Article de méthode

Cartographie de la morphologie des cellules étoilées hépatiques dans des modèles murins de fibrose hépatique

DOI :

10.3791/70396

⸱

13 février 2026

 , 
1Division of Liver Diseases, Icahn School of Medicine at Mount Sinai

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole présente un pipeline d’imagerie complet pour visualiser et modéliser la morphologie des cellules étoilées hépatiques dans le tissu hépatique intact. Cette approche combine le marquage fluorescent des fibroblastes utilisant la génétique de la souris, une préparation tissulaire in situ basée sur la perfusion hépatique, et une méthode modifiée de nettoyage tissulaire iDISCO pour obtenir une transparence optique.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les fibroblastes résidents dans les tissus sont les moteurs cellulaires de la fibrose à travers les tissus. Au sein du foie, les cellules étoilées hépatiques (HSC), les péricytes résidents, avec leur morphologie « étoilée » unique, s’activent en myofibroblastes fibrogènes lors de la blessure pour produire la cicatrice hépatique. Bien que des décennies de travail aient permis d’élucider les principales voies de signalisation sous-jacentes à l’activation des HSC, la signification fonctionnelle de leur morphologie dendritique distincte reste insaisissable en raison des limitations techniques en imagerie et analyse. Ce protocole présente un pipeline d’imagerie complet pour visualiser et modéliser la morphologie des HSC dans le tissu hépatique intact. Cette approche combine le marquage fluorescent des CSH utilisant la génétique de la souris, une préparation tissulaire in situ à base de perfusion hépatique, et une méthode modifiée de déblaiement tissulaire iDISCO pour obtenir une transparence optique dans des échantillons de tissu pouvant avoir plusieurs centimètres d’épaisseur. Les échantillons validés sont imagés à l’aide de plateformes de microscopie confocale optimisées, et les ensembles de données d’images sont traités à travers un flux d’analyse personnalisé pour la reconstruction tridimensionnelle de HSC individuels à résolution monocellulaire. Ensemble, ce pipeline permet une cartographie reproductible de la morphologie des HSC dans le microenvironnement complexe du foie, incluant leurs processus dendritiques et leurs relations spatiales avec les cellules voisines. Au-delà du foie, le flux de travail est adaptable aux fibroblastes d’autres organes, tels que le poumon, le rein, l’intestin et le cœur, où les cellules mésenchymates résidentes présentent des rôles fibrogéniques similaires dans les maladies. Le cadre proposé établit donc une base méthodologique pour des études comparatives inter-organes visant à sonder les relations structure-fonction des fibroblastes et les vulnérabilités thérapeutiques dans les maladies fibrotiques.

Introduction

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La fibrose, ou cicatrice pathologique des tissus, est la dernière voie commune pour presque toutes les maladies chroniques des organes et contribue à environ 40 % des décès dans les paysindustrialisés. Dans le foie, la fibrose provient d’insultes chroniques telles que l’hépatite virale, la consommation d’alcool ou, de plus en plus, la maladie hépatique stéatotique associée à un dysfonctionnement métabolique (MASLD), qui touche actuellement 30 à 40 % des adultes aux États-Unis. Les atteintes chroniques au foie et la fibrose progressive qui en résulte augmentent considérablement le risque de maladies hépatiques terminales telles que la cirrhose, l’insuffisance hépatique et le carcinome hépatocellulaire2. 3,4,5.

Les cellules stellaires hépatiques (CSH) sont centrales à l’homéostasie hépatique et à la fibrogenèse. Dans les foies sains, les CSH existent dans un état quiescent, stockant la vitamine A, et contribuent à l’homéostasie des hépatocytes et, globalement, de l’ensemble dufoie 6,7. Cela est clairement démontré par les études sur l’épuisement des HSC, où l’élimination de presque tous les HSC dans le foie sain diminue la masse hépatique et limite fortement la régénérationhépatique 7,8. En cas de blessure, les HSC s’activent en cellules ressemblant à des myofibroblastes qui prolifèrent, migrent vers les zones endommagées et produisent une matrice extracellulaire excessive (ECM), formant des cicatrices fibrotiques. Les CSH activés dans les foies fibrotiques sont également à l’origine des fibroblastes associés au cancer et jouent un rôle de promotion tumorale dans le carcinome hépatocellulaire 9,10,11,12. Les HSC quiescentes possèdent une morphologie neuronale unique avec de petits corps cellulaires d’où s’étendent des projections à longue portée. Les CSH prennent une forme plate en forme de myofibroblaste lorsqu’elles sont activées dans lafibrose 13. Bien que des décennies de travaux aient permis d’élucider les voies de signalisation contrôlant la production de MEE par les HSC, la signification fonctionnelle de leur morphologie neuronale distincte, sa régulation, la possibilité de faciliter les interactions au sein de la niche des HSC, et de contribuer à la fibrogénicité et à la maladie des HSC restentinsaisissables 14,15.

Les méthodes actuelles pour visualiser la morphologie des HSC se limitent à des images bidimensionnelles (2D) de cellules cultivées in vitro ou de coupes de tissu in vivo , et capturent rarement l’intégralité de la morphologie des HSC avec des projections s’étendant sur plusieurs longueurs cellulaires dans toutes les directions. De plus, le marqueur HSC le plus couramment utilisé, la desmine, ne peut pas capturer pleinement la morphologie neuronale unique des HSC dans la coloration par immunofluorescence, car la desmine est une protéine cytosquelettique qui ne marque que les filaments intermédiaires dans lesHSC16. Ces défis méthodologiques jusqu’à présent ont entravé la capacité de capturer pleinement la morphologie des HSC et leurs interactions cellulaires de manière tridimensionnelle (3D) dans leur contexte naturel à résolution unicellulaire. En conséquence, des questions fondamentales concernant la façon dont la morphologie des HSC se rapporte à leur état fonctionnel et à leurs interactions avec les types cellulaires voisins restent non résolues.

Cet article présente un pipeline d’imagerie et d’analyse innovant et complet pour visualiser et modéliser la morphologie des HSC dans le tissu hépatique intact. Cette méthode intègre plusieurs innovations clés : (1) marquage fluorescent des HSC à l’aide de modèles souris génétiquement rapporteurs, (2) perfusion et fixation hépatique optimisées in situ pour préserver l’architecture tissulaire intacte et les relations cellulaires, (3) un protocole modifié de déblaiement tissulaire basé sur iDISCO pour obtenir une transparence optique17, (4) une microscopie confocale haute résolution pour la capture d’images en profondeur, et (5) un flux de travail computationnel personnalisé pour la reconstruction d’images 3D et la quantité quantitative analyse de CSH individuels. Le protocole impose certaines contraintes sur la taille des tissus et l’engagement en temps qui doivent être prises en compte. Ensemble, ce protocole fournit un cadre robuste et reproductible pour capturer la structure 3D complexe des HSC et pour cartographier leurs relations spatiales avec les cellules vasculaires, immunitaires et parenchymateuses voisines. Les stratégies et pipelines présentés ici pour le foie sont également facilement adaptables à d’autresorganes 17,18,19.

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Protocole

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Toutes les expériences sur la souris utilisées dans cette étude ont été approuvées par le comité de soins et d’utilisation des animaux de l’Icahn School of Medicine du mont Sinai. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Génération de souris avec des HSC marqués tdTomato (TdT)

  1. Créer des éleveurs Tg(lox-stop-lox-TdTomato) x Tg(Lrat :Cre) (souche Jackson Laboratories #00791420 et Mutant Mouse Resource & Research Centers (MMRRC) souche #06959521-JAX, respectivement).
    REMARQUE : Attendez-vous à des déchets après 3 semaines. Utilisez des femelles LratCre pour la reproduction, car une certaine expression de Cre a été détectée dans la lignée germinale des mâles.
  2. Collecter les queues et la portée du génotype F1 pour identifier Tg(Lrat :Cre) ; Tg(LSL-TdT) qui expriment sélectivement le fluorophore TdTomato dans les cellules étoilées hépatiques.

2. Perfusion hépatique in situ et fixation

  1. Installation préopératoire
    1. Préparez un mélange kétamine/xylazine pour l’anesthésie de souris en mélangeant 2 mL de kétamine, 1 mL de xylazine et 7 mL d’eau.
      REMARQUE : La kétamine est une substance contrôlée et nécessite une licence et une régulation appropriées pour une utilisation en laboratoire.
    2. Préparez la solution de perfusion de paraformaldéhyde à 4 % (PFA) dans 1x solution saline tamponnée phosphate (PBS).
    3. Installez la pompe péristaltique en laissant passer 1x PBS à travers le tube et réglez le débit à 2 mL/min.
      REMARQUE : Assurez-vous qu’il n’y a pas de bulle d’air dans le tube.
  2. Peser la souris pour déterminer la quantité du mélange de kétamine/xylazine à injecter.
  3. Injectez le mélange de kétamine/xylazine par voie intrapéritonéale dans la souris.
    REMARQUE : Injectez 200 μL du mélange pour chaque 20 g de poids de souris.
  4. Placez la souris dans un contenant avec un couvercle et attendez environ 20 minutes qu’elle soit complètement anesthésiée.
    REMARQUE : Pincez l’orteil de la souris pour vérifier l’absence de réflexe. Assurez-vous que la souris est toujours vivante au moment de la perfusion commencée.
  5. Transférez la souris du récipient en verre à la plateforme chirurgicale en position couchée.
    ATTENTION : Les PFA sont toxiques et volatils ; Par conséquent, effectuer la procédure de perfusion dans une cagoule chimique. Collecter et éliminer correctement le flux de PFA conformément aux directives institutionnelles de biosécurité.
  6. Pincez les paumes du pied de la souris avec des pinces pour vous assurer que la souris ne présente aucun mouvement de réflexes ou de spasmes.
  7. Piquez 4 paumes avec des aiguilles pour écarter l’abdomen de la souris.
  8. Vaporisez l’abdomen avec 70 % d’éthanol pour humidifier le pelage.
  9. Utilisez des pinces pour soulever la peau au milieu de l’abdomen, aligner avec les pattes arrière, puis commencer à couper la peau (les deux couches) pour révéler l’abdomen.
  10. Utilisez des cotons-tiges humides au PBS pour déplacer les intestins et autres organes sur le côté et soulever le lobe gauche.
  11. Coupez soigneusement la membrane attachée entre le lobe gauche et le lobe caudé.
  12. Utilisez une suture pour attacher à la base supérieure du lobe gauche.
  13. Coupez le lobe gauche sous le nœud de suture et mettez de côté le lobe gauche pour la collecte et le traitement des échantillons de tissu, selon les besoins expérimentaux (comme la congélation directe dans de l’azote liquide, l’incorporation dans un composé à température de coupe optique (OCT) ou la fixation de formol).
  14. Utilisez des tige-cotons humides au PBS pour déplacer le foie et révéler la veine porte.
  15. Insérez soigneusement l’aiguille du cathéter dans la veine porte à peu près à mi-longueur de la veine porte.
    REMARQUE : Pour faciliter l’insertion du cathéter, soulevez le corps de la souris en plaçant une pince sous le corps pour assurer une surface plus plate. Alignez soigneusement l’aiguille du cathéter aussi parallèlement que possible à la veine porte avant l’insertion.
  16. Retirez l’aiguille du cathéter.
    REMARQUE : Assurez-vous d’un flux sanguin reflux à travers le cathéter pour indiquer la réussite de l’insertion.
  17. Démarrez la pompe de perfusion à un débit de 2 mL/min, connectez le tube au cathéter, et perfonez le foie avec 20 mL de 1x PBS.
    REMARQUE : Assurez-vous que le cathéter est complètement rempli de sang et que le tube est complètement rempli du tampon de perfusion, avant de les connecter afin de ne pas introduire de bulles d’air dans le système.
  18. Clampez l’artère pulmonaire au-dessus du foie avec un hémostat pour empêcher le PBS 1x de traverser le cœur.
  19. Coupez la veine cave inférieure pour libérer l’accumulation de pression.
  20. Ajustez la vitesse de la pompe à 5 mL/min.
    REMARQUE : Laissez environ 15 minutes pour terminer la perfusion.
  21. Arrêtez la pompe pour changer le réservoir à 4 % de PFA.
    REMARQUE : Veillez à ne pas introduire de bulles d’air dans le tube en arrêtant la pompe lorsqu’il reste du liquide dans le réservoir.
  22. Perfusez le foie avec 25 mL de PFA à 4 %.
  23. Une fois la perfusion terminée, retirer le foie des organes environnants en coupant les tissus connexeurs.
  24. Placez le foie dans un tube conique de 50 mL, rempli de 25 mL de PFA à 4 %.
  25. Placez le tube horizontalement sur une plateforme de bascule pendant 1 heure à température ambiante à 1,5 tr/min, pour assurer le mouvement de la solution.
  26. Lavez le foie 3 fois en 1x à la bande sur une plateforme de bascule pendant 30 minutes chacune à température ambiante à 1,5 tr/min.
  27. Conservez le foie dans 20 mL 1x PBS avec 0,02 % deNaN 3 à 4 °C.
    REMARQUE : Conservez le foie sur le long terme à ce stade, jusqu’à au moins un an.

3. Déblaiement tissulaire à base d’iDISCO+

REMARQUE : La description originale du protocole iDISCO+ est accessible à la page 17

Jour 1 : Déshydratation par exemple

  1. Découpez les échantillons de foie en morceaux d’environ 0,5 à 1cm 3.
    REMARQUE : Découpez différents échantillons en différentes formes pour faciliter la détection lors des étapes d’imagerie.
  2. Préparez des dilutions de méthanol à 20 % (vol/vol), 40 %, 60 % et 80 % de méthanol dans de l’eau dans des bouteilles en verre séparées.
  3. Placez les échantillons de foie dans des fioles en verre avec des bouchons vissés (par exemple, 4-7 mL).
    REMARQUE : Placez jusqu’à 6 morceaux d’échantillon de foie dans un flacon en verre de 7 mL.
  4. Déshydratez l’échantillon en utilisant la dilution du méthanol en sérieH2O, 20 % (vol/vol), 40 %, 60 % et 80 % pendant 1 h chacun à température ambiante sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation.
  5. Lavez l’échantillon avec un autre méthanol à 100 % sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation pendant 1 heure à température ambiante.
  6. Refroidissez l’échantillon à 4 °C pendant 30 minutes à 1 heure.
  7. Préparez des dilutions DCM à 66 % (vol/vol) dans du méthanol dans une bouteille en verre.
    REMARQUE : Préparez de nouvelles dilutions à chaque fois. Utilisez des cylindres en verre pour préparer la solution, car la DCM peut dissoudre du plastique, comme le polystyrène.
  8. Incubez des échantillons dans une solution DCM/méthanol à 66 % toute la nuit sur un rotateur de roue à 8 tr/min à température ambiante, sans centrifugation.
    REMARQUE : Attention aux échantillons qui flottent vers le dessus une fois la solution ajoutée.

Jour 2 : Échantillon de blanchiment

  1. Lavez l’échantillon deux fois avec du méthanol à 100 % sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation pendant 1 heure à chaque fois à température ambiante.
  2. Refroidissez l’échantillon à 4 °C pendant 30 minutes à 1 heure.
  3. Faire blanchir l’échantillon dans un mélange refroidi de 5 % d’H, 2O2 dans du méthanol (1 volume de 30 %d’H 2O2 à 5 volumes de méthanol), sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation, à 4 °C pendant la nuit.
    REMARQUE : Préparez une nouvelle solution à chaque fois.

Jours 3-5 : Perméabilisation de l’échantillon

  1. Réhydrater avec du méthanol/Hsérie 2O : 80 %, 60 %, 40 %, 20 %, 1 PBS pendant 1 heure à température ambiante sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation.
  2. Lavez l’échantillon deux fois en PTx.2 (Tableau 1) pendant 1 h chacun à température ambiante sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation.
  3. Incubez les échantillons dans une solution de perméabilisation (Tableau 1) à 37 °C pendant 2 jours.

Jours 5-17 : Immunomarquage

  1. Bloquez les échantillons dans une solution de blocage (Tableau 1) pendant 2 jours à 37 °C.
    REMARQUE : Préparez à chaque fois une nouvelle solution de blocage en raison de l’instabilité du sérum d’âne. Conservez la solution de blocage restante à 4°C pendant jusqu’à 1 mois.
  2. Incuber les échantillons dans des anticorps primaires dilués dans PTwH (Tableau 1) avec 5 % de DMSO et 3 % de sérum d’âne à 37 °C sur un rotateur de roue à 5 tr/min, sans centrifugation pendant 4 jours.
    REMARQUE : Commencez par une dilution primaire d’anticorps à 1:500.
  3. Lavez les échantillons en PTwH 4 à 5 fois pendant 1 heure chacun à température ambiante sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation.
    REMARQUE : Éventuellement, laissez les échantillons laver toute la nuit.
  4. Incuber les échantillons dans des anticorps secondaires et de l’iodure de propidium dilué dans PTwH avec du sérum d’âne à 37 °C à 37 °C sur un rotateur de roue à 5 tr/min, sans centrifugation pendant 4 jours.
    REMARQUE : Commencez par une dilution secondaire d’anticorps à 1:500. Utilisez une dilution d’iodure de propidium 1:250 à partir d’une solution de bouillon de iodure de propidium de 5 mg/mL.
  5. Lavez les échantillons en PTwH 4 à 5 fois pendant 1 heure chacun à température ambiante sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation.
  6. Laissez l’échantillon laver dans PTwH toute la nuit, à température ambiante sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation.

Jour 18 : Dégagement

  1. Déshydratez l’échantillon à l’aide de la dilution du méthanol en série H2O, 20 % (vol/vol), 40 %, 60 %, 80 % pendant 1 h chacun à température ambiante sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation.
  2. Lavez l’échantillon deux fois avec du méthanol à 100 % en rotation pendant 1 h à température ambiante sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation.
  3. Incuber l’échantillon dans des dilutions DCM à 66 % (vol/vol) dans du méthanol pendant 3 h à température ambiante sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation.
  4. Lavez l’échantillon deux fois en 100 % DCM pendant 15 minutes à température ambiante sur un rotateur de roue à 8 tr/min, sans centrifugation.
  5. Incubez l’échantillon dans DBE toute la nuit à température ambiante avant l’imagerie.
  6. Conservez les échantillons sur le long terme dans DBE jusqu’à 1 an sans impact sur le signal de coloration.

4. Imagerie par microscopie confocale

  1. Placez l’échantillon dégagé dans un plat à fond en verre de 35 mm avec un fond en verre #1,5.
  2. Remplissez le plat d’éthyle cinnamate pour submerger complètement l’échantillon.
  3. Placez l’antenne sur la console confocale et ajustez la mise au point pour identifier le meilleur plan qui donne le signal le plus lumineux.
  4. Acquérez une image en tuile sur le plan le plus lumineux pour capturer une grande surface de l’échantillon, en utilisant le format 1024 x 1024 et la vitesse 600.
    REMARQUE : Utilisez un objectif plus bas (10x ou 20x) pour l’image en tuile afin de réduire le temps d’imagerie et la taille du fichier.
  5. En fonction de l’image en tuile, sélectionnez les régions d’intérêt pour collecter un z-scan à plus haute résolution.
  6. Capturez un z-scan à travers le tissu dégagé, couvrant toute la profondeur du tissu à la meilleure résolution du microscope, en utilisant le format 1024 x 1024 et la vitesse 600.
    REMARQUE : Utilisez un objectif 40x en immersion à l’huile pour obtenir la meilleure résolution pour HSC.
  7. Sauvegardez les fichiers image au format LIF et consultez les fichiers en utilisant Fiji ou ImarisViewer 11.0.0.

5. Analyse d’images pour la reconstruction 3D et analyse quantitative de HSC individuels

  1. Convertir les fichiers image au format IMS à l’aide de l’ImarisFileConverter 10.2.0.
  2. Utilisez le modèle Surface sur Imaris 10.2.0 pour détecter l’objet dans les images.
  3. Utilisez l’assistant Création pour effectuer une analyse sur une région 3D sélectionnée d’intérêt, puis appliquez-la à l’ensemble de l’image.
    REMARQUE : Utilisez ceci pour accélérer le processus d’analyse.
  4. Sélectionnez le canal source, l’intensité absolue, puis décochez le bouton lisse pour définir le seuil d’intensité de toute l’image.
  5. Modifie le seuil pour capturer tous les objets de l’image.
  6. Utilisez le nombre de voxels pour filtrer les débris.
  7. Finaliser l’assistant, appuyer sur le bouton statistique pour obtenir toutes les mesures statistiques.

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Résultats

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La perfusion réussie et la fixation du foie de souris sont représentées par une couleur uniforme pâle, beige-jaune, reflétant une élimination efficace du sang et la pénétration du fixateur (Figure 1A,B). Une perfusion inadéquate entraîne des caillots sanguins rouge foncé ou brun, ce qui réduit la clarté optique et entraîne un signal de fond élevé dans ces régions d’échantillon (Figure 1C).

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole décrit un pipeline de préparation d’échantillons reproductible et adaptable, menant à la visualisation tridimensionnelle et à l’analyse quantitative de la morphologie des HSC dans le tissu hépatique intact. L’intégration du marquage génétique des cellules fluorescentes, de la perfusion hépatique in situ et d’une méthode modifiée de déminage iDISCO+ permet d’imager de grands volumes tissulaires à une seule résolution cellulaire tout en préservant l’architecture spati...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce travail est soutenu par 1R01 DK136016-01 et 5P30CA196521 (subvention du centre NCI). La microscopie et/ou l’analyse d’images ont été réalisées au CoRE de microscopie et d’imagerie avancée à l’Icahn School of Medicine à Mount Sinai. Cette recherche a été en partie soutenue par le Tisch Cancer Institute à Mount Sinai, P30 CA196521 - Cancer Center Support Grant.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Anticorps RFP, lapin, pré-adsorbéRockland600-401-379
Antenne inférieure en verre de 35 mm à 4 chambres avec micropuits de 20 mm, verre de couverture #1,5CellvisD35C4201,5N
Injection d’AnaSed (injection de xylazine)Akorn, Inc.NDC 593990110-2020 mg/mL
Tubes centrifugeuses coniques : 50 ml & nbsp ;Faucon352098
Cotonne-tigesMedlineMDS202000
Verrouillage courbé   ; HémostatsFisher Scientific16-100-117
AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG conjugué en Cy3 (H+L)Jackson ImmunoResearch712-165-153
Ciseaux délicats à fonctionnement 4,75" courbés, tranchants/émoussésInstrument chirurgical Roboz
728501
Éther dibenzylique (DBE), 98 %Sigma Aldrich108014
Dichlorométhane (DCM),   ; &ge ; 99.8%Sigma Aldrich270997
Diméthylsulfoxyde (DMSO), &ge ; 99.9%Sigma AldrichD8418
Anti-Rabbit IgG (H+L) Anticorps secondaire fortement adsorbé croisé, Alexa Fluor 647ThermoFisher ScientificA31573
Sérum d’âneEMD MilliporeS30
Éthyle cinnamate, 99 %Sigma Aldrich112372
ciseaux micro-disséqueurs ultra fins ; Lame 24 mmFisher ScientificNC9232515
Rat à anticorps monoclonaux F4/80ThermoFisher Scientific14-4801-82
FidjiNIH
PincesFisher ScientificNC9214139
GlycineBio-Rad1610718
Héparine Sel SodiqueChem-Impex29984
Four d’hybridation hybaïdeTriad ScientificMaxi 14
Peroxyde d’hydrogène, 30 %Sigma Aldrich31642
Logiciel Imaris 10.2.0Oxford Instruments
Logiciel ImarisFileConverter 10.2.0Oxford Instruments
ImarisViewer 11.0.0Oxford Instruments
Cathéter IVExel International Inc.EXE 26751
Kétamine, injection d’hydrochlorureDechraB8U4100 mg/mL
Logiciel LAS X 4.4.0.24861Leica
Leica Stellaris 8 Confocal MicroscopeLeica
Méthanol, grade HPLCFisherA452-2
Rotateur polyvalentIndustries Scientifiques, Inc.Modèle 151
Aiguilles (27G x 1/2'')BD305109
Paraformadéhylde, poudre, 95 %Sigma Aldrich158127
Pompe péristaltiqueGilsonModèle Minipuls 3
Tube de pompe péristaltique, MasterFlexThermo Scientific96400-16Tubage de pompe de précision en silicone durci au peroxyde de 3,1 mm diamètre x 7,6 m L/S, taille L/S 16, barpille de tuyau de 1/8 pouce
Solution physiologique tamponnée au phosphate (PBS)CytivaSH30256.01Stérile, pH 7,0 - 7,2, sans calcium, magnésium
Propidium iodure, &ge ; 94,0 % (HPLC)Sigma AldrichP4170
Lames de rasoirAmerican Line66-0362
Plateforme basculanteVWRModèle 200
Azidée de sodium, &ge ; 99.5%Sigma AldrichS2002
SutureEthiconJ109T
Seringue (1 mL)BD309628
TritonX-100SigmaT9284
Préadolescent-20Thermo ScientificJ20605-AP
Fioles, bouchon à vis avec bouchon plein avec doublure en aluminium, préassembléSigma Aldrich27470-Uvolume 7 mL, flacon en verre ambré, O.D. & times ; H 17 mm et les heures ; 60 mm, filetage pour 15-425

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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