Toutes les procédures expérimentales ont été réalisées conformément au Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (National Institutes of Health, révisé en 2011) et ont été approuvées par le Conseil d’éthique de l’Université de médecine traditionnelle chinoise du Shandong (Numéro de licence d’éthique du bien-être : SDUTCM20250421238).
Préparation du SDPF
Le mélange de plantes se compose de Radix Paeoniae Alba (Baishao) 20 g, Curcuma longa (Jianghuang) 10 g, Rhizoma Cibotii (Tanggouji) 10 g, Siegsbeckia orientalis L. (Xixiancao) 30 g, et Clematis chinensis Osbeck (Weilingxian) 30 g. Ce ratio combiné a été déterminé en fonction de l’expérience clinique. La formule a été extraite d’abord en trempant dans de l’eau déionisée à un ratio solide/liquide de 1:9 (g/mL) pendant 30 minutes, suivie d’une ébullition pendant 60 minutes. La solution résultante a été immédiatement filtrée à travers de la gaze et centrifugée à 4 500 × g pendant 5 minutes pour collecter le surnageant. Le résidu a ensuite été réextrait deux fois dans les mêmes conditions (ratio 1:9, eau déionisée) avec un temps d’ébullition réduit de 30 minutes pour chaque extraction suivante. Les surnatants issus des trois extractions ont été combinés, concentrés puis lyophilisés sous vide pendant 5 à 7 jours pour obtenir la poudre SDPF, qui a été conservée en réfrigération pour une utilisation ultérieure.
Analyse des constituants de la SDPF
Pour préparer des échantillons solides, une quantité appropriée de matériau homogénéisé a été transférée dans un tube centrifugeuse de 2 mL, combinée à 1 mL de méthanol à 70 % dans l’eau et des billes en acier inoxydable de 3 mm, puis traitée dans un meuleur automatisé pendant 3 minutes, suivie de 10 minutes de vortex. Les échantillons liquides ont été dilués avec du méthanol pur et soumis à un vortex pendant 10 minutes. Par la suite, tous les échantillons ont été centrifugés à 12 000 × g pendant 10 minutes à 4 °C, et les surnatants obtenus ont été filtrés à travers un filtre de 0,22 μm. Avant l’analyse instrumentale, la 2-chlorophénylalanine (standard interne, 100 μg/mL) était incorporée au filtrat pour obtenir une concentration finale de 1 mg/L. La séparation chromatographique était réalisée sur un système LC-MS équipé d’une colonne C18 (1,8 μm × 2,1 mm × 100 mm), maintenue à 30 °C, avec un débit de 0,3 mL/min. La phase mobile était composée de 0,1 % d’acide formique dans l’eau (A) et d’acétonitrile pur (B). Le volume d’injection était réglé à 2 μL, et l’autoéchantillonneur était maintenu à 4 °C. La détection par spectrométrie de masse a été réalisée en modes d’ionisation positive et négative dans les conditions suivantes : température du chauffage à 325 °C, gaz de gaine à 45 unités arbitraires, gaz auxiliaire à 15 arb, gaz de balayage à 1 arb, tension électropulvérisation à 3,5 kV, température capillaire à 330 °C, et niveau RF de la lentille S à 55 %. Les données ont été acquises sur une plage m/z de 100 à 1500 en mode MS à balayage complet à une résolution de 120 000, tandis que la fragmentation MS/MS a été réalisée en mode acquisition dépendante des données (dd-MS2, TopN=5) à une résolution de 60 000 grâce à une dissociation collisionnelle à haute énergie.
Expérience animale
Soixante-douze rats mâles de Sprague-Dawley (âgés de 6 semaines, poids corporel initial 180–200 g ; RRID : IMSR_JAX :000664) étaient hébergés sous conditions SPF (24 ± 1 °C, 12 heures de cycle lumière/obscurité) avec libre accès à la nourriture et à l’eau. Après une semaine d’acclimatation, ils ont été divisés aléatoirement en six groupes (n=12/groupe) selon le poids corporel : (1) témoin blanc (solution saline normale), (2) groupe modèle de constipation (10 mg/kg chlorhydrate de lopéramide), (3) groupes faibles (SDPF-L), (4) groupes moyens (SDPF-M), et (5) groupes SDPF à dose élevée (6, 9 et 12 g/kg, respectivement), et (6) groupe témoins positif (2 mg/kg de citrate de mosapride). La SDPF était fraîchement préparée en suspension dans de l’eau distillée à des concentrations de 3, 4,5 et 6 g/mL, administrée par gavage oral à un volume fixe de 2 mL/kg, correspondant respectivement à des doses de 6, 9 et 12 g/kg. Le chlorhydrate de lopéramide était fraîchement préparé en suspension dans de l’eau distillée à une concentration de 5 mg/mL et administré par gavage orale à un volume fixe de 2 mL/kg (équivalent à 10 mg/kg). Après une semaine d’acclimatation, la constipation a été induite par groupes (2) – (6) par une injection orale de chlorhydrate de lopéramide une fois par jour pendant une semaine. Le groupe témoin blanc recevait un volume équivalent de solution saline normale. Par la suite, pour la semaine suivante, les rats des groupes (3)–(5) ont reçu un traitement SDPF par gavage oral une fois par jour, le groupe témoin positif (6) a également reçu du citrate de mosapride (2 mg/kg) en même temps, tandis que les rats des groupes (2) – (6) ont continué à recevoir du chlorhydrate de lopéramide (10 mg/kg) une fois par jour pour maintenir le modèle de la constipation. Le groupe témoin à blanc a continué à recevoir une solution saline normale. À la fin de la période de traitement, tous les rats étaient à jeûne toute la nuit avec un accès libre à l’eau. Les animaux ont ensuite été anesthésés par une injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique (40 mg/kg de poids corporel). Après une anesthésie profonde confirmée par l’absence de réflexes pédaliers, les rats ont été euthanasiés par luxation cervicale. Immédiatement après, les tissus rectaux ont été rapidement prélevés. Pour les analyses histologiques et immunohistochimiques, les segments tissulaires étaient fixés à 4 % de paraformoldéhyde. Pour l’analyse de l’expression protéique, les échantillons de tissu étaient congelés instantanément dans de l’azote liquide et stockés à -80 °C jusqu’à une utilisation ultérieure.
Première tabouret noire
Le temps d’excrétion des premières selles noires a été enregistré pour trois rats par groupe. Avant l’expérience, tous les rats étaient à jeûne pendant 12 heures avec un accès libre à l’eau. Chaque animal a ensuite reçu une administration intragastrique d’une suspension d’encre préparée (5 % charbon actif et 5 % gomme arabique) à une dose de 10 mL/kg de poids corporel, avec le moment exact d’administration enregistré. Après la mise à la gavage, les rats étaient hébergés individuellement dans des cages séparées, avec un accès improvisé à la nourriture et à l’eau. L’apparition des premières selles noires de chaque rat a été soigneusement observée et enregistrée pour calculer le temps de transit intestinal.
Teneur en eau fécale
Après l’établissement réussi du modèle et à la fin du traitement, des échantillons fecaux frais excrétés dans les 2 heures ont été prélevés auprès de chaque groupe de rats (n = 6) et placés dans des tubes EP secs pré-pesés. Le poids humide des excréments a été immédiatement enregistré. Par la suite, les échantillons ont été transférés dans un four de séchage et déshydratés à 60 °C pendant 36 heures. Après la période initiale de séchage, les échantillons étaient pesés puis remis au four, les mesures de poids répétées toutes les 2 heures jusqu’à atteindre un poids constant (indiquant une déshydratation complète). Le pourcentage de teneur en eau fécale a ensuite été calculé à l’aide de la formule suivante :
Teneur en eau fécale ( %) = [(Poids humide - Poids sec) / Poids humide] × 100 %
Taux de propulsion intestinale
Après une période de jeûne de 12 heures (avec libre accès à l’eau), les rats de chaque groupe (n = 6) ont reçu une dose intragastrique (10 mL/kg) de suspension d’encre contenant 5 % de charbon actif et 5 % de gomme arabique. Vingt-cinq minutes plus tard, les animaux ont été anesthésés par injection intrapéritonéale de 5 % d’hydrate de chloral. La région abdominale a été désinfectée en essuyant à 75 % d’éthanol avant la collecte des tissus, puis les membres ont été fixés sur une planche de dissection. La cavité abdominale a été soigneusement exposée avec des ciseaux chirurgicaux, et le tube digestif allant du pylore à la jonction iléocécale a été excisé. L’intestin isolé a été redressé sur un papier filtre stérile, et deux mesures ont été prises : (1) la longueur totale de l’intestin grêle, et (2) la distance parcourue par le devant de l’encre. Le rapport de propulsion intestinale a ensuite été calculé selon la formule suivante :
Taux de propulsion intestinale ( %) = (Distance de migration de l’encre / Longueur intestinale totale) × 100 %
Tache HE
Pour les groupes témoin, modèle, SDPF-M et Mos (n = 3 par groupe), des échantillons rectaux ont été prélevés et traités pour la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (HE). Les spécimens étaient fixés dans 4 % de paraformoldéhyde, déshydratés dans de l’éthanol de qualité et intégrés dans des blocs de paraffine. Des sections fines, mesurant 4 à 5 μm d’épaisseur, ont été préparées et fixées sur des lames en verre avant de subir une coloration conventionnelle à l’hématoxyline et à l’éosine. La procédure a commencé par une déparaffinisation utilisant du xylène, suivie d’une réhydratation par une série de concentrations décroissantes d’éthanol. Les noyaux ont été colorés en exposant des sections à l’hématoxyline pendant 5 à 8 minutes. Après différenciation en alcool acide à 1 % et bleuissement dans de l’eau à 0,2 % d’ammoniaque, le cytoplasme et la matrice extracellulaire ont été contre-colorés à l’éosine pendant 1 à 2 minutes. Enfin, les sections teintées ont été déshydratées, dégagées et montées avec des couvertures pour une observation microscopique. Cette approche a permis une évaluation détaillée de la morphologie muqueuse intestinale, incluant la structure des villosités et des cryptes, l’état des cellules épithéliales et la présence d’infiltrés inflammatoires dans la lamina propria.
Analyse de l’enrichissement des voies KEGG et GO
En tirant parti du profil chimique précédemment établi du SDPF, des prédictions en silico des cibles protéiques pour chaque constituant ont été réalisées à l’aide de la plateforme SwissTargetPrediction. Les cibles potentielles pertinentes pour la constipation ont été filtrées et soumises à une annotation fonctionnelle à l’aide de la base de données DAVID 6.8, avec un seuil de signification de P < 0,05. L’ensemble de gènes résultant a ensuite été soumis à une classification GO afin d’élucider son rôle dans les processus biologiques, les fonctions moléculaires et les composants cellulaires. Pour mieux élucider leur implication dans la pathogenèse de la maladie, ces cibles ont ensuite été cartographiées sur les voies KEGG, révélant plusieurs cascades de signalisation significativement enrichies et potentiellement impliquées dans l’apparition et le développement de la constipation.
Construction du réseau « Composant-Cible-Voie »
Un réseau « Composant-Cible-Voie » a été assemblé dans Cytoscape (version 3.6.1) en intégrant systématiquement les constituants chimiques de la SDPF, leurs cibles thérapeutiques correspondantes pour la constipation, ainsi que les voies enrichies pertinentes. Dans ce modèle graphique, différentes géométries de nœuds ont été employées pour représenter les trois types de données : cercles pour les composés, triangles pour cibles, et rectangles pour les chemins. La solidité des connexions entre ces nœuds a été quantifiée par pondération des arêtes, offrant une vue globale des interactions pharmacologiques complexes et multi-couches.
Amarrage moléculaire
Pour l’analyse du docking moléculaire, quatre composés bioactifs — à savoir la cyclocurcumine, l’albiflorine, l’acide chlorogénique et la quercétine — ont été sélectionnés comme molécules de ligand, leurs structures étant téléchargées depuis la base de données PubChem en utilisant les numéros de registre CAS correspondants. Pour préparer les récepteurs protéiques, la base de connaissances UniProt a été consultée afin de confirmer les protéines cibles PI3K et AKT, et leurs structures tridimensionnelles ont ensuite été extraites de la base de données protéiques RCSB. Ces structures protéiques et composées ont ensuite été traitées dans le Discovery Studio 2019, où des atomes d’hydrogène ont été ajoutés, des charges assignées et des types d’atomes définis ; De plus, des poches potentielles de liaison sur les récepteurs ont été identifiées. Les ligands et récepteurs préparés ont ensuite été sauvegardés au format PDBQT pour des simulations d’amarrage. La procédure d’amarrage a été réalisée avec la configuration suivante : un rayon de cluster pose de 0,5, génération de 10 conformations aléatoires de ligands, et 10 orientations de raffinement. Après l’achèvement des passages d’amarrage, les complexes candidats ont été évalués et classés selon leurs énergies libres de liaison prédites. Les postures de liaison les plus favorables énergétiquement ont finalement été sélectionnées et visualisées à l’aide de PyMOL pour illustrer les interactions intermoléculaires clés.
Immunohistochimie
Les échantillons rectaux enfouis dans la paraffine, coupés à une épaisseur de 4 μm et obtenus des cohortes de traitement Témoin, Modèle et SDPF-M, ont d’abord été éliminés de la paraffine et progressivement hydratés. Les sites antigéniques ont été démasqués en chauffant les lames dans un tampon de citrate ajusté au pH 6,0. Pour calmer les peroxydases endogènes, les tissus ont été traités avec une solution de peroxyde d’hydrogène à 3 %, suivie d’une incubation avec du sérum de chèvre normal afin de réduire la liaison aux anticorps non spécifiques. Les sections ont ensuite été incubées toute la nuit à 4 °C avec des anticorps primaires ciblant le PI3K phosphorylé et l’AKT ; Des coupes parallèles incubées avec PBS servaient de témoins négatifs. Après un lavage approfondi, des anticorps secondaires conjugués à la peroxydase de raifort ont été appliqués, et une immunocoloration a été développée à l’aide d’un chromogène DAB sous observation microscopique pour contrôler le temps de réaction. Enfin, les tissus ont été légèrement contre-colorés avec de l’hématoxyline, déshydratés par des alcools gradués, nettoyés et montés. Les niveaux d’expression de p-PI3K et p-AKT ont été évalués qualitativement par deux chercheurs indépendants aveugles aux groupes expérimentaux, et des images représentatives ont été sélectionnées pour illustrer les différences entre les groupes.
Plaque western
Des échantillons de tissu rectal de rats ont été rincés deux fois avec une solution séline phosphatée refroidie avant d’être homogénéisés sur de la glace pendant 10 minutes dans un volume approprié de tampon de lyse RIPA. Après homogénéisation, le mélange a été centrifugé à 15 000 × g, et le surnageant a été conservé pour analyse. La quantification des protéines a été réalisée à l’aide de la méthode de l’acide bicinchoninique. Par la suite, les échantillons ont été combinés avec un tampon de chargement SDS et dénaturés par incubation à 95 °C pendant 5 minutes. Des quantités protéiques équivalentes ont ensuite été résolues par électrophorèse en gel de SDS-polyacrylamide et électrotransférées sur des membranes de polyvinylidène difluorure d’une taille porouse de 0,45 μm. Après le transfert, les membranes ont été laissées à sécher à l’air avant d’être bloquées avec 5 % de lait écrémé dans TBST pendant 1 heure à température ambiante. Après cette étape, les membranes ont été rincées avec du TBST puis incubées toute la nuit à 4 °C avec des anticorps primaires ciblant AQP3 (RRID : AB_2837708) et AQP8 (RRID : AB_605941). Le lendemain, après des lavages supplémentaires avec TBST, les membranes ont été incubées avec l’anticorps secondaire conjugué à la peroxydase de raifort approprié pendant 1 h à température ambiante. Les bandes immunoréactives ont finalement été détectées et capturées à l’aide d’un système d’imagerie.
Immunofluorescence
La coloration par immunofluorescence a été réalisée sur des coupes de tissu rectal provenant de rats témoins, modèles et traités SDPF-M comme suit : après cryosection, les tissus ont été fixés dans 4 % de paraformodéhyde, perméabilisés avec 0,1 % de Triton X-100, et bloqués avec un tampon de blocage approprié pour éviter une liaison non spécifique. Les sections ont ensuite été incubées toute la nuit à 4 °C avec un mélange d’anticorps primaires contre AQP3 et AQP8, après quoi les anticorps non liés ont été lavés et les tissus ont été incubés pendant 1 heure à température ambiante dans l’obscurité avec un mélange d’anticorps secondaires — en particulier, l’IgG anti-lapin de chèvre conjugué à Alexa Fluor 594 (rouge) pour marquer AQP3 et l’IgG anti-souris de chèvre conjugué à Alexa Fluor 488 (vert) pour marquer AQP8. Après incubation secondaire d’anticorps et lavages ultérieurs, les noyaux cellulaires ont été contre-colorés avec du DAPI, et les lames ont été couvertes d’un milieu de montage aqueux avant la visualisation et l’acquisition de l’image à l’aide d’un microscope à fluorescence ou confocal.
Séquençage 16S rRNA du microbiote fécal
Pour chaque groupe expérimental (n = 8), l’ADN génomique bactérien a été isolé à partir de matières fécales de rat à l’aide d’un kit commercial d’extraction d’ADN du sol, toutes les procédures suivant strictement le protocole du fournisseur. L’amplification PCR ciblant les régions hypervariables V3–V4 du gène 16S rRNA a été réalisée sur un thermocycleur utilisant la paire d’amorces 338F/806R. Le séquençage Amplicon a été réalisé sur la plateforme Illumina MiSeq selon les directives du fabricant, générant une profondeur de séquençage suffisante pour atteindre la saturation de la courbe de raréfaction et garantir une analyse fiable de la diversité microbienne. À la fin du séquençage, les lectures brutes ont été filtrées par la qualité, retirées par l’adaptateur, et fusionnées à l’aide de Trimmomatic et FLASH. Des séquences de haute qualité ont ensuite été regroupées en unités taxonomiques opérationnelles (OTU) à un seuil de similarité de 97 % en utilisant UPARSE, et des séquences chimériques potentielles ont été identifiées et supprimées à l’aide de UCHIME. L’attribution taxonomique des séquences représentatives a été réalisée à l’aide du classificateur RDP par rapport à la base de données de référence SILVA, avec un seuil de confiance de 70 %. Pour évaluer la diversité alpha au sein des communautés microbiennes, l’estimateur de richesse de Chao1 et l’indice de diversité de Shannon ont été calculés à l’aide du logiciel Mothur (v.1.30.2). Pour l’analyse bêta-diversité, une analyse de coordonnées principales a été réalisée afin de visualiser les différences de composition entre les groupes. Un diagramme de Venn a été construit pour illustrer la répartition des OTU uniques et partagées à travers différentes conditions expérimentales. L’identification des taxons différenciellement abondants entre cohortes a été réalisée à l’aide d’une analyse discriminante linéaire de l’effet de taille. Enfin, le profilage prédictif des fonctions de la communauté microbienne a été réalisé à l’aide de PICRUSt2, qui a déduit le potentiel fonctionnel à partir des annotations orthologiques KEGG.
Statistiques
Toutes les analyses statistiques ont été réalisées à l’aide de SPSS 23.0 et GraphPad Prism 8.0. Les données sont présentées en moyenne ± écart-type (DS). La normalité de la distribution des données a été évaluée à l’aide du test de Shapiro–Wilk. Pour les comparaisons entre deux groupes, le test t de Student à échantillons indépendants a été utilisé pour les données distribuées normalement, et le test U de Mann–Whitney pour les données distribuées de manière non normale. Pour les comparaisons impliquant trois groupes ou plus, l’analyse unidirectionnelle de la variance (ANOVA) suivie du test post-hoc de Tukey a été utilisée pour les données normalement distribuées, tandis que le test de Kruskal–Wallis suivi du test post-hoc de Dunn a été utilisé pour les données non distribuées normalement. Pour les analyses du microbiome, des taxons différentiellement abondants ont été identifiés à l’aide d’une analyse linéaire discriminante taille d’effet (LEfSe) avec le seuil par défaut (score LDA > 2,0), et la correction par tests multiples a été appliquée à l’aide de la méthode du taux de fausse découverte (FDR) de Benjamini–Hochberg. Les analyses statistiques du microbiome ont été réalisées à l’aide de Mothur (v.1.30.2), LEfSe (outil en ligne, laboratoire de Huttenhower) et PICRUSt2 (v.2.5.0). Une valeur p inférieure à 0,05 était considérée comme statistiquement significative.