Effet du fractionnement sec basé sur la classification de l’air sur les propriétés structurales, thermiques et fonctionnelles du concentré de protéines de pois chiches pour les applications en nanoémulsion

Summary

Le concentré de protéine de pois chiches extrait à sec présentait une forte teneur en protéines, de fortes propriétés de mousse et une stabilisation efficace de la nanoémulsion à une concentration de 3,0 % en mousse/v. Les analyses structurales et thermiques ont révélé une organisation amorphe-dominante avec une faible cristallinité résiduelle et une flexibilité moléculaire accrue, soutenant son adéquation comme ingrédient fonctionnel durable et d’origine végétale pour les systèmes colloïdes alimentaires.

Abstract

Le concentré de protéines de pois chiche (CPC) a été obtenu par une approche d’extraction sèche et caractérisé systématiquement en termes de propriétés compositionnelles, fonctionnelles et structurelles afin d’évaluer son aptitude aux applications en nanoémulsion (NE). Le CPC extrait à sec possédait une teneur en protéines de 44,8 % et a démontré des performances fonctionnelles supérieures, incluant une capacité de mousse de 61,1 % et une grande stabilité de la mousse de 94,7 %, reflétant une adsorption interfaciale efficace et une formation cohérente de films. La formulation NE préparée en utilisant 3,0 % de CPC en po/v comme agent émulsifiant a permis une réduction significative de la taille des gouttelettes, obtenant un diamètre de gouttelettes en Z moyen de 152,7 nm et un faible indice de polydispersion (0,30), indiquant une distribution fine et relativement uniforme de la taille des gouttelettes ainsi qu’une stabilité colloïdale cinétiquement stable. L’analyse comparative de calorimétrie différentielle à balayage (DSC) de la farine de pois chiches (FC) et de la CPC a révélé deux principales transitions endothermiques. Bien que les deux échantillons aient montré une transition similaire à basse température à 68,4 °C associée à la libération d’eau liée, le CPC a montré un changement d’enthalpie nettement plus faible, indiquant une perturbation partielle de l’ordre moléculaire natif après extraction sèche. Le profil de diffraction des rayons X (XRD) du CPC utilisé dans les systèmes NE présentait un large halo amorphe dans la plage 2θ de 10°-30°, entrecoupé de réflexions nettes limitées et de faible intensité. Ces résultats confirment une structure amorphe dominante avec des régions cristallines partielles, la cristallinité globale du concentré étant estimée à environ 15 %. Cette étude décrit un protocole reproductible et sans solvant pour la production de NEs d’huile dans l’eau utilisant des CPC classés air sec, adapté à un usage pédagogique et à une éventuelle mise à l’échelle industrielle.

Introduction

Les protéines dérivées des légumineuses ont attiré une attention significative en tant qu’ingrédients multifonctionnels pour la conception d’émulsions alimentaires structurellement stables. Parmi ces sources, le pois chiche (Cicer arietinum) se distingue particulièrement en raison de sa forte production mondiale (la^3e culture de légumineuses la plus cultivée au monde), sa teneur en protéines importante (18 %-24), sa nature hypoallergénique et son profil équilibré d’acides aminés^{essentiels 1,2}. En général, les isolats de protéines contiennent une concentration plus élevée en protéines (80 % à 90 %) car ils subissent un traitement supplémentaire pour éliminer les glucides et les graisses, tandis que le CPC (50 % à 75 % de protéines) retient les fibres et d’autres nutriments^{essentiels 3}. Ces avantages nutritionnels et agronomiques mettent en avant la protéine de pois chiches comme une alternative viable aux émulsififiants conventionnels de protéines végétales et animales. Malgré leur utilisation généralisée, les émulsions stabilisées avec des tensioactifs traditionnels de faible poids moléculaire restent souvent thermodynamiquement instables et sujettes à la coalescence, à la floculation et à la séparation de phase pendant^{le stockage 1}. En revanche, les NEs caractérisées par des diamètres de gouttelettes inférieurs à 200 nm présentent une stabilité cinétique accrue, une meilleure protection des composés bioactifs encapsulés et une dispersibilité accrue dans les systèmes aqueux. En conséquence, la technologie NE s’est imposée comme une stratégie efficace pour développer des aliments fonctionnels à libération contrôlée et une biodisponibilité améliorée des ingrédients^{hydrophobes 4}.

Une étude récente a rapporté que le CPC présente des caractéristiques interfaciales et fonctionnelles favorables pour la formation de NE, notamment une forte capacité de retenue de l’eau, une performance remarquable en mousse et la capacité à stabiliser les interfaces huile-eau. Le CPC a également été évalué comme un substitut potentiel au jaune d’œuf dans les émulsions de type mayonnaise en raison de sa stabilité à l’émulsification et de son attrait sur l’étiquette^{propre 1}. Au-delà de ces systèmes modèles, les nanoémulsifiants à base de protéines de pois chiches ont des applications potentielles dans diverses matrices alimentaires, notamment les boissons (boissons troubles, eaux protéinées, boissons antioxydantes, nanoencapsulation de curcumine, acides gras oméga-3, caroténoïdes et huiles essentielles), analogues laitiers végétaux, formulations à faible teneur en graisses, ainsi que garnitures de boulangerie^{ou de confiserie 4}.

Bien que la fonctionnalité émulsionante de la protéine de pois chiche (PC) ait été largement^{rapportée 5}, les systèmes nanoémulsifiants dérivés de voies d’extraction sèches ont reçu une attention relativement limitée, notamment en ce qui concerne la reproductibilité, l’intégrité structurelle et la scalabilité pour les applications alimentaires. Contrairement aux protocoles d’extraction humide conventionnels qui nécessitent un ajustement approfondi du pH, une centrifugation et un retrait des solvants, la classification de l’air permet un enrichissement rapide des protéines dans des conditions ambiantes sans recourir à l’eau, aux produits chimiques ou à un traitement thermique^{excessif 3}. Par conséquent, l’extraction sèche offre des avantages distincts par rapport aux méthodes d’extraction humide en préservant la fonctionnalité des protéines tout en réduisant la charge environnementale et la complexité de traitement ^3,6.

Cependant, un besoin clé non satisfait dans la recherche actuelle sur les colloïdes alimentaires est une compréhension mécaniste claire de la manière dont l’extraction sèche modifie la structure des protéines et son comportement thermique, et comment ces changements se traduisent par la performance nanoémulsifiante et la stabilité colloïdale. En particulier, une évaluation systématique des relations structure-fonction impliquant l’organisation moléculaire, l’activité interfaciale et le comportement de mousse est nécessaire pour faire progresser l’application des systèmes colloïdes alimentaires basés sur le^{CPC 7}.

La nouveauté de cette étude réside dans la démonstration de l’utilisation du CPC classifié comme l’air sec comme agent nanoémulsifiant reproductible et sans solvant, tout en corréléant directement son enrichissement compositionnel à la fonctionnalité structurelle, thermique et interfaciale. Par conséquent, la présente étude vise à démontrer que la CPC obtenue via la classification de l’air sec peut fonctionner comme un nanoémulsifiant efficace en reliant systématiquement l’enrichissement compositionnel à ses propriétés structurales, thermiques et interfaciales. Un accent particulier est mis sur la caractérisation physicochimique, la capacité et la stabilité de mousse, ainsi que l’analyse de la RX afin d’éclairer les relations structure-fonction régissant la formation et la stabilité de la NE.

Protocol

Préparation de l’échantillon
Séparation des protéines à partir de la farine de pois chiches (FC)
Les pois chiches Kabuli (Cicer arietinum L.), récoltés durant la saison de croissance 2025 et provenant du sud-est de la Turquie, ont été traités à l’aide d’un système de mouture par calibrateur d’air basé sur l’impact, dans lequel les particules étaient soumises à des forces centrifuges et à des impacts répétés contre le disque de broyage et l’engrenage annulaire. Après une première étape de pré-fraisage, les granulaux grossiers étaient ensuite usinés pour produire du CF à l’aide d’un broyeur à air. Lors du fraisage par impact, un débit d’air de 40 à 45^{m 3}/h, une vitesse de classification de 7 000 à 8 000 tr/min et un débit d’avance de 200 kg/h ont été appliqués, conformément aux conditions de fonctionnement précédemment rapportées et à un protocole d’optimisation interne, tel que décrit dans la^{littérature 8}.

Des fractions fines riches en protéines ont ensuite été obtenues à partir de la FC par classification de l’air à température ambiante, en utilisant le même système de classification d’air. La vitesse des roues du classificateur était réglée à 10 000 tr/min, tandis que la vitesse d’alimentation était maintenue à environ 200 kg/h et le débit d’air à 52 m³/h, comme décrit^{précédemment 8}. Cette étape de séparation enrichissait sélectivement la fraction protéique en fonction des différences de taille, de densité et de propriétés aérodynamiques des particules.

Après classification de l’air, la poudre résultante présentait une fine distribution de la taille des particules (d(0,9) = 20-22 μm) ; par conséquent, aucune étape de tamisage n’a été appliquée pour éviter la perte de matériaux et les contraintes mécaniques inutiles. La fraction enrichie en protéines était directement emballée dans des sacs de polyéthylène de 25 kg lavés au gaz et stockée à 4 °C afin de minimiser l’absorption d’humidité et de préserver les propriétés fonctionnelles jusqu’à un traitement ultérieur.

Préparation par nanoémulsion
Le CPC a été utilisé comme seul agent émulsifiant pour préparer des NEs huile dans l’eau (O/W) visant une concentration protéique active de 3,0 % w/v dans la formulation finale. Cette concentration a été sélectionnée sur la base de dépistages préliminaires de 1,0 % en va-vers, 2,0 % en va-v, et 3,0 % en va-v, ce qui a indiqué que 3,0 % offrait la réduction la plus efficace de la taille des gouttelettes et la plus grande stabilité physique à court terme. Sur la base de la teneur en protéines mesurée de la poudre CPC (44,8 % en p/p), la concentration requise en poudre était calculée à 6,67 % en v/v. Le CPC a servi d’émulsifiant en phase aqueuse continue, tandis que l’huile de triglycérides à chaîne moyenne (MCT) était utilisée exclusivement en phase huileuse dispersée à une concentration fixe de 5,0 % v/v, correspondant à 5,0 mL d’huile par formulation de 100 mL. Aucun tensioactif de faible poids moléculaire n’a été utilisé dans aucune formulation⁹.

La dispersion aqueuse du CPC a été préparée en dissolvant la quantité calculée de poudre de CPC dans de l’eau ultrapure sous un brassage magnétique continu à 800 tr/min pendant 1 800 s afin d’assurer une hydratation complète et une dispersion homogène des protéines. L’hydratation complète a été confirmée par l’absence de particules ou de sédiments visibles.

La phase huileuse a ensuite été ajoutée lentement à la solution CPC hydratée sous un brassage continu, suivie d’une homogénéisation à haute cisaillement à 12 000 tr/min pendant 240 s, produisant une émulsion grossière (conventionnelle), visuellement identifiée par une apparence uniforme et opaque sans séparation visible de l’huile. Ces conditions ont été sélectionnées pour éviter l’agrégation des protéines tout en assurant une perturbation suffisante des gouttelettes.

Les NEs ont ensuite été obtenues par sonde de l’émulsion grossière à 30 % d’amplitude pendant 180 s, effectuée dans un bain d’eau glacée afin de maintenir la température de l’échantillon en dessous de 30 °C et d’éviter l’agrégation des protéines. La température était surveillée de façon intermittente pendant la sonication. Des expériences préliminaires d’optimisation (données non montrées) ont évalué des temps de sonication de 60 s, 120 s et 180 s, et 180 s a été sélectionnée comme condition optimale sur la base de la formation reproductible de NEs avec des diamètres de gouttelettes inférieurs à 200 nm et un faible PDI. Par conséquent, tous les NE rapportés dans cette étude ont été préparés en utilisant le temps de sonication optimisé de 180 s.

La formation réussie du NE était soutenue par l’apparition d’une dispersion stable, légèrement opalescente, sans séparation de phase après 1 800 s de position debout. Les échantillons présentant une crème visible ou une séparation de phase ont été exclus de l’analyse ultérieure. Tous les échantillons ont été équilibrés à température ambiante (25 ± 2 °C) avant la caractérisation^{physicochimique 9}.

ATTENTION : La manipulation des équipements à haute énergie (homogénéiseur et sonicateur) a été effectuée conformément aux procédures de sécurité institutionnelles en laboratoire. Une protection auditive et un écran anti-éclaboussures étaient utilisés lors de la sonication. Aucun acide ni base n’a été utilisé lors de la préparation de l’émulsion ; par conséquent, aucune neutralisation chimique ni élimination des déchets dangereux n’était nécessaire.

Caractérisation nutritionnelle et physicochimique de la farine de pois chiches (FC) et du concentré de protéines de pois chiches (CPC)
Analyse compositionnelle
La composition nutritionnelle des échantillons de FQ et CPC a été déterminée à l’aide des méthodes officielles d’analyse de l’Association of Official Analytical Chemists (AOAC). Les fibres brutes ont été analysées selon AOAC 991,43, la cendre totale selon AOAC 923,03, la graisse brute selon AOAC 920,39, et la protéine brute selon AOAC 984,13, en utilisant un facteur de conversion azote-protéine de N × 6,25. La teneur totale en glucides de tous les échantillons a été déterminée par différence en soustrayant la somme des pourcentages d’humidité, de protéines, de matières grasses et de cendres de 100 ^%3.

Analyse des couleurs
Les paramètres de couleur des échantillons étaient mesurés à l’aide d’un colorimètre de laboratoire fonctionnant en mode réflectance. Avant la mesure, l’instrument était standardisé en utilisant les étalonnages noir et blanc fournis par le fabricant. Pour garantir des mesures uniformes et reproductibles, 5,0 g de poudre d’échantillon ont été délicatement chargés dans une cuvette ronde en verre (64,0 mm de diamètre interne) afin de créer une surface lisse et homogène. Une épaisseur de couche suffisante (≥ 50,0 mm) a été appliquée pour minimiser l’influence des effets de substrat et de fond et rendre la poudre translucide effectivement opaque en conditions de réflectance. Toutes les mesures ont été effectuées en mode réflectance à température ambiante.

Les coordonnées de couleur étaient exprimées dans l’espace colorimétrique CIELAB, où L* représente la luminosité (0 = noir, 100 = blanc), a* représente l’axe rouge-vert, et b* représente l’axe jaune-bleu. Des paramètres de couleur supplémentaires, incluant la différence totale de couleur (ΔE*), la chrominance (C*), l’angle de teinte (H°) et l’indice de couleur (CI), ont été calculés selon les équations décrites dans¹¹ (Équations 1–4) comme suit :

(Équ. 1)

(Équ. 2)

(Équation 3)

(Égalisation 4)

Analyse du pH
Le pH des échantillons de CF et CPC a été déterminé à l’aide d’un pH-mètre numérique équipé d’une électrode en verre en insérant l’électrode directement dans la dispersion de l’échantillon à 25,0 ± 2,0 °C. Avant la mesure, le pH-mètre était calibré à l’aide de solutions tampons standard (pH 4,0 et 7,0). Toutes les mesures ont été réalisées en triple exemplaire (n = 3) afin d’assurer la reproductibilité analytique.

Teneur en humidité
La teneur résiduelle en humidité des échantillons de CF et CPC a été déterminée à l’aide d’un analyseur d’humidité rapide fonctionnant dans des conditions de chauffage contrôlées. Toutes les mesures ont été effectuées en triple exemplaire (n = 3) afin d’assurer la reproductibilité analytique.

Caractérisation structurelle et fonctionnelle de la CPC
Analyse XRD
L’analyse XRD du CPC a été réalisée à l’aide d’un diffractomètre à rayons X de laboratoire équipé de rayonnement Cu-Kα (λ = 1,5406 Å). Des diffractogrammes ont été enregistrés sur une plage de 2θ de 10°-90° à une cadence de balayage de 2,5° ^min-1, fonctionnant à 40 mA et 45 kV, conformément à une procédure¹² précédemment rapportée.

L’identification des pics, la soustraction du fond et l’ajustement des courbes ont été réalisées à l’aide d’un logiciel standard d’analyse XRD. Le degré de cristallinité a été calculé comme le rapport entre l’aire intégrée des réflexions cristallines et la surface totale sous le diffractogramme, selon la méthode décrite par¹³, comme montré dans l’équation (5) :

(Équ. 5)

La taille apparente du cristallite (D) a été estimée à partir des données XRD à l’aide de l’équation de Scherrer (Équ. 6), appliquée aux pics de diffraction les plus intenses :

(Équ. 6)

où D est la taille apparente du cristallite (nm), K est le facteur de forme (supposé être 0,9), λ est la longueur d’onde des rayons X, β est la largeur totale à la moitié du maximum (FWHM, en radians) du pic de diffraction sélectionné, et θ est l’angle de Bragg.

Analyse différentielle de calorimétrie à balayage (DSC)
L’analyse différentielle de calorimétrie à balayage (DSC) de la fibrose coquétique et de la CPC a été réalisée à l’aide d’un calorimètre différentiel à balayage en laboratoire. Environ 10,0 ± 0,1 mg d’échantillon ont été pesés et scellés avec précision dans un creuset en aluminium concave avec un couvercle percé, tandis qu’un creuset vide en aluminium a servi de référence. Les mesures ont été effectuées sous une atmosphère azotée (20 mL/min) afin de minimiser les effets oxydatifs. Les échantillons ont été chauffés de 0 °C à 400 °C à un taux de chauffage constant de 5 °C ^min-1 sous des conditions de balayage dynamique. Des calibrations de température et de sensibilité ont été effectuées avant l’analyse afin d’assurer la précision et la reproductibilité des mesures.

Les transitions thermiques étaient caractérisées en déterminant la température d’entrée (T_o), la température de pic (T_p), la température de fin (T_e) et le changement d’enthalpie (ΔH) associé à chaque transition. De plus, la largeur de pic endothermique (EPW) et l’indice de hauteur de pic (PHI) étaient calculés selon les équations. (7) et (8), respectivement :

EPW = (Te−Tp) (Éq. 7)

PHI =ΔH/(Tp− To) (Équ. 8)

Capacité de mousse (FC) et stabilité (FS)
La capacité de mousse (FC) et la stabilité de la mousse (FS) d’une dispersion aqueuse CPC (3,0 g/L) ont été évaluées à pH 7,0, ajustées selon les besoins à l’aide d’acide chlorhydrique (HCl) à 0,1 N. Une aliquote de 30 mL de dispersion protéique a été transférée dans des tubes centrifugeuses en polypropylène de 50 mL et homogénéisée à l’aide d’un homogénéiseur à haute vitesse fonctionnant à 11 000 tr/min pendant 120 s pour générer de la mousse. La formation de mousse a été confirmée visuellement par l’augmentation rapide du volume d’échantillons et la formation d’une couche de mousse stable immédiatement après l’homogénéisation.

La FC était calculée comme le pourcentage d’augmentation du volume immédiatement après l’homogénéisation, tandis que la FS était déterminée sur la base du volume de mousse conservé après 600 s, 1 800 s, 3 600 s et 7 200 s. Toutes les mesures ont été effectuées en triple exemplaire (n = 3), et les valeurs de FC et FS ont été calculées selon les équations. (9) et équations (10), respectivement¹⁴ :

(Équ. 9)

(Équ. 10)

ATTENTION : L’acide chlorhydrique dilué a été manipulé en prenant des précautions de sécurité en laboratoire, notamment des gants et une protection oculaire. Les solutions de déchets ont été éliminées conformément aux directives institutionnelles de sécurité chimique.

Stabilité physicochimique des NEs basées sur la CPC et les CPC
Taille moyenne des particules et distribution des particules
La répartition de la taille des particules et le diamètre hydrodynamique moyen Z des échantillons ont été déterminés à l’aide de la diffusion dynamique de la lumière (DLS). Le diamètre hydrodynamique moyen en Z et l’indice de polydispersion (PDI) ont été enregistrés pour caractériser la taille moyenne des gouttelettes et l’uniformité de la distribution de taille,^{respectivement 15,16}.

Avant la mesure, les échantillons étaient dilués avec de l’eau distillée à un ratio de 1:100 (v/v) afin de minimiser les effets de diffusion multiple et d’assurer des mesures fiables de la diffusion lumineuse. Les analyses ont été réalisées à une température contrôlée de 25 ± 2 °C. La PDI était utilisée comme indicateur de l’homogénéité de la taille des distributions de gouttelettes, avec des valeurs plus faibles correspondant à des distributions de taille plus étroites. Les mesures ont été effectuées le jour 0 (NEs fraîchement préparées) et après 7 jours de stockage afin d’évaluer la stabilité physique à court terme du système^{NE 16}. Les échantillons présentant un cremage, une sédimentation ou une séparation de phase visibles avant la mesure ont été exclus de l’analyse DLS.

ζ-potentiel des particules
Le potentiel de ζ des échantillons a été déterminé pour évaluer la charge nette de surface et la stabilité électrostatique des gouttelettes à l’aide de la diffusion électrophorétique de la lumière (ELS), selon les méthodologies précédemment^{décrites 15,16}. Les mesures ont été effectuées à une température contrôlée de 25,0 ± 2 °C, et des échantillons non dilués ont été utilisés pour préserver l’environnement ionique d’origine des NE.

Les valeurs moyennes du potentiel ζ et les écarts-types correspondants ont été calculés pour chaque échantillon afin d’évaluer les interactions électrostatiques et la stabilité colloïdale des émulsions. Toutes les mesures ont été effectuées en utilisant de l’eau comme dispersant, conformément à un établi

Procédure opérationnelle standard^{interne 15}. Les échantillons montrant une séparation de phase visible ou un cremant avant l’analyse ont été exclus des mesures du potentiel de ζ.

Validation de la méthode et résultats attendus
La validation de la méthode a été réalisée en évaluant les paramètres physicochimiques clés, notamment le diamètre hydrodynamique moyen Z, le PDI, le potentiel ζ et la stabilité physique sous contrainte. L’exécution réussie du protocole a été soutenue par la formation reproductible de NE avec des gouttelettes inférieures à 200 nm et une PDI ≤0,30. Pour valider davantage la stabilité au-delà du simple stockage, un essai de résistance par centrifugation à 4 000 tr/min pendant 900 s a été réalisé. L’absence de séparation de phase visible ou de crematisation après centrifugation, associée à un potentiel de ζ et des profils de pH constants sur 7 jours de stockage, soutient collectivement la robuste capacité émulsifiante de la CPC et la reproductibilité du protocole proposé.

Analyse statistique
Les mesures compositionnelles et fonctionnelles ont été effectuées en triple exemplaire (n=3), tandis que les analyses structurelles (XRD et DSC) ont été réalisées sous forme de mesures uniques, des exécutions représentatives. Les résultats sont présentés sous forme de valeur moyenne ± écart-type (SD). Les évaluations statistiques ont été réalisées à l’aide d’une analyse unidirectionnelle de la variance (ANOVA) via le logiciel SPSS. Pour toutes les analyses, une valeur p de < 0,05 a été considérée comme indiquant une signification statistique. Dans les cas où des différences significatives ont été identifiées, le test post-hoc Honestly Significant Difference (HSD) de Tukey a été utilisé pour des comparaisons multiples. Les lettres de liaison statistique (par exemple, a, b, c) présentées dans les tableaux et les chiffres ont été dérivées des résultats du test HSD de Tukey ; Les moyens de partager la même lettre ne sont pas significativement différents au niveau de signification de 5 %.

Results

Caractérisation nutritionnelle et physicochimique de la FQ et de la CPC
Paramètres compositionnels
Les paramètres compositionnels de la CF et de la CPC sont résumés dans le tableau 1. Le CPC contenait 44,8 % de protéines, 5,8 % de matières grasses brutes et 45,9 % de glucides totaux, démontrant un enrichissement substantiel des protéines par rapport à la FQ grâce au processus de fractionnement sec. L’augmentation de la teneur en protéines observée ...

Discussion

Dans cette étude, le CPC a été obtenu par classification de l’air et caractérisé en termes de propriétés compositionnelles, fonctionnelles, structurelles et colloïdales, avec un accent particulier sur son application comme nanoémulsifiant d’origine végétale. Les méthodes non thermiques, telles que la classification de l’air, peuvent produire un enrichissement marqué de la teneur en protéines par rapport à la CF, obtenant un CPC avec une teneur en protéines de 44,8 ^%3.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Tubes coniques de 50 mL	Corning	352070	Tubes centrifugeuses en polypropylène
Moulin à classeur d’air		CSM1250	Moulin à classeur d’air utilisé pour le fractionnement des protéines
Bilan analytique	Sartorius	BCE224I-IS	Bilan analytique (capacité maximale 120 g)
Pipettes automatiques	Marque	3123000055	Pipettes réglables (200 & mu ; L, 1 mL, 5 mL)
Centrifugeuse	Eppendorf	5810R	Centrifugeuse réfrigérée
Échantillon de pois chiches		&mdash ;	Pois chiches de qualité alimentaire
Colorimètre	HunterLab	A60-1014-593	Instrument d’analyse des couleurs
Calorimètre à balayage différentiel	NETZSCH	&mdash ;	Analyse des DSC
Thermomètre numérique	Hanna Instruments	HI-98501	Surveillance de la température
Phosphate d’hydrogène dipotassique (Na2HPO4)	Sigma-Aldrich	S7907	Grade analytique
Analyseur de graisse	C. Gerhardt GmbH & Comté KG	13-0005	Analyse de la graisse basée sur Soxhlet
Homogénéiseur à grande vitesse	VELP	SA20900010	Homogénéisation des émulsions grossières
Acide chlorhydrique (HCl)	Sigma-Aldrich	320331	Grade analytique
Solution d’acide chlorhydrique (0,1 N)	Sigma-Aldrich	H1758	Ajustement du pH
Tablettes catalyseurs de Kjeldahl	C. Gerhardt GmbH & Comté KG	12-0328	Analyse de Kjeldahl
Agitateur magnétique	IKA	3339000	Mélange et hydratation des échantillons
Huile de triglycérides à chaîne moyenne	Ataman Kimya A.	https://www.atamanchemicals.com /triglycérides à chaîne moyenne-MCT _u30009/ ?? lang=TR# :~ :text =Orta %20zincirli %20trigliseritler %20(MCT) %2C %20hindistance vizi %20ve %20hurma %20 %C3 %A7ekirde %C4%9Fi %20ya %C 4%9Flar %C4 %B1nda,g %C3 %B Cne %C5%9F %20kremleri %20i % C3 %A7in %20 %C4 %B1slat %C4 % B1c %C4 %B1 % 20ajand %C4 %B1r.	Huile de qualité alimentaire et pharmaceutique
Analyseur d’humidité	Mettler Toledo	HC103	Détermination de l’humidité
Analyseur de taille des particules et potentiel zêta	Malvern Instruments	ZEN3600	DLS et mobilité électrophorétique
Mesure de pH	Mettler Toledo	MET-30671567	Mesure du pH
Tubes centrifugeuses en plastique	ISOLAB	078.02.003	Tubes en plastique jetables
Pépsine porcine	Sigma-Aldrich	P7012	Enzyme (1:10 000)
Phosphate de dihydrogène de potassium (KH2PO4)	Sigma-Aldrich	P5379	Grade analytique
Sonateur sonde	Bandelin	&mdash ;	Sonication par émulsion
Lunettes de protection	Baymax	BX-2500	Équipements de sécurité de laboratoire
Analyseur de protéines	C. Gerhardt GmbH & Comté KG	12-0520	Détermination des protéines
Système de digestion des protéines	C. Gerhardt GmbH & Comté KG	12-0700	Unité de digestion de Kjeldahl
Chlorure de sodium (NaCl)	Sigma-Aldrich	S9625	Grade analytique
Hydroxyde de sodium (NaOH)	Sigma-Aldrich	S5881	Grade analytique
Spatula	&mdash ;	https://www.blabmarket.com/ meta-etiket/plastik-spatul ?srsltid =AfmBOoqsvXR_3rQgU1n8QBn DyR_P9D52v2Hahy27RLOH7Zg VbFzzcbsb	Spapole en plastique
Système d’eau ultrapure	ELGA Labwater	PC110COBPM1	Résistivité à l’eau 18,2 M&Omega ; & middot ; cm
Flasque volumétrique	Schott Duran	2120117	Flasque volumique de 100 mL
Bain marie	Memmert	WTB24	Contrôle de la température (20&ndash ; 25 & degré C)
Diffractomètre aux rayons X (Cu&ndash ; K&alpha ;)	PANalytique	STEM-LE-0294-LC	Analyse XRD (45 kV, 40 mA)