Missouri, États-Unis	C0250
Staphylococcus aureus ATCC® ; Contrainte 25923	Laborclin, Pinhais, Brésil	660674
Saccharose	Sigma-Aldrich, Missouri, États-Unis	59378
Le téléchargeable à fond plat à 24 puits	Pas de compagnie	Voir le lien (sans numéros de catalogue)	www.printables.com/model/104339-24-well-plates  ;
Agar tryptique de soja & nbsp ;	Kasvi, Madrid, Espagne	K25-1068
Bouillon de soja tryptique & nbsp ;	Sigma-Aldrich, Missouri, États-Unis	22092
Congélateur ultra bas (IULT 335 D)	Indrel, Paraná, Brésil	12038
Bain ultrasonique (Soniclean 15)	Sanders Medical, Minas Gerais, Brésil	Voir le lien (sans numéros de catalogue)	https://sandersdobrasil.com.br/produto/lavadora-ultrassonica-soniclean-15d/
Vancomycine	ABL, Sã ; o Paulo, Brésil	15,56,20,041
Vortex (FLEXVORTEX)	Loccus, Sã ; o Paulo, Brésil	4500