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Article de recherche

Effets biochimiques et histopathologiques de l’hirudothérapie dans un modèle rat de stress physiologique chronique induit par l’exercice

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DOI :

10.3791/70494

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22 mai 2026

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1Faculty of Medicine, Department of Medical Parasitology, Kırşehir Ahi Evran University, 2Faculty of Medicine, Department of Histology and Embriyology, Kırşehir Ahi Evran University, 3Faculty of Sports Sciences, Department of Coaching Education, Kırşehir Ahi Evran University, 4Faculty of Medicine, Department of Medical Biochemistry, Kırşehir Ahi Evran University, 5Faculty of Medicine, Department of Physiology, Kırşehir Ahi Evran University

Dans cet article

Résumé

Ce protocole établit un modèle de rat du stress physiologique chronique induit par l’exercice pour étudier les réponses au stress. Il permet une évaluation contrôlée des interactions hirudothérapie-exercice grâce au profilage biochimique sérique et à l’analyse histopathologique. Il fournit un cadre reproductible pour étudier les mécanismes de récupération post-exercice.

Résumé

L’exercice chronique peut provoquer un stress physiologique caractérisé par des lésions musculaires, un déséquilibre oxydatif et des altérations hormonales, ce qui peut nuire à la récupération et aux performances. L’hirudothérapie, une intervention biothérapeutique traditionnelle contenant des composants anti-inflammatoires, antioxydants et améliorant la circulation, a suscité l’intérêt en tant que stratégie naturelle potentielle de récupération. Cette étude visait à évaluer les effets biochimiques et histopathologiques de l’hirudothérapie après un exercice chronique dans un modèle de rat de stress physiologique induit par l’exercice. Trente-deux rats mâles ont été répartis en quatre groupes : témoins, hirudothérapie, exercice, et hirudothérapie plus exercice. Les paramètres biochimiques sériques et les marqueurs de stress oxydatif ont été analysés, et les muscles squelettiques et les tissus hépatiques ont été examinés histopathologiquement afin d’évaluer les altérations induites par l’exercice et les effets modulateurs potentiels de l’hirudothérapie. Les rats exposés à un exercice chronique présentaient des indicateurs biochimiques et structurels de stress physiologique. L’hirudothérapie était associée à une atténuation partielle de ces altérations, en particulier dans les résultats histopathologiques, tandis que les changements dans les marqueurs de stress oxydatif n’étaient pas statistiquement significatifs. Ces résultats suggèrent que l’hirudothérapie pourrait exercer un effet modulateur sur les processus de récupération post-exercice ; cependant, des études supplémentaires sont nécessaires pour clarifier son impact sur les voies de stress oxydatif.

Introduction

Les pratiques médicales traditionnelles ont été utilisées dans un large éventail de contextes cliniques pour la prise en charge de diverses affections aiguës etchroniques 1,2. Parmi celles-ci, la thérapie médicinale contre les sangsues (hirudothérapie) possède une longue histoire d’utilisation dans différentes cultures et systèmes médicaux. Ces dernières années, cette approche traditionnelle a retrouvé un intérêt scientifique grâce à ses effets thérapeutiques potentiels dans diverses affections cliniques, notamment les maladies inflammatoires, l’arthrose et les troublesvasculaires 1,2,3. Ces effets sont principalement attribués au mélange complexe de molécules bioactives présentes dans la salive des sangsues, qui présentent des propriétés anticoagulantes, anti-inflammatoires et antimicrobiennes 3,4,5. De plus, des études expérimentales sur des modèles animaux ont démontré que l’hirudothérapie peut exercer des effets protecteurs contre les lésions tissulaires via des mécanismes antioxydants, anti-inflammatoires et anti-apoptotiques.

La salive de Hirudo verbana, l’espèce la plus couramment utilisée en thérapie, contient une grande variété de composants bioactifs, dont l’hirudin, le bdellin, l’eglin et le calin, ainsi que des enzymes telles que l’hyaluronidase et divers métabolites de faible poids moléculaire. Ces composants présentent des activités anticoagulantes, anti-inflammatoires, antioxydantes, fibrinolytiques, analgésiques etanticancéreuses 2,7. Ce profil d’activité biologique large suggère que la salive des sangsues (LS) pourrait servir d’outil thérapeutique complémentaire dans les applications biomédicales modernes ; cependant, ses effets systémiques sous des conditions de stress physiologique spécifiques restent incomplètementcompris 3.

Une activité physique intense ou prolongée peut provoquer des dommages microstructurels aux membranes musculaires, entraînant des augmentations significatives des niveaux sériques d’enzymes telles que la créatine kinase (CK), le lactate déshydrogénase (LDH) et l’aspartate aminotransférase (AST). L’alanine aminotransférase (ALT) peut également augmenter en réponse à une lésion musculaire, bien que généralement dans une moindre mesure quel’AST 5,8,9. De plus, un exercice à haute intensité ou de longue durée déclenche des élévations du cortisol, une hormone clé du stress, avec des réponses variant selon l’intensité, la durée et l’état physiologique individuelde l’exercice 10,11. Des augmentations de la glycémie post-exercice peuvent également survenir, principalement dues à la gluconéogenèse médiée par le cortisol, qui représente une caractéristique de la réponse métabolique austress 12. Collectivement, ces résultats montrent que les marqueurs biochimiques de lésions musculaires et les indicateurs de stress métabolique tendent à augmenter après un exercice intense5.

Diverses stratégies, notamment le massage, l’immersion dans l’eau froide et les compléments nutritionnels riches en antioxydants (par exemple, polyphénols, extrait de cerise acidulée et curcumine), ont été étudiées quant à leur potentiel à soutenir la récupération post-exercice. Les revues systématiques suggèrent que ces interventions peuvent influencer le stress oxydatif et les paramètres de lésions musculaires ; Cependant, leur efficacité varie considérablement d’un individu à l’autre et peut ne pas garantir systématiquement une protection biochimiquesuffisante 13,14,15. En conséquence, l’intérêt grandit pour l’exploration d’approches alternatives ou complémentaires pouvant apporter des bénéfices supplémentaires dans des conditions de stress physiologique induit par l’exercice. Dans ce contexte, les composés bioactifs présents dans la salive des sangsues ont été rapportés modulant le stress oxydatif et les réponsesinflammatoires 7. De plus, des observations cliniques suggèrent que l’hirudothérapie peut réduire la douleur et l’inflammation, en particulier dans les affections musculosquelettiques etvasculaires 1.

Plusieurs composés identifiés dans le LS, dont les flavonoïdes, les molécules phénoliques et d’autres constituants bioactifs, contribuent à l’atténuation des réponses inflammatoires grâce à la modulation des voies de stress oxydatif. Ces propriétés antioxydantes peuvent agir en synergie avec d’autres composants salivaires, augmentant le potentiel anti-inflammatoire global de l’hirudothérapie 7,16. De plus, il a été démontré que des inhibiteurs de protéases tels que bdellin et eglin réduisent l’activité des enzymes dérivées des neutrophiles, limitant ainsi les lésionstissulaires 4. De plus, divers peptides et molécules dérivées des lipides identifiés dans les tissus de sangsue ont été rapportés comme ayant des effets inhibiteurs sur les voies de signalisationinflammatoire 17.

Malgré ces résultats, le rôle potentiel de l’hirudothérapie dans le stress physiologique induit par l’exercice reste insuffisamment exploré, en particulier dans les modèles expérimentaux contrôlés 1,2,4. Bien que des études antérieures aient démontré ses effets anti-inflammatoires, anticoagulants et microcirculatoires, et que l’exercice soit bien connu pour induire des lésions musculaires et des réponses de stressoxydatif, les études intégrant des résultats biochimiques, hormonaux et histopathologiques dans un seul cadre expérimental sont limitées.

Ainsi, la présente étude a été conçue pour fournir une évaluation expérimentale complète de l’hirudothérapie dans un modèle contrôlé du stress physiologique induit par l’exercice, en intégrant des résultats biochimiques, hormonaux et histopathologiques. Cette approche multidimensionnelle vise à contribuer à la compréhension des effets modulateurs potentiels de l’hirudothérapie et à fournir un cadre reproductible pour évaluer les interventions biothérapeutiques complémentaires.

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Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont été menées conformément aux directivesARRIVE 19. Le protocole d’étude a été examiné et approuvé par le Comité local d’éthique pour les expériences animales de l’Université Kırşehir Ahi Evran (Approbation n° : 06/03/2025-05-1, Turquie). Toutes les procédures respectaient les directives institutionnelles pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Sélection et hébergement des animaux

Trente-deux rats albinos Wistar mâles (RRID : RGD_2308852 ; 8–12 semaines, 200–250 g) ont été utilisés. Les animaux étaient hébergés individuellement dans des cages en polycarbonate (40 cm × 25 cm × 20 cm) avec une litière à rasage en bois. Les conditions environnementales ont été maintenues à 22–24 °C avec un cycle de 12 heures de lumière et 12 heures d’obscurité. Nourriture et eau étaient fournies à la volonté.

Une période d’acclimatation d’une semaine a été réalisée avant l’expérimentation. Durant cette période, les animaux étaient surveillés quotidiennement pour leur apport alimentaire, leur état d’hydratation, leur comportement de toilettage et leur activité locomotrice. Seuls les animaux présentant un comportement physiologique normal ont été inclus dans l’étude.

2. Groupes expérimentaux et randomisation

Les animaux ont été assignés au hasard à quatre groupes expérimentaux (n = 8 par groupe) à l’aide d’une séquence de randomisation générée par ordinateur. La dissimulation de l’allocation a été assurée en attribuant aux animaux des identifiants numériques avant l’attribution des groupes. Les groupes expérimentaux étaient composés du groupe témoin (C), qui n’a reçu aucune intervention ; le groupe d’exercice (E), qui ne faisait que l’exercice sur tapis roulant ; le groupe d’hirudothérapie (H), qui recevait uniquement l’hirudothérapie trois fois par semaine ; et le groupe combiné hirudothérapie et exercice (HE), qui a subi les deux interventions selon le protocole de l’étude. Toutes les interventions ont été menées sur une période de 2 semaines. Pour minimiser la variabilité circadienne, toutes les interventions ont été réalisées entre 09h00 et 11h00.

3. Protocole d’exercice chronique

L’exercice se faisait à l’aide d’un tapis roulant motorisé à rongeurs équipé d’une grille de stimulation électrique réglable. Les animaux étaient placés dans des couloirs individuels du tapis roulant (Figure 1). Une phase d’adaptation de 2 jours a été réalisée à une vitesse de 15 m/min pendant 15 minutes par jour. Après la période d’adaptation, l’intensité de l’exercice a été portée à 20 m/min, et les animaux ont été soumis à des séances de course quotidiennes de 45 minutes par jour pendant 2 semaines. Un stimulus électrique léger (1,0 mA) était appliqué via la grille lorsque nécessaire pour maintenir un fonctionnement continu.

  1. Critères d’épuisement
    L’épuisement était défini comme l’incapacité à quitter la grille de choc pendant trois stimulations consécutives (~5 s chacune). Les animaux atteignant ce seuil étaient immédiatement retirés. Ce protocole a été adapté à partir de modèles d’exercices sur tapis roulant pour rongeurs déjà établis, avec des critères d’adaptation, de progression d’intensité et d’épuisementdéfinis 20.
  2. Application de l’hirudothérapie
    Des sangsues médicinales (Hirudo verbana, ~2 g) ont été obtenues auprès d’une source certifiée institutionnelle. Avant l’application, la région dorsale de chaque animal était rasée avec une tondeuse électrique, et la peau était doucement nettoyée avec une solution saline stérile, sans antiseptiques, afin d’éviter l’attache des sangsues. Les animaux étaient ensuite placés dans un tube de retenue acrylique transparent pour limiter les mouvements tout en minimisant le stress. Une seule sangsue a été placée sur la ligne médiane dorsale, et l’attachement réussi a été confirmé visuellement par fixation orale par ventouse. L’alimentation a été autorisée pendant 10 minutes (Figure 2). Après la période d’application, les sangsues ont été détachées en exposant la zone d’attache à 70 % de vapeur d’éthanol à l’aide d’un applicateur en coton tenu à environ 1–2 cm du site. Après le décollement, le saignement local a été contrôlé avec une gaze stérile à une pression douce pendant environ 1 à 2 minutes, sans suture appliquée. Les candidatures ont été effectuées trois fois par semaine pendant 2 semaines. Cette procédure a été réalisée sur la base de protocoles expérimentaux et cliniques d’hirudothérapie décrits précédemment avec des paramètres d’applicationstandardisés 21.

4. Euthanasie et collecte de sang

À la fin de l’expérience (24 h après la dernière intervention)6, les animaux ont été anesthésés intrapéritonéalement avec de la kétamine (75 mg/kg) et de la xylazine (10 mg/kg). Une profondeur d’anesthésie adéquate a été confirmée par l’absence de retrait pédalier et de réflexes cornéens. La prélèvement sanguin intracardiaque a ensuite été réalisé à l’aide d’une seringue stérile de 5 mL via une ponction du ventricule gauche. L’euthanasie s’est achevée par une exsanguination suivie d’une thoracotomie. Par la suite, le muscle gastrocnémien médial et les tissus hépatiques ont été prélevés pour des analyses complémentaires. Les échantillons de sang étaient traités dans la 1 heure suivant la collecte en les transférant dans des tubes activateurs de caillots et centrifugés à 1 000 × g pendant 15 minutes à 4 °C. Le sérum séparé était ensuite aliquoté en portions de 200 μL et stocké à −80 °C jusqu’à analyse.

5. Analyse biochimique et ELISA

Les paramètres biochimiques, incluant ALT, AST, LDH, CK, glucose, électrolytes et cortisol, ont été analysés à l’aide d’un analyseur biochimique automatisé selon des procédures de laboratoire standardisées. Tous les tests ELISA pour CAT, SOD, MDA et GPX ont été réalisés conformément aux instructions du fabricant dans des conditions standardisées. Les échantillons sérumiques étaient dilués à 1:5 avec un tampon d’échantillon lorsque le protocole du kit l’exigeait. Par la suite, 50 μL d’étalons et 50 μL d’échantillons séromiques ont été ajoutés aux puits désignés et incubés à 37 °C pendant 60 minutes. Après l’incubation, les plaques ont été lavées cinq fois à l’aide du tampon de lavage fourni pour éliminer les composants non liés. L’anticorps de détection (50 μL) a ensuite été ajouté à chaque puits et incubé à 37 °C pendant 30 minutes. Ensuite, la solution de substrat a été ajoutée, et le mélange réactionnel a été incubé pendant 10 à 15 minutes dans des conditions sombres pour permettre le développement des couleurs. La réaction était terminée par l’ajout de 50 μL de solution d’arrêt, et la densité optique mesurée à 450 nm à l’aide d’un lecteur de microplaques. Tous les échantillons ont été analysés en double afin d’assurer la fiabilité analytique et la reproductibilité.

6. Analyse histopathologique

Pour l’évaluation histopathologique, les échantillons de tissu ont été traités selon des procédures histopathologiques standard22. Les tissus ont d’abord été fixés dans du formol neutre tamponné à 10 % pendant 72 heures, puis une déshydratation via une série d’éthanol graduée composée de 50 %, 70 %, 80 %, 96 % et 100 % d’éthanol, avec une incubation d’une heure à chaque concentration. Après déshydratation, les tissus ont été purifiés dans le xylène pendant deux périodes consécutives de 30 minutes, puis intégrés dans des blocs de paraffine. Des coupes d’une épaisseur de 5 μm ont été obtenues à l’aide d’un microtome rotatif et colorées avec de l’hématoxyline et de l’éosine (H&E) ainsi que le Trichrome de Masson pour examen histologique. Enfin, les lames colorées ont été examinées à l’aide d’un microscope optique équipé d’un système d’imagerie numérique.

7. Analyse statistique

L’analyse des données a été réalisée à l’aide de logiciels statistiques. La répartition des données a été évaluée à l’aide du test de Kolmogorov–Smirnov. Pour les données normalement distribuées, une ANOVA unidirectionnelle suivie du test post hoc de Tukey a été appliquée. Pour les données anormalement distribuées, le test de Kruskal–Wallis suivi du test Mann–Whitney U a été utilisé. Une valeur p < 0,05 était considérée comme statistiquement significative.

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Résultats

Paramètres de lésions musculaires et de fatigue

Les marqueurs sériciens de lésions musculaires ont révélé que les niveaux de créatine kinase (CK) différaient significativement entre les groupes (p < 0,05). Bien que les valeurs de LDH, AST et ALT aient montré des tendances haussières dans le groupe exercice (E), ces changements n’étaient pas statistiquement significatifs (p > 0,05). Les concentrations de CK étaient les plus él...

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Discussion

Cette étude a démontré que l’hirudothérapie était associée à des changements mesurables de certains paramètres liés au stress physiologique induit par l’exercice. Les élévations de CK, LDH, AST et ALT observées dans le groupe d’exercice reflètent une perturbation sarcolemmale et une fuite enzymatique, conformément aux rapports précédents décrivant ces marqueurs comme indicateurs d’une tensionmusculaire 23,24,25.

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Remerciements

Nous remercions le personnel du Laboratoire de Recherche Expérimentale de l’Université Kırşehir Ahi Evran pour son soutien dans la prise en charge des animaux et la collecte d’échantillons. Nous saluons également l’aide technique précieuse fournie par les laboratoires d’histologie et de biochimie lors du traitement des tissus et des analyses biochimiques. Cette étude a été soutenue par l’Unité de coordination des projets de recherche scientifique de l’Université Kırşehir Ahi Evran (BAP) dans le cadre du projet n° : TIP. A2.25.004.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
-80°F C Congélateur (Modèle DF590)Nü ; veDF590Stockage des échantillons à &minus ; 80 degrés C
Tube de retenue en acryliqueN/AN/AConteneur acrylique transparent (6 cm de diamètre, 20 cm de longueur) utilisé pour l’immobilisation lors de l’hirudothérapie
Analyseur biochimique automatisé (Alinity)AbbottN/AUtilisation pour l’analyse biochimique des paramètres sériques
Processeur automatique de tissusLeica BiosystemsN/ADéshydratation tissulaire et infiltration de paraffine
Centrifugeuse (Modèle FC5706)OHAUS CorporationFC5706Vitesse maximale : 6000 tr/min (&asymp : 4 000 et g, selon le rayon du rotor)
Appareil photo microscope numérique (Axiocam 208 couleur)Carl ZeissAxiocam 208 couleurAcquisition d’images pour l’histopathologie
Éosine Y (jaunâtre)Merck / Sigma-Aldrich1.15935.0025H& Coloration E (composante éosine)
Éthanol absolu (99,5 %)Tekkim KimyaTK.200655.05001Utilisé pour les séries de déshydratation à l’éthanol
Solution de formaldéhyde (~37 %)Merck / Sigma-Aldrich1.04002.2500Utilisé pour la fixation tissulaire
Solution d’hématoxyline de HarrisBESTLABBS-002H& Coloration E (composante hématoxyline)
Chlorhydrate de kétamineQualité pharmaceutique (source commerciale non spécifiée)N/AUtilisé pour l’anesthésie intrapéritonéale (75 mg/kg)
Microscope optique (Primo Star)Carl ZeissPrimo StarImagerie histopathologique
Masson' s Kit de coloration trichromeGBLREF 5022Utilisé pour la coloration des tissus conjonctifs
Tapis roulant motorisé pour rongeursColumbus InstrumentsExer-3/6Utilisé pour des exercices standardisés sur tapis roulant avec vitesse contrôlée et stimulation électrique
Rat Catalase (CAT) ELISA KitBT LABE0869RaPlaque à 96 puits ; Mesure de l’activité du TAC sérique
Kit ELISA à la peroxydase de glutathion rat (GPX1)Reed BiotechRE2557RPlaque à 96 puits ; Mesure de l’activité du TAC sérique
Kit ELISA Malondiadéhyde de Rat (MDA)BT LABE0156RaPlaque à 96 puits ; Mesure de l’activité du TAC sérique
Kit ELISA de dismutase superoxyde de rat (SOD)BT LABE0168RaPlaque à 96 puits ; Mesure de l’activité du TAC sérique
Microtome rotatif (Autocut)Leica BiosystemsRM AutocutCoupe 5 & mu ; M sections à paraffine
Chauffe-coulisseLeica BiosystemsHI1210Lames d’histologie de séchage
Chlorhydrate de xylazineQualité pharmaceutique (source commerciale non spécifiée)N/AUtilisé pour l’anesthésie intrapéritonéale (10 mg/kg)
Xylène (mélange d’isomères)Tekkim KimyaTK.090270.05003Dégagement des tissus avant l’incrustation de la paraffine

Références

  1. Hosseini, M., Jadidi, A., Derakhshan Barjoei, M. M., Salehi, M. Applications of leech therapy in medicine: A systematic review. Front Med. 11, 1-7 (2024).
  2. Shakouri, A., Wollina, U. Time to change theory: medical leech from a molecular medicine perspective; leech salivary proteins playing a potential role in medicine. Adv Pharm Bull. 11 (2), 261-270 (2021).
  3. Alaama, M., et al. Development of leech extract as a therapeutic agent: A chronological review. Pharmacol Res - Mod Chin Med. 10, 100355(2024).
  4. Sig, A. K., Guney, M., Uskudar Guclu, A., Ozmen, E. Medicinal leech therapy–an overall perspective. Integr Med Res. 6 (4), 337-343 (2017).
  5. Brancaccio, P., Lippi, G., Maffulli, N. Biochemical markers of muscular damage. Clin Chem Lab Med. 48 (6), 757-767 (2010).
  6. Davoodi, F., et al. Leech therapy (Hirudo medicinalis) attenuates testicular damages induced by testicular ischemia/reperfusion in an animal model. BMC Vet Res. 17 (1), 1-15 (2021).
  7. Bilden, A., et al. Investigating the therapeutic potential of crude leech saliva based on its anticancer, antioxidant, and anti-inflammatory effects. Curr Issues Mol Biol. 47 (5), 328(2025).
  8. Ozkan, I., Ibrahim, C. H. Dehydration, skeletal muscle damage and inflammation before the competitions among the elite wrestlers. J Phys Ther Sci. 28 (1), 162-168 (2016).
  9. Röcker, L., Kiesewetter, H. Effect of physical exercise on laboratory test results. Clinical Laboratory Diagnostics. Thomas, L. , Frankfurt. Available from: https://clinical-laboratory-diagnostics.com/k51.html 51(2020).
  10. Torres, R., Koutakis, P., Forsse, J. The effects of different exercise intensities and modalities on cortisol production in healthy individuals: A review. J Exerc Nutr. 4 (4), 19(2021).
  11. Soslu, R., et al. Effects of high-intensity interval training program on pituitary function in basketball players: A randomized controlled trial. Front Physiol. 14, 1-10 (2023).
  12. Gordon, B. A., Taylor, C. J., Church, J. E., Cousins, S. D. A comparison of the gluco-regulatory responses to high-intensity interval exercise and resistance exercise. Int J Environ Res Public Health. 18 (1), 1-11 (2021).
  13. Zhang, X., Zhong, Y., Rajabi, S. Polyphenols and post-exercise muscle damage: A comprehensive review of the literature. Eur J Med Res. 30 (1), 260(2025).
  14. Martin, J. An evidence-based approach for optimising sports recovery practices following DOMS-inducing exercise: A systematic review and meta-analysis. , (2023).
  15. Wang, H., Wang, L., Pan, Y. Impact of different doses of cold water immersion (duration and temperature variations) on recovery from acute exercise-induced muscle damage: A network meta-analysis. Front Physiol. 16, 1-15 (2025).
  16. Cuevas-Cianca, S. I., Romero-Castillo, C., Gálvez-Romero, J. L., Juárez, Z. N., Hernández, L. R. Antioxidant and anti-inflammatory compounds from edible plants with anti-cancer activity and their potential use as drugs. Molecules. 28 (3), 1488(2023).
  17. Meriaux, C., et al. Multiple changes in peptide and lipid expression associated with regeneration in the nervous system of the medicinal leech. PLoS One. 6 (4), e18359(2011).
  18. Nédélec, M., et al. Recovery in soccer: Part 1. Sports Med. 42 (12), 997-1015 (2012).
  19. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 8 (6), 6-10 (2010).
  20. Liu, Y., et al. Treadmill exercise alleviates neuroinflammation, demyelination, and apoptosis induced by hyperactivation of microglia in the hippocampus of senescent mice by regulating the SIRT1/PPARγ pathway. Neurochem Res. 50 (6), 330(2025).
  21. Bilden, A., et al. Effects of hirudotherapy on liver functions, lipid profile, and insulin sensitivity in rats with metabolic syndrome. BMC Complement Med Ther. 26 (1), 34(2026).
  22. Henderson, M. X. Hematoxylin and eosin stain for paraffin-embedded tissue sections. , (2023).
  23. Tiller, N. B., Wills, W. S. Exercise-induced increases in “liver function tests” in a healthy adult male: Is there a knowledge gap in primary care? J Fam Med Prim Care. 6 (2), 169-170 (2017).
  24. Chen, R., Ma, X., Ma, X., Cui, C. The effects of hydrotherapy and cryotherapy on recovery from acute post-exercise induced muscle damage: A network meta-analysis. BMC Musculoskelet Disord. 25 (1), 749(2024).
  25. Xiao, F., Kabachkova, A. V., Jiao, L., Zhao, H., Kapilevich, L. V. Effects of cold water immersion after exercise on fatigue recovery and exercise performance: Meta-analysis. Front Physiol. 14, 1-15 (2023).
  26. Gholami, M. The effect of massage on the exhausted aerobic exercise-induced muscle damage indicators in healthy young men. J Heal Reports Technol. 9 (4), e137253(2023).
  27. Bayram, S. Ş, Kızıltan, G. The role of omega-3 polyunsaturated fatty acids in diabetes mellitus management: A narrative review. Curr Nutr Rep. 13 (3), 527-551 (2024).
  28. Ni, C., et al. Effect of exercise and antioxidant supplementation on cellular lipid peroxidation in elderly individuals: Systematic review and network meta-analysis. Front Physiol. 14, 1113270(2023).
  29. Lamichhane, G., et al. Twelve-week curcumin supplementation improves glucose homeostasis and gut health in prediabetic older adults: A pilot, double-blind, placebo-controlled trial. Nutrients. 17 (13), 1-15 (2025).
  30. Zinkow, A., Grodzicki, W. Molecular mechanisms linking omega-3 fatty acids and the gut–brain axis. Molecules. 30, 71(2025).
  31. Ihsan, M., Abbiss, C. R., Allan, R. Adaptations to post-exercise cold water immersion: Friend, foe, or futile? Front Sports Act Living. 3, 2013-2020 (2021).
  32. Jackson, M. J. Exercise-induced adaptations to homeostasis of reactive oxygen species in skeletal muscle. Free Radic Biol Med. 225, 494-500 (2024).
  33. Powers, S. K., Jackson, M. J. Exercise-induced oxidative stress: Cellular mechanisms and impact on muscle force production. Physiol Rev. 88 (4), 1243-1276 (2008).
  34. Mason, S. A., Trewin, A. J., Parker, L., Wadley, G. D. Antioxidant supplements and endurance exercise: Current evidence and mechanistic insights. Redox Biol. 35, 101471(2020).
  35. Reed, E. L., et al. Cardiovascular and mood responses to an acute bout of cold water immersion. J Therm Biol. 118, 103727(2023).
  36. Ahmed, V., Marinova, D. Study of the effect of massage therapy on serum cortisol concentration in a patient with chronic stress. Eurasia Proc Heal Environ Life Sci. 16, 35-41 (2024).
  37. Wang, L., Meng, Q., Su, C. H. From food supplements to functional foods: Emerging perspectives on post-exercise recovery nutrition. Nutrients. 16 (23), 1-29 (2024).
  38. Hatakeyama, N., et al. Mechanical stimulation of the lower extremities with a textile-based pneumatic massager increases parasympathetic activity and lowers blood glucose levels. J Soc Fiber Sci Technol. 80 (2), 23-32 (2024).
  39. Hackney, A. C., Walz, E. A. Hormonal adaptation and the stress of exercise training: The role of glucocorticoids. Trends Sport Sci. 176 (5), 139-148 (2018).
  40. Hill, E. E., et al. Exercise and circulating cortisol levels: The intensity threshold effect. J Endocrinol Invest. 31 (7), 587-591 (2008).
  41. Kuo, T., Harris, C. A., Wang, J. C. Metabolic functions of glucocorticoid receptor in skeletal muscle. Mol Cell Endocrinol. 380 (1-2), 79-88 (2013).
  42. McKenna, M. J., et al. A century of exercise physiology: Effects of muscle contraction and exercise on skeletal muscle Na+,K+-ATPase, Na+ and K+ ions, and on plasma K+ concentration—historical developments. Eur J Appl Physiol. 124, 681-751 (2024).
  43. Baker, L. B., et al. Mild dehydration does not alter acute changes in sweat electrolyte concentrations during exercise. Physiol Rep. 12, 1-11 (2024).

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