Article de méthode

Dissection du cerveau et de l’intestin dans les populations de poissons de surface et de poissons des cavernes d’Astyanax mexicanus

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DOI :

10.3791/70412

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24 février 2026

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1Department of Anatomy and Neurobiology, UPR- Medical Sciences Campus, 2Molecular Sciences Research Center

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour disséquer et extraire des composants complets du cerveau et de l’intestin des morphotypes adaptés à la surface et aux grottes d’Astyanax mexicanus. Ce protocole peut être adapté pour des applications en aval, notamment en transcriptomique, métabolomique et analyse du microbiote intestinal.

Résumé

Les poissons téléostéens sont utilisés pour répondre à un large éventail de questions de recherche allant du développement à la génétique et aux neurosciences, et plus récemment, à la compréhension des complexités de l’axe intestin-cerveau, et même dans un contexte plus large, de l’axe intestin-cerveau-foie. Le tétra mexicain, Astyanax mexicanus, a été de plus en plus utilisé dans les cadres d’évolution comparative et développementale en raison de la disponibilité de morphotypes morphologiquement et physiologiquement distincts, y compris les poissons de surface riverains et les poissons des cavernes adaptés aux grottes aveugles. L’adaptation aux habitats de grottes est associée à des changements dans les traits morphologiques, comportementaux et la diversité du microbiote intestinal, qui se retrouvent également en laboratoire. Cela a ouvert la possibilité de poser des questions sur les interactions entre le microbiome, l’activité métabolique, l’adaptation neuronale et les sorties comportementales complexes. Ces interactions peuvent désormais être abordées par des études de cartographie cérébrale globale avec des cerveaux dégagés et un séquençage du microbiote intestinal afin de détecter la diversité bactérienne associée aux phénotypes adaptés à la surface et aux grottes. Cependant, la plupart de ces études bénéficieraient d’organes et tissus entiers intacts, soigneusement disséqués et préservés, ce qui permet un post-traitement dans des applications en aval. Ce protocole décrit une méthode étape par étape pour la dissection du cerveau et de l’intestin, où l’ensemble des organes du cerveau et de l’abdomen sont retirés et isolés pour les morphotypes des poissons de surface et des poissons des cavernes.

Introduction

Les modèles animaux, y compris les poissons vertébrés, sont des outils essentiels pour modéliser les phénomènes biologiques et les pathologies complexes dans des systèmes relativement simples et accessibles. Par exemple, le poisson-zèbre, Danio rerio, est l’un des modèles de poissons téléostéens les plus utilisés, avec une multitude de méthodes appliquées pour étudier leur développement, leur génétique, leur physiologie et leur comportement, avec un impact significatif dans les sciences biomédicales etneurocomportementales 1,2,3,4,5,6,7,8 . Un avantage majeur à utiliser le poisson-zèbre aujourd’hui est la disponibilité de plusieurs méthodes pour étudier l’histologie et la pathologie des organes et des tissus dans les lignées mutantes à perte de fonction, pour lesquelles des protocoles de dissection étape par étapeexistent 3,9,10.

Cependant, un certain nombre d’autres modèles de poissons téléostéens ont émergé au cours des dernières décennies, adaptés à poser d’autres types de questions, notamment dans les domaines de la biologie évolutive 11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21, mécanismes biologiques sous-jacents au vieillissement2,22, toxicologie23,24, etautres 25,26. Un exemple est le cas du tétra mexicain, Astyanax mexicanus, un poisson téléostéen originaire du nord-est du Mexique, avec des populations ancestrales de poissons de surface riveraines et plus de 30 populations de poissons des cavernes aveugles vivant dans des grottes (Figure 1)12.

Les poissons-caverne ont adopté un ensemble de caractéristiques morphologiques, notamment la perte oculaire12,27, la perte depigmentation 28, l’expansion des systèmes sensoriels 17,29,30, et une augmentation du stockage de graisse 12,31, ce qui leur a permis de survivre dans des habitats de grottes hostiles. Ces poissons ont également adopté un ensemble de traits comportementaux, notamment des réductions du sommeil19,20, de l’anxiété32, de banc33, et de l’agressivité 13,18,19,20,29,34,35,36,37, comparé à leurs poissons de surface ancestraux. L’adaptation de la plupart de ces caractéristiques résultait très probablement d’une combinaison de variation génétique et de pressions environnementales 35,36,28, qui incluent les différences d’habitat entre les rivières et les grottes. Un modèle de plus en plus utile pour poser des questions sur l’impact de la variation génétique sur l’adaptation morphologique et comportementale des traits 16,18,19,20,35,38,39 et plus récemment, sur la diversité du microbiote intestinal 14,15, questions qui peuvent nécessiter la collecte d’organes comme le cerveau, les intestins, le foie et d’autres, il est nécessaire d’instaurer un protocole standardisé de dissection anatomique globale qui pourrait être utilisé par l’ensemble de la communauté. Bien que les dissections du cerveau entier et des organes chez A. mexicanus aient déjà été réalisées, il manque une méthode globale et globale permettant de comprendre comment réaliser ces types de dissections de manière efficace, ce qui est crucial pour de nombreux projets, y compris ceux qui nécessitent la collecte d’échantillons pour la métabolomique40, la métagénomique41. ou imagerie de l’organeentier 16,38. Notre objectif est de supprimer la barrière du dépannage permettant d’accéder aux organes dans ce modèle pour le post-traitement, permettant aux utilisateurs de la communauté de se concentrer sans effort sur leurs recherches.

Dans ce protocole, nous exposons une méthode étape par étape pour la dissection cérébrale et gastro-intestinale chez les poissons adultes de surface et les poissons des cavernes Pachón de l’espèce Astyanax mexicanus. Cette méthodologie peut être adaptée à divers protocoles en aval, notamment ceux associés au microbiome intestinal, à la métabolomique tissulaire et au dégagement cérébral pour l’imagerie cérébrale globale au microscope en feuille lumineuse. Cette technique est également adaptable pour une application simultanée sur le même spécimen.

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Protocole

Ce protocole est mené conformément aux protocoles approuvés par l’IACUC 2024-0004 et A790125 au Centre des Sciences Moléculaires et au Campus des Sciences Médicales de l’Université de Porto Rico.

1. Installation avant dissection

  1. Si vous utilisez une boîte de Petri de Sylgard (SP) pour disséquer, assurez-vous qu’ils sont prêts avant la procédure, en tenant compte du fait qu’il peut falloir quelques jours pour fixer.
  2. Pour préparer un plat SP, utilisez Sylgard 184 et Elastomer 184 dans un ratio de 10:1. Mélangez 200 g de base Sylgard 184 avec 20 g d’élastomère dans un gobelet jetable. Versez dans des boîtes de Petri jusqu’à environ un tiers à une demi-profondeur. Tapez le plat pour enlever les bulles et bouchez. Assurez-vous que la vaisselle est remplie et laissée sur une surface plane. Laissez durcir pendant au moins 1 semaine42.
    REMARQUE : Si vous collectez des échantillons pour le séquençage de rRNA 16s ou la métagénomique, évitez d’utiliser des antennes SP. Utilisez plutôt des plaques de Petri stérilisées à usage unique et suivez la technique aseptique sous une hotte à écoulement laminaire. Si vous suivez une technique aseptique, il est recommandé de nettoyer la hotte à flux laminaire avec 70 % d’éthanol, un détergent germicide, et idéalement d’exposer la hotte à une lampe C ultraviolette germicide pendant 15 minutes. Cela doit être fait avant de placer les matériaux/outils désinfectés et autoclavés dans la hotte à flux laminaire.
  3. Installez un microscope de dissection avec des essuie-tout de chaque côté. Désigné un côté pour le stockage des déchets (par exemple, excès de tissu d’organe) et l’autre côté pour placer les outils de dissection stérilisés. Découpez de petits morceaux d’essuie-tout pour nettoyer les outils entre les dissections.
  4. Préparez 1 PBS et gardez-le dans une bouillie glacée froide à portée de main au cas où il serait nécessaire de nettoyer des zones ou des spécimens pour une meilleure visibilité. Selon le protocole, choisissez de ne pas utiliser 1PBS.
    REMARQUE : Il est recommandé de ne pas l’utiliser, par exemple, lors de la collecte d’échantillons pour le séquençage métagénomique43. Si vous utilisez 1 PBS dans ce type d’approche, il est recommandé de prélever un échantillon de 1PBS pour le séquençage afin de dépister une éventuelle contamination.
  5. Placez la SP (ou une boîte de Petri stérilisée à usage unique) sous le microscope et assurez-vous d’avoir tous les outils à portée de main (kit de dissection, tubes de microcentrifuge pour la collecte de tissus sur glace, etc.).
  6. Placez 1 tube PBS et des tubes de microcentrifuge marqués dans un seau à glace à proximité. Ayez un compte-gouttes en plastique à la main pour 1 sac de sexe.
  7. Installez une station d’euthanasie pour poissons à proximité. Préparez un bain de glace en déposant de la boue de glace dans un bac avec une grille en plastique à l’intérieur, puis remplissez-le d’eau du système pour poissons (provenant de leur système ou aquarium domestique).
    REMARQUE : MS-222 peut également être utilisé, selon les protocoles en aval (besoins de post-traitement par exemple).

2. Dissection cérébrale chez les poissons adultes de surface et les poissons des cavernes

  1. Euthanasiez les poissons dans une boue de glace. Assurez-vous qu’il n’y a aucun mouvement, et que le poisson coule au fond, sans aucun mouvement opérculaire. Le temps dépend de la taille. Les gros poissons mettront plus de temps à cesser leur mouvement operculaire.
    REMARQUE : Les poissons juvéniles mettent environ 2 à 5 minutes pour cesser leur mouvement operculaire (euthanasie), tandis que les poissons adultes et les gros poissons peuvent prendre environ 10 à 15 minutes. Des différences basées sur le morphotype existent. Certaines populations de poissons des cavernes peuvent prendre plus de temps que les poissons de surface pour être anesthésiques ou euthanasiés. Les protocoles d’élevage et expérimentaux recommandent la validation des procédures d’anesthésie et d’euthanasie selon les populations, car les réponses peuvent varier entre morphs et populations11.
  2. Transférez les poissons dans une boîte de Petri stérilisée à usage unique (ou une boîte de Petri stérilisée à usage unique à l’intérieur de la capuche) et, avec un compte-gouttes, baignez-les avec un PBS 1x bien froid (Figure 1).
  3. Détacher la tête du corps en coupant avec un scalpel à environ 2 mm derrière les branchies (Figure 2). Cela protège une partie du mésencéphale et permet de manipuler le cerveau une fois disséqué, sans causer de dommages. Écartez le corps vers la zone de déchets à l’aide d’un essuie-tout, puis placez-le dans un sac de décharge biologique dans le conteneur de déchets biologiques pour l’élimination.
  4. Avec une pince fine ou un hémostat, obtiens une bonne prise sur la partie postérieure de la tête du poisson. Avec un micro-ciseaux, découpez les bords de la bouche vers l’arrière de la tête et des branchies (Figure 3).
  5. Répétez de l’autre côté. Retirez la mandibule puis lisez bien le dessous avec une seconde paire de pinces fines ou ultra-fines.
    REMARQUE : Suivez le contour interne des branchies.
  6. À ce stade, continuez à tenir fermement la tête du poisson avec un hémosot ou épinglez-le avec une épingle en T sur la SP (si vous l’utilisez), avec précaution à la pointe de la bouche.
  7. Détachez les deux yeux à l’aide de pinces ultra-fines ou de ciseaux. Insérez la pointe dans le bord de l’œil puis tirez doucement ou découpez l’œil (Figure 4).
    REMARQUE : Pas applicable aux poissons des cavernes (gratter la peau de la zone des yeux).
  8. Grattez une ligne sagittale au sommet de la tête qui passe entre les yeux de l’avant vers l’arrière et divise la tête en gauche et droite. Ensuite, utilisez les microciseaux pour couper la ligne de façon peu profonde (Figure 5).
  9. Avec des pinces fines, commencez délicatement à tirer les deux côtés de la tête, en prenant soin de ne pas casser le cerveau en dessous, incrusté sous le tissu conjonctif. Une fois le cerveau visible, avec la pointe des pinces superfines, détachez le cerveau du crâne (Figure 6).
    1. Évitez d’écraser le cerveau en retirant avec des pinces. Au lieu de cela, tenez-le par l’encéphale postérieur ou la moelle épinière si un reste de celle-ci pour préserver l’intégrité.
    2. Si le cerveau est toujours d’un côté de la tête, utilisez les pinces ultra-fines pour le détacher délicatement du crâne du lit en insérant délicatement les extrémités derrière le cerveau et en soulevant doucement. Évitez de tirer en permanence, car cela pourrait le casser.
  10. Une fois le cerveau extrait, nettoyez doucement avec des pinces ultra-fines, éliminant toute graisse ou tissus environnants. Placez dans un tube de microcentrifuge ou un stockage approprié pour le protocole en aval. À ce stade, préserver l’ensemble du cerveau ou collecter des sous-régions du cerveau (par exemple, télencéphale, tectum optique, bulbes olfactifs) (Figure 7).
  11. Isolation du télencéphale : Pour extraire le télencéphale, pincez la base entre le télencéphale et le tectum optique avec des pinces ultra-fines et séparez le télencéphale du reste du cerveau. Transférez vers le tube de stockage approprié.
  12. Si elle est utilisée pour la métagénomique, il faut prélever rapidement des échantillons dans de l’azote liquide et les stocker à -80 °C. Faites cela en trempant le tube de la microcentrifuge dans de l’azote liquide pendant 5 secondes.

Figure 1
Figure 1 : Morphotypes d’Astyanax mexicanus. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón. Barre à l’échelle : 10 mm Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 2
Figure 2 : Détachement de la tête. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Retrait de la mâchoire d’une tête de poisson détachée. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Retrait de l’œil d’une tête de poisson détachée. Chez les poissons des cavernes, un grattage de la zone peut être effectué pour fluidifier le tissu. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Coupe sagittale à travers la face supérieure de la tête du poisson. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón. Barre d’échelle : 5 mm Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 6
Figure 6 : Séparation des parties latérales de la tête et exposition du cerveau dans la cavité crânienne. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón. (C,D) Extraction du cerveau du lit du crâne. Barre d’échelle : 5 mm Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 7
Figure 7 : Anatomie régionale du cerveau de A. mexicanus. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón. Barre d’échelle : 5 mm Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

3. Dissection intestinale chez les poissons adultes de surface et des poissons des cavernes

  1. Suivez la méthode d’euthanasie décrite ci-dessus.
  2. Séchez le poisson avec une lingette sans peluches avant de le placer sur une SP propre et de le recouvrir d’un PBS bien froid (ou de l’eau du système, selon l’application en aval) avec le compte-gouttes pour garder le tissu humide.
  3. Fixez le poisson sur la SP (si vous l’utilisez) avec des goupilles en T.
    1. Si vous n’utilisez pas de SP, un hémostat pour saisir fortement à l’avant depuis la bouche lors des coupures fera l’affaire. Placez la goupille à l’avant dans l’orbite de l’œil (ce qui est aussi vrai pour les poissons des cavernes), en veillant à ce qu’elle atteigne la SP.
    2. Épinglez à l’arrière à travers la queue jusqu’à la plaque. Assurez-vous que le poisson reste immobile pendant la procédure.
      REMARQUE : Si vous effectuez une dissection gastro-intestinale sur le même stécimen que la dissection cérébrale, décapitez rapidement avec un scalpel avant d’initier la dissection et de fixer le poisson à la surface de la plaque. Réalisez une coupe diagonale antérieure derrière l’opercule qui préserve le sommet de la tête et évite l’intestin. Idéalement, divisez la tête et le corps et faites travailler deux dissections expérimentées sur chacune pour plus d’efficacité rapide. L’épingle antérieure peut être placée à la partie antérieure la plus haute du corps après la décapitation, tandis que l’épingle postérieure reste au même endroit (Figure 8).
  4. À l’aide de micro-ciseaux de dissection, coupez la peau et le muscle sous-jacent le long de la ligne médiane ventrale, de la nageoire anale/anus vers l’opercule (la couverture dure sur les branchies) en ligne semi-circulaire suivant la courbure du dessous du poisson (Figure 9).
  5. Retirez l’opercule et la nageoire pectorale avec les microciseaux et les pinces fines.
    REMARQUE : Cette étape aide à rendre l’ablation de la peau plus efficace, mais elle peut ralentir la dissection et être évitée selon les besoins.
  6. Coupez la peau et le muscle sous-jacent en haut de la nageoire anale, puis coupez vers l’avant vers les branchies, en prolongeant l’incision ventrale si nécessaire (Figure 10). Cela crée finalement une fenêtre.
  7. Ouvrez l’incision à l’aide de pinces fines pour exposer la cavité corporelle. Utilisez les pinces fines pour saisir la peau et soulevez-la doucement pour la retirer (Figure 11).
  8. Coupez les attaches antérieures et postérieures de l’intestin et retirez soigneusement tous les organes internes – retirez le système gastro-intestinal du corps et placez-le sur une zone propre de la SP (ou boîte de Petri stérilisée à usage unique) (Figure 12 et Figure 13).
  9. Tout d’abord, séparez le foie du reste des organes abdominaux avec des pinces ultra-fines. Si vous isolez le foie, placez-le dans un tube microcentrifuge ou utilisez une méthode de stockage appropriée selon le protocole ou les besoins en aval. Étirez soigneusement l’intestin et identifiez les parties de l’estomac et du milieu de l’intestin/postérieur (Figure 14).
  10. Détache l’estomac du milieu de l’intestin/postérieur.
  11. Maintenez les extrémités antérieure et postérieure de l’intestin moyen/postérieur avec une pince fine et étirez-les doucement pour l’étendre à leur longueur totale.
  12. Collectez des tissus dans un tube de microcentrifuge et stockez-les correctement.
  13. Si elle est utilisée pour la métagénomique, il faut prélever rapidement des échantillons dans de l’azote liquide et les stocker à -80 °C. Cela se fait en trempant le tube de la microcentrifuge dans de l’azote liquide pendant 5 secondes.

Figure 8
Figure 8 : Placement des broches pour une dissection gastro-intestinale. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 9
Figure 9 : Coupe du dessous jusqu’à la pré-dissection. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 10
Figure 10 : Retrait de l’opercule et création d’une fenêtre. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 11
Figure 11 : Retrait de la peau latérale superficielle et des muscles. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 12
Figure 12 : Organes in situ dans la cavité corporelle du poisson adulte après l’ablation des muscles et de la peau. (A) Poisson de surface femelle avec la cavité abdominale exposée et les œufs retirés pour exposer les organes. (B) Poisson mâle de surface avec cavité abdominale et organes exposés. (C) Femelle poisson des cavernes Pachón avec cavité abdominale exposée et œufs retirés pour exposer les organes. (D) Poisson des cavernes mâle Pachón avec cavité abdominale et organes. Des flèches noires pointent vers la région où se trouve le faisceau gastro-intestinal. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 13
Figure 13 : Faisceau gastro-enlèvé de la cavité corporelle du poisson. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón. Barre à l’échelle : 10 mm Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 14
Figure 14 : Organes gastro-intestinaux isolés des poissons de surface et des poissons des cavernes. (A) Poisson de surface. (B) Poisson-caverne Pachón. Barre à l’échelle : 10 mm Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Résultats

Suivant ce protocole, le contenu du cerveau et de l’intestin a été extrait, et des mesures de la longueur de l’intestin complet, du télencéphale et du tectum optique ont été prises et comparées entre les morphotypes des poissons de surface et des poissons des cavernes de Pachón (Figure 15). Nous avons utilisé les tests t de Welch à échantillon indépendant pour les comparaisons statistiques, avec une taille d’échantillon de n = 6 poissons de surface et n = 6 poissons de Pachón. Les p...

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Discussion

La pertinence croissante d’A. mexicanus comme modèle de recherche dans de nombreux domaines, allant de l’évolution aux neurosciences biomédicales en passant par la microbiologie, nécessite une méthode standardisée de dissection et de collecte d’organes. Bien que des structures isolées aient déjà été étudiées et documentées, notamment le tectum optique16,38, le cœuradulte 11 etd’a...

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Déclarations de divulgation

Il n’y a pas de conflit d’intérêts. Toutes les procédures suivent le protocole approuvé par l’IACUC 2024-0004.

Remerciements

Ce travail est financé par la subvention NIH 5R16EY037336-02, la subvention RCMI U54 MD007600, et la subvention NIH 1P20GM156713-01 (COBRE Puerto Rico Center for Microbiome Sciences).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Aquarium de reproduction de poissons-zèbres de 1,0 litreTecniplasthttps://shop.tecniplastusa.com/products/1-0-liter-zebrafish-breeding-tankPour préparer la bouillie de glace d’euthanasie. Le réservoir est à moitié rempli de glace, puis le réservoir interne perforé est placé dessus. Ensuite, elle est remplie d’eau jusqu’au sommet.
Bac à glace en polyuréthane 4LUSA ScientificArticle #2328-7242
Sacs de déchets biologiquesFisherbrand14-828-244
Calbiochem OmniPur PBS 10x Concentré liquide, grade biologie moléculaire, stérileMilliporeSigma65074L
Microscope disséquant Olympus SZ51Olympus  ;OLSZ51NPS-LED/R
Pinces tissulaires de dissectionFisherbrand08-953G
Goupilles de dissection, pack de 100Outils de sciences à domicilehttps://www.homesciencetools.com/product/dissection-pins-100-pack/?srsltid=AfmBOoofk8r6_hd4nx_7bjjP2
GzkNBlnOJ3vUKor5
rFCJvVxPN9xRlpc
Pinces, délicate, pointes ultra fines et tranchantes   ;MOPECAB132
Pinces, tissu, pointe délicate très fineMOPECAB047
Hémostat, 12,5 cm, droitInstruments de précision mondialehttps://wpiinc.com/products/var-15920-halsted-mosquito-hemostatic-forceps
Pinces de bijoutiers, Dumont n° 5MilliporeSigmahttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/f6521
Kimwipes EX-LKimberly-Clark34155
Azote liquideFourni par l’institution
Noyes Micro Ciseaux, 12 cmInstruments de précision mondiale500228
Essuie-toutFourni par l’institution
Plaques de Petri avec couvercle transparent, 95 mm, 15 mm, rondFisherbrandFB0875714G
Scalpel Blades, #22, pack de 10Outils scientifiques à domicilehttps://www.homesciencetools.com/product/scalpel-blades-22-10-pack/
Poignée de scalpel #4Surtexhttps://surtex-instruments.com/product/scalpel-handle-no-4/
Ciseaux, dissection d’irisMOPECAA146
Ciseaux, Superfine MicroMOPECAA152
Pipettes de transfert jetables standardThermo Scientific13-711-9D
Microcentrifuge Eppendorf stérile 1.5 & micro ; Tubes en LEppendorf05-402-25
Sylgard 184Sciences de la microscopie électronique24236-10
Thermo-FlasqueLab-Line Instruments Inc.2119
Ciseaux ultra finsNEWMED InstrumentsNM-DI-206023
De l’eau adaptée à l’électrophorèse, PCRSigma-AldrichW4502-1L

Références

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