Cette étude a été menée conformément aux Lignes directrices pour l’examen éthique du bien-être des animaux de laboratoire (GB/T 35892-2018) et aux Avis directeurs sur le traitement humain des animaux de laboratoire. Toutes les procédures animales ont été approuvées par le Comité d’éthique expérimentale des animaux de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Chengdu (Approbation n° TCM-09-315).
Animaux expérimentaux et hébergement
Des souris Kunming spécifiques sans pathogènes (SPF) (20~25 g, mâles/femelles = 1:1) et des rats SPF Sprague-Dawley (SD) (180~200 g) ont été utilisés. Les animaux étaient hébergés dans des conditions contrôlées : un cycle clair/obscur de 12 heures, une température de 23 ± 2 °C, et une humidité de 60 % ± 5 %, avec un accès libre à la nourriture et à l’eau. Pour évaluer de manière exhaustive le profil analgésique et anti-inflammatoire de XJCA, une batterie de modèles murins in vivo a été utilisée. Le test de plaque chauffante évaluait le seuil de douleur médié centralement ; le test de formolon distinguait entre la douleur neurogène (phase I) et la douleur inflammatoire (phase II) ; Le test d’œdème de l’oreille induit par le xylène a évalué l’activité anti-inflammatoire aiguë ; et le test de torsion induite par l’acide acétique a modélisé la douleur inflammatoire viscérale. Notez que XJCA est un gel formateur de film prêt à être utilisé. Aucune préparation supplémentaire n’est requise avant la candidature.
Effet de la zone d’application sur l’efficacité analgésique et anti-inflammatoire
Les souris de Kunming SPF ont été divisées aléatoirement en 4 groupes (mâles/femelles = 1:1) : groupe témoin normal (NC), groupe XJCA petite surface (1×1 cm, 1 cm2) (XJCASAAG), XJCA groupe moyenne (1×2 cm, 2cm 2) (XJCAMAAG) et groupe XJCA grande surface (1,5×2 cm, 3 cm2) (XJCALAAG). XJCA a été appliqué à 0,015 g/cm 2 (0,15 mL par souris) pendant 7 jours consécutifs. Le groupe NC a reçu une solution saline normale de la même manière. À 120 minutes après la dernière administration, l’efficacité des analgésiques a été évaluée à l’aide des tests de plaque chaude et de formol.
Pour le test de la plaque chauffante, les souris ont été pré-tamisées en les plaçant sur une plaque chauffante à température constante maintenue à 55 ± 0,5 °C. La latence de retrait des pattes (PWL) a été enregistrée, et seules les souris présentant une PWL de base entre 5 et 30 s ont été sélectionnées (n = 40, mâle/femelle = 1:1). Après 7 jours de traitement, la PWL a été mesurée à intervalles de 30 minutes trois fois, et la valeur moyenne a été enregistrée. Un temps de coupure de 60 s a été appliqué pour prévenir les dommages tissulaires.
Lors du test de formol (n = 40, homme/femelle = 1:1), après 7 jours de traitement, 1 % de formol (1 mL/kg) a été injecté par voie sous-cutanée dans la patte arrière droite. Immédiatement après l’injection, les souris étaient placées dans des chambres d’observation individuelles. Les comportements liés à la douleur (lécher, soulever et fuir) ont été enregistrés pendant la phase I (0–10 min, douleur neurogène) et la phase II (15–30 min, douleur inflammatoire). L’injection réussie a été confirmée par un gonflement visible de la patte.
Évaluation de l’efficacité des analgésiques et anti-inflammatoires dépendante du temps
Cent vingt souris de Kunming SPF ont été divisées aléatoirement en trois groupes (n = 10 par moment, mâle/femelle = 1:1) : un groupe témoin modèle (MC), un groupe XJCALAAG (1,5×2 cm, 3cm 2) et un groupe témoin positif à l’émulgel de diéthylamine diclofénac (DDE). Le XJCA (0,015 g/cm 2, 0,15 mL/souris) et le DDE (0,016 g/cm 2, 0,15 mL/souris) ont été appliqués pendant 7 jours consécutifs, tandis que le groupe MC a reçu une solution saline normale. À 2, 4, 6 et 8 heures après la dernière administration, le test de l’œdème de l’oreille induit par le xylène et le test de torsion induit par l’acide acétique ont été réalisés.
Lors du test d’œdème de l’oreille induit par le xylène, 30 μL de xylène ont été appliqués de chaque côté de l’oreille droite (le groupe MC a reçu une solution saline normale), et après 60 minutes, les souris ont été anesthésiées avec du pentobarbital sodique (30 mg/kg, p.i.) et sacrifiées ; des disques d’oreille (diamètre de 8 mm) étaient ensuite perforés et pesés. Le degré d’œdème de l’oreille a été calculé comme le poids du disque de l’oreille droite moins le poids du disque de l’oreille gauche, et le taux d’inhibition de l’œdème a été déterminé comme [(degré d’œdème du groupe MC – degré d’œdème du groupe de traitement) / degré d’œdème du groupe MC] × 100 %. Une poinçonne circulaire (8 mm de diamètre) a été prélevée à la même position sur les oreilles gauche et droite, et le tissu auditif a été pesé à l’aide d’une balance électronique.
Lors du test de torsion induit par l’acide acétique, une solution d’acide acétique à 0,6 % (0,1 mL/10 g) a été injectée intrapéritonéalement, et les temps de réponse des mouvements (extension du membre postérieur, contraction abdominale et torsion du tronc) ont été enregistrés en moins de 20 minutes. Immédiatement après l’injection d’acide acétique, les souris étaient placées dans des cages d’observation individuelles. Le taux d’inhibition de la terreur a été calculé selon la formule suivante : [(temps de tordre dans le groupe MC – temps de tordre dans le groupe traité)/temps de tordre dans le groupe MC]×100 %.
Comparaison de l’efficacité locale et systémique des analgésiques
Pour dissocier l’analgésie localement restreinte des effets résultant de l’absorption transdermique et de la distribution systémique, nous avons conceptualisé deux schémas d’administration avec des définitions opérationnelles claires. L’effet local fait référence à l’action du médicament sur un site localisé sur les tissus immédiatement en dessous ou adjacents au site d’application, avec peu de contribution du médicament circulant. L’effet systémique, en revanche, fait référence à une analgésie médiée par un médicament qui est entré dans le sang et agit à des sites centraux ou périphériques éloignés du site d’application. Nous avons directement testé l’hypothèse selon laquelle augmenter la surface d’application conduit à une plus grande absorption systémique du médicament et, par conséquent, produit des effets analgésiques supérieurs à ceux dus à une action locale seule, en maintenant la dose par unité de surface constante tout en variant la surface totale traitée. Cette conception permet de quantifier la manière dont l’échelle spatiale de l’exposition détermine la biodisponibilité systémique et la contribution résultante des effets médiés systémiquement.
Trente souris Kunming SPF (avec PWL de 5~30 s au test de plaque chauffante) ont été réparties aléatoirement en 3 groupes (n = 10 par groupe, mâle/femelle = 1:1) : groupe NC, groupe médicament topique (TMG) et groupe médicament systémique (SMG). La XJCA a été administrée à une dose fixe de 0,015 g/cm2, avec un volume de 0,15 mL, pendant 7 jours consécutifs.
Pour la TMG, la formulation a été appliquée sur une zone localisée de la peau du membre postérieur. Pour la SMG, afin de simuler une absorption systémique accrue, la formulation a été appliquée sur une zone combinée incluant les deux membres postérieurs et la peau dorsale, tout en maintenant la même dose par unité de surface (0,015 g/cm 2). Cette conception garantissait que la quantité totale de XJCA appliquée au groupe SMG était proportionnellement supérieure à celle du groupe TMG, facilitant ainsi un plus grand potentiel d’absorption transdermique dans la circulation systémique. À 120 minutes après la dernière administration, le PWL a été mesuré par le test de la plaque chauffante (3 fois à des intervalles de 30 minutes, valeur moyenne enregistrée). En comparant TMG (effet local prédominant) et SMG (effet local + systémique), nous avons pu disséquer la contribution de la distribution systémique des médicaments à l’analgésie globale.
Étude d’absorption transdermique in vitro
L’étude a utilisé des cellules de diffusion de Franz avec une surface de diffusion effective de 1,76625cm2. La cellule de diffusion de Franz est la référence pour évaluer l’absorption percutanée. Le système se compose d’un compartiment donneur (contenant la formulation testée), d’un compartiment récepteur (rempli d’un tampon physiologique) et d’une peau excisée montée entre eux. Les molécules de médicament diffusent à travers la peau jusqu’à la solution réceptrice, et des échantillons sont prélevés au fil du temps pour quantifier la cinétique de la perméation. La peau abdominale excisée de rats SD anesthésiée avec du pentobarbital sodique (30 mg/kg, p.i.) a été soigneusement préparée en retirant la graisse sous-cutanée, rincée avec du sérum physiologique normal, puis trempée dans une solution physiologique normale pendant 24 heures. Il est essentiel de protéger l’intégrité de la strate cornée. N’étirez pas, ne pliez pas et ne touchez pas la surface de l’épiderme. La perméabilité de la peau est fortement affectée par son état d’hydratation. Le temps d’hydratation donne des résultats reproductibles.
La peau préparée était montée entre les compartiments donneur et récepteur, la strate cornée faisant face au compartiment donneur. Le côté donneur a reçu 200 μL de XJCA (équivalent à 0,06 g de médicament brut), tandis que le compartiment récepteur a été rempli de 15 mL de solution réceptrice (30 % d’éthanol : 70 % de PBS, dégazée par sonication pendant 15 minutes), maintenue à 32 ± 0,5 °C sous agitation magnétique continue à 350 r·min⁻1. La solution réceptrice doit être dégazée par sonication pendant 15 minutes avant utilisation afin d’éviter la formation de bulles pendant l’expérience.
Un échantillon d’un mL a été prélevé dans le compartiment récepteur à 2, 4, 6, 8, 10, 12, 20 et 24 heures, chaque fois reconstitué avec un volume égal de solution réceptrice fraîche préchauffée (32 °C).
Note : La solution de remplacement doit être à la même température pour éviter les fluctuations de température qui pourraient affecter la cinétique de diffusion. Les échantillons collectés ont été filtrés à travers des membranes microporeuses de 0,22 μm puis analysés par UPLC-MS/MS dans les 24 heures. En raison de l’instabilité de l’aconitine, les échantillons doivent être analysés dans les 24 heures suivant la collecte, ou des stabilisateurs doivent être ajoutés. Si une analyse immédiate n’est pas possible, aliquotez les échantillons et stockez-les à -80 °C, mais validez leur stabilité dans ces conditions avant de procéder.
Conditions UPLC-MS/MS
L’analyse chromatographique a été réalisée en utilisant une colonne Agilent ZORBAX SB-C18 (2,1 × 100 mm, 1,8 μm) maintenue à 40 °C, avec un débit de 0,3 mL/min et un volume d’injection de 2 μL. La phase mobile comprenait de l’acétonitrile (A) et d’une solution d’acétérate d’ammonium de 0,1 mol/L contenant 0,5 mL/L d’acide acétique glaciaire (B), selon le programme de gradient suivant : 0–5 min (26 %–45 % A), 5–7 min (45 %–74 % A), 7–10,1 min (74 %–90 % A), 10,1 à 12 min (90 % A), 12–12,1 min (90 %–26 % A), et 12,1–15 min (26 % A).
La détection par spectrométrie de masse a été réalisée avec une source d’ionisation par électropulvérisation (ESI) en mode ion positif sous les réglages suivants : température du gaz de séchage 500 °C, débit de gaz de séchage 5 L/min, pression de nébuliseur 50 psi, température du gaz de gaine 500 °C, débit de gaz de gaine 11 L/min, tension capillaire 5500 V, et acquisition de données en mode surveillance de réactions multiples (MRM). Les transitions et paramètres MRM étaient définis comme suit : aconitine (m/z 646,6→586,4, temps de séjour 100 ms, DP 102,930 V, CE 49,810 V) et benzoylaconine (m/z 604,4→105,1, temps de permanence 100 ms, DP 105,120 V, CE 74,270 V).
Validation de la méthode et analyse des données
La validation de la méthode a été réalisée en évaluant la spécificité, la linéarité, la précision, la stabilité et la répétabilité. La spécificité a été vérifiée en analysant la solution de réception à vide (blank receiver), la solution standard et l’échantillon pour confirmer l’absence d’interférence de substances endogènes. Pour la linéarité, les courbes standard ont été construites en représentant la surface de pic par rapport à la concentration en utilisant la méthode de régression des moindres carrés. La précision a été évaluée à la fois par des tests intra-jours (6 réplications) et inter-jours (2 réplications sur 3 jours) à l’aide d’une solution standard de 50 ng/mL, exprimée comme l’écart-type relatif (RSD) des zones de pic. La stabilité a été évaluée en déterminant la RSD de la zone maximale des solutions d’échantillon à 0, 2, 4, 6, 8, 12, 16, 18 et 24 heures. La répétabilité a été confirmée en mesurant la RSD de la zone de pic à partir de six préparations d’échantillons parallèles. Les solutions standard de type stock ont été préparées en pesant avec précision 2,5 mg chacune de benzoylaconine et d’aconitine, puis en les dissolvant dans un mélange isopropanol :dichlorométhane (1:1) pour obtenir une concentration finale de 25 μg/mL. Pour la solution d’essai, une quantité appropriée de l’échantillon a été transférée dans un tube centrifugeuse et soumise à une centrifugation à grande vitesse à 12 000 x g pendant 5 minutes, après quoi le surnageant a été prélevé pour analyse.
La quantité cumulative de perméation (Qn, ng/cm 2) à chaque moment a été calculée à l’aide de la formule suivante :
Qn = [(Cn × V + ΣCi × Vi) / A]
Où :
Qn : Quantité cumulative de perméation au n-ième temps d’échantillonnage (ng/cm 2).
Cn : Concentration du médicament dans la solution réceptrice au n-ième moment d’échantillonnage (ng/mL).
Ci : Concentration du médicament dans la solution réceptrice au ième temps d’échantillonnage (ng/mL).
V : Volume de la solution réceptrice (15 mL).
Vi : Volume d’échantillonnage à chaque point temporel (1 mL).
R : Aire de diffusion effective de la cellule de diffusion de Franz (1,76625cm 2).
La courbe cumulative de la quantité de perméation-temps (Q-t) a été tracée avec Qn comme ordonnée et le temps (t, h) comme l’abscisse. La partie linéaire de la courbe Q-t a été soumise à une régression linéaire, et la pente de l’équation de régression a été prise comme le flux transdermique à l’état stationnaire (Js, ng/cm 2/h).
La courbe Q-t a été ajustée au modèle d’ordre zéro (Q = kt + b), au modèle du premier ordre (ln(Qmax - Q) = -kt +lnQ max) et au modèle de Higuchi (Q =kt 1/2 + b), où Qmax est la quantité maximale cumulée de perméation, k est la constante de débit, et b est l’interception. L’ajustement a été évalué en utilisant le coefficient de corrélation (R2), un R2 plus élevé indiquant un meilleur ajustement.
Analyse statistique
Les données brutes individuelles d’animaux pour tous les tests comportementaux in vivo et les données chromatographiques brutes UPLC-MS/MS pour l’étude de perméation in vitro sont fournies respectivement sous forme de fichiers supplémentaires 1 et 2. Toutes les données expérimentales ont été présentées en moyenne ± écart-type (x̄ ± SD). L’analyse statistique a été réalisée à l’aide de GraphPad Prism 9.0. L’analyse unidirectionnelle de la variance (ANOVA) suivie du test de comparaison multiple de Dunnett a été utilisée pour comparer les différences de groupe. p < 0,05 était considéré comme statistiquement significatif.