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Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité d’éthique animale de Guangzhou Miles Biotechnology Co., Ltd., le numéro d’approbation est IACUC-MIS2023045.
Établissement du modèle SUI Rat
Au total, 20 rats Sprague-Dawley (SD), âgés de 6 à 8 semaines, ont été utilisés pour créer un modèle de lésions du plancher pelvien, simulant l’accouchement. Pour induire la dilatation vaginale par ballonnet (DBV), les rats ont été anesthésés par injection intrapéritonéale de kétamine (75 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg). Un cathéter de Foley à 10 Fr dégonflé a été soigneusement inséré dans le canal médio-vaginal, puis le ballonnet a été gonflé avec 3 mL de solution séline stérile. Le ballon a été maintenu en place pendant 4 heures pour reproduire l’étirement mécanique prolongé des muscles du plancher pelvien et la compression du nerf pudendal associé au travail. La période de modélisation était de 7 jours. Le 8e jour, 6 animaux ont été sélectionnés au hasard pour des tests urodynamiques.
La réussite de l’établissement du modèle a été confirmée par des tests urodynamiques et la mesure des niveaux sériques de lactate déshydrogénase (LDH), qui servent d’indicateurs de lésions musculaires. Après confirmation de la modélisation réussie, les rats SUE ont été divisés aléatoirement en un groupe opéré par simulacre et un groupe de traitement, avec cinq rats dans chaque groupe. En même temps, cinq rats SD normaux ont été fournis en groupe témoin. Dans le groupe simulé, des aiguilles d’acupuncture ont été insérées aux points d’acupuncture BL23 (situés à 6 mm de la phase épineuse L2) et GB30 (situés à l’arrière de l’articulation de la hanche) sans aucune stimulation électrique. Dans le groupe électroacupuncture, les mêmes points d’acupuncture ont été stimulés à l’aide d’un dispositif d’électroacupuncture, suivant la méthode clinique standard. Le dispositif d’électroacupuncture était réglé sur une forme d’onde dense et clairsemée de 1 Hz à 2 V. Chaque intervention durait 30 minutes par jour sur 10 jours consécutifs. Tous les animaux étaient surveillés quotidiennement et hébergés dans des conditions de laboratoire standard. À la fin de l’expérience, des tests urodynamiques ont été réalisés sur les animaux de chaque groupe. Par la suite, chaque groupe de rats a été anesthésié avec un mélange d’isoflurane à 3 % et d’oxygène à 1,0 L/min. Après que les rats ont perdu connaissance, la concentration d’isoflurane a été ajustée à 5 %, et des échantillons ont été prélevés après la mort des rats d’insuffisance respiratoire.
Tests urodynamiques
Après une anesthésie induite par l’isoflurane, les animaux étaient placés en position couchée et sécurisés. Une incision médiane dans le bas de l’abdomen a exposé lavessie 18. Un cathéter péridural a été implanté à travers une fistule de 2 mm de diamètre au niveau du dôme de la vessie, avancé de 0,5 à 1,0 cm dans la lumière, et fixé par une suture 11-0 par technique de cordon à main. Le cathéter était connecté à un système de surveillance de la pression et perfusé avec une solution saline teintée au méthylène bleu à 37 °C à 10 mL/h via une pompe à microseringue, avec une surveillance simultanée de la pression intravésicale. La capacité maximale de la vessie a été calculée en fonction du produit de la durée de l’infusion (l’intervalle entre l’initiation de l’infusion et la première gouttelette de liquide urétral) et du débit. La pression au point de fuite (LPP) était déterminée en enregistrant la pression intravésicale maximale immédiatement après la libération brutale de la compression abdominale appliquée manuellement. Tous les paramètres ont été acquis à l’aide d’un système d’analyse urodynamique, avec des mesures tripliques par métrique. Tous les échantillons ont été codés et analysés de manière aléatoire par trois opérateurs indépendants, chacun effectuant une seule mesure. Les résultats des trois mesures indépendantes ont été utilisés pour l’analyse statistique.
Mesurez le taux sérique de lactate déshydrogénase (LDH)
Au jour 7 postopératoire, environ 1 mL de sang total a été prélevé dans la veine caudale de chaque rat. Les échantillons prélevés ont été laissés à température ambiante pendant 1 h pour permettre la formation de caillots, après quoi ils ont été centrifugés à 2 000 × g pendant 15 minutes. Environ 0,5 mL de surnageant a été soigneusement prélevé sous forme de sérum. Les niveaux sériques de lactate déshydrogénase (LDH) ont été déterminés quantitativement à l’aide d’un kit de test de D-lactate déshydrogénase selon les protocoles du fabricant.
Profilage protéomique et analyse bioinformatique
Une analyse protéomique quantitative a été réalisée sur les tissus du muscle lisse urétral isolés à partir de groupes modèles et de traitement. Les protéines ont été identifiées à partir de données brutes de spectrométrie de masse utilisant le Proteome Discoverer 2.4 avec un seuil de taux de fausse découverte de 1 %. L’analyse bioinformatique des protéines différentiellement exprimées (DEP) a été réalisée à l’aide de packages basés sur R : l’analyse d’expression différentielle a été réalisée à l’aide du paquet limma (|log2FC| > 1, ajusté p < 0,05), l’analyse d’enrichissement de l’ontologie génique (GO) et l’analyse des voies de l’Encyclopédie des gènes et génomes de Kyoto (KEGG) ont été réalisées à l’aide du package clusterProfiler, avec des termes/voies enrichis considérés comme significatifs à p < ajusté 0,05 et une valeur q < 0,2 ; Le regroupement hiérarchique a été visualisé à l’aide du package pheatmap. Un réseau d’interaction protéine-protéine (IPP) a été construit à l’aide de la base de données STRING (v11.5, score de confiance > 0,7).
Coloration à l’hématoxyline-éosine
Les tissus musculaires lisses du rat étaient fixés à 4 % de paraformoldéhyde et intégrés à la paraffine. Les coupes en série (épaisseur de 5 μm) étaient préparées à l’aide d’un microtome et colorées à l’aide d’un kit de coloration H&E standardisé. L’évaluation morphologique a été réalisée à l’aide de microscopie en champ clair à un grossissement de 40× à 400×, en se concentrant sur l’intégrité structurelle du tissu musculaire, l’infiltration des cellules inflammatoires et le remodelage matriciel.
Coloration trichrome de Masson
Selon le protocole expérimental approuvé par le comité d’éthique, nous avons prélevé des échantillons sur les animaux au dixième jour de traitement. Les tissus musculaires du rat étaient fixés à 4 % de paraformodéhyde et de paraffine. Les sections en série (5 μm d’épaisseur) étaient découpées à l’aide d’un microtome rotatif. Les sections déparaffinées ont été teintées avec le trichrome de Masson. Les coupes colorées ont été photographiées au microscope en champ clair à un grossissement de 100×.
Plaque western
Les protéines totales ont été extraites du tissu musculaire lisse du rat par perturbation mécanique dans le tampon de lyse RIPA maintenu à basse température et complétés par des inhibiteurs de protéases. Les lysats ont été clarifiés par centrifugation à 10 000 × g pendant 15 minutes à 4 °C, et le surnageant contenant une protéine a été collecté pour analyse. La concentration en protéines a été déterminée par un test à l’acide bicinchoninique (BCA) utilisant l’albumine sérique bovine comme étalonnage. Des quantités égales de protéines (30 μg) ont été chargées sur des gels SDS–polyacrylamide à 10 % ou 12 % et séparées en conditions de réduction. Après électrophorèse, les protéines ont été transférées sur des membranes PVDF ayant une taille poreuse de 0,22 μm. Les membranes ont été incubées dans 3 % de BSA pendant 1 h à température ambiante pour bloquer les sites de liaison non spécifiques, suivies d’une incubation nocturne à 4 °C avec des anticorps primaires reconnaissant GAPDH, MYL1, TNNI2, TNNT1, TNNT3 et MYLPF. Après trois lavages avec TBST, des anticorps secondaires marqués par HRP ont été appliqués pendant 2 heures à température ambiante. La détection du signal était réalisée à l’aide d’un substrat chimiluminescent, et les images étaient capturées avec un système d’imagerie luminescente. La quantification de l’expression des protéines a été réalisée par analyse densitométrique, avec le GAPDH servant de référence interne.
PCR quantitative en temps réel (qPCR)
Les échantillons de tissu ont été lysés à l’aide d’un réactif d’extraction totale d’ARN, et l’ARN a été isolé selon les instructions du fabricant fournies avec le kit d’extraction d’ARN. Les amorces spécifiques au gène ont été conçues à l’aide d’un logiciel dédié (Tableau 1) et leur spécificité a été vérifiée par analyse BLAST (homologie ≥18 pb, Tm = 58–62 °C). L’ARN a ensuite été transcrit à l’inverse à l’aide d’un kit de transcription inverse, et l’expression du gène cible a été détectée à l’aide d’un kit de détection SYBR Green qPCR.
Analyse statistique
Les comparaisons statistiques entre deux groupes ont été réalisées à l’aide d’un test t à échantillons indépendants, tandis que les différences entre plusieurs groupes ont été évaluées à l’aide d’ANOVA unidirectionnelle suivie d’une analyse post hoc de Bonferroni. Les données sont exprimées en moyenne ± écart-type (DE) ou moyenne ± erreur standard de la moyenne (SEM). Une valeur de p < 0,05 était considérée comme indicative de la signification statistique.