Article de méthode

Étude des mécanismes à l’échelle du réseau de la stimulation cérébrale pallidale profonde à l’aide de réseaux de microélectrodes à haute densité

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DOI :

10.3791/70507

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16 juin 2026

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1Oscar Langendorff Institute of Physiology, University Medical Center Rostock, 2Institute of General Electrical Engineering, University of Rostock, 3Institute for Pharmacology, Pharmacy and Toxicology, University of Leipzig, 4Institute of Applied Microelectronics and Computer Engineering, University of Rostock

Dans cet article

Résumé

Ici, nous décrivons un protocole pour les enregistrements ex vivo de réseaux de microélectrodes à haute densité à partir de tranches cérébelleuses cérébelleuses aiguës d’un modèle dystonique de hamster reçu in vivo. Stimulation cérébrale pallidale profonde continue pendant 11 jours.

Résumé

La dystonie est un trouble neurologique du mouvement caractérisé par un contrôle anormal des muscles affectant des mouvements volontaires et des postures soutenues. Bien que la dystonie soit associée à un dysfonctionnement des ganglions de la base, de plus en plus de preuves suggèrent que le cervelet est impliqué dans sa physiopathologie. Ce protocole présente une stimulation cérébrale pallidale profonde in vivo (DBS) dans un modèle dystonique de hamster (hamster dtsz ) combinée à des enregistrements ex vivo de réseau de microélectrodes à haute densité (HD-MEA) pour étudier l’activité cérébelleuse. Le protocole comprend (1) la chirurgie DBS pour l’implantation d’électrodes et de stimulateurs, (2) la préparation aiguë de la tranche cérébelleuse, (3) des enregistrements électrophysiologiques à haute résolution, et (4) l’analyse des données. Les résultats représentatifs indiquent que 11 jours de DBS pallidale ont rétabli l’activité des pics à des niveaux normaux dans les couches moléculaire, de Purkinje et granulaire, ce qui correspond à une implication du réseau cérébelleux dans la dystonie. Ce protocole permet une analyse détaillée de l’activité cérébelleuse et de sa modulation par DBS, offrant une plateforme pour étudier les mécanismes au niveau du réseau sous-jacents aux thérapies de neuromodulation.

Introduction

La dystonie est le troisième trouble du mouvement le pluscourant 1, caractérisé par des signes et symptômes cliniquesdistincts 2,3, bien qu’elle puisse parfois être confondue avec d’autres troubles moteurs 4,5,6. Les caractéristiques cliniques les plus marquantes incluent des contractions musculaires involontaires, des mouvements répétitifs et une posture anormale et/outordue 7. Ces caractéristiques peuvent être accompagnées de symptômes tels que douleur, altérations motrices et fatigue, qui peuvent s’aggraver lors de périodes de stress, d’anxiété ou d’épuisement physique 8,9,10,11. La physiopathologie de la dystonie reste encoreincomprise 12,13. Bien que les études se soient traditionnellement concentrées sur les ganglions de la base, de plus en plus de preuves soutiennent un concept de réseau du trouble, impliquant plusieurs régions cérébrales, y compris lecervelet 14, 15, 16 et 17. Ce protocole vise à étudier l’activité du réseau extracellulaire à travers différentes couches du cortex cérébelleux afin d’élucider leur rôle dans la physiopathologie de la dystonie et de comprendre les mécanismes à l’échelle du réseau de la stimulation cérébrale profonde (DBS).

La stimulation cérébrale profonde (DBS) ciblant le globus pallidus internus (GPi) ou le noyau sous-thalamique (STN) est souvent utilisée pour traiter certaines formes dedystonie 18,19, en particulier celles résistantes aux médicaments. De plus, le résultat du traitement est hétérogène et imprévisible, car les patients présentant des manifestations cliniques similaires peuvent répondre différemment à la même approchethérapeutique 20. Une compréhension plus complète du réseau neuronal sous-jacent à la dystonie pourrait améliorer les résultats du traitement21. Par conséquent, des approches à grande échelle et expérimentales sont nécessaires, qui ne peuvent être réalisées que par des études précliniques sur des modèles animaux. La combinaison d’expériences DBS in vivo avec des enregistrements ex vivo à réseau de microélectrodes à haute densité (HD-MEA) permet une surveillance haute résolution de l’activité du réseau neuronal (presque) physiologique afin de mieux comprendre la physiopathologie de la dystonie et les mécanismes de la DBS.

Les ganglions de la base et le cervelet influencent chacun le contrôle moteur, au moins en partie, par leurs connexions avec le cortex moteur primaire (M1)22. Une étude anatomique comprenant une lésion striatale et une ablation chirurgicale du cervelet soutient cetteidée 23. Dans notre étude, nous utilisons le modèle animal du hamster dystonique dtsz 24,25, qui présente des anomalies cérébelleuses associées à la dystonie 26. À l’aide de réseaux de microélectrodes à haute densité (HD-MEAs), nous avons étudié l’activité du réseau cortical-cérébelleux chez les hamsters dystoniques et sains. Cependant, les approches électrophysiologiques conventionnelles manquent de résolution spatiale pour capturer la dynamique des réseaux spécifiques à chaque couche, tandis que cette méthode répond à cette limitation. D’autre part, nous avons étudié l’effet de la stimulation cérébrale profonde dans le globus pallidus internus sur les réseaux corticaux cérébelleux.

Le système HD-MEA offre l’avantage d’enregistrements électrophysiologiques détaillés en parallèle, permettant une analyse à travers les couches du cortex cérébelleux (granulaire, couche de Purkinje et moléculaire), chaque couche jouant un rôle essentiel dans le traitement des séquences demouvement 27. La couche granulaire, densément remplie de cellules granulaires, reçoit et transmet les informations sensorielles et motrices des fibres mousseuses, permettant l’intégration initiale du signal avant un traitementultérieur 27. La couche de Purkinje, qui contient les cellules de Purkinje, transmet des signaux inhibiteurs aux noyaux cérébelleux profonds, où les couches granulaire et moléculaire modulent le signal sortant. La couche moléculaire, riche en dendrites et interneurones, soutient une modulation complexe par des interactions synaptiques avec les cellules de Purkinje, affinant la sortiemotrice 28. HD-MEA, contrairement à d’autres techniques d’enregistrement, n’est pas limité par la résolution spatiale ou la surface d’échantillonnage, permettant de capturer les contributions uniques de chaque couche dans la dynamique neuronale altérée observée dans ladystonie 15. Cette approche offre une résolution spatiale supérieure et des capacités d’enregistrement parallèles plus élevées que les méthodes d’enregistrement à électrode unique ou à faible densité. Il existe des systèmes HD-MEA basés sur la technologie complémentaire de semi-conducteur à oxyde métallique (CMOS)29,30, combinée au concept de capteur de pixel actif (APS), qui fournissent une imagerie fonctionnelle permettant de visualiser l’activité électrique de grandes populations de neurones sur lelong du temps 31,32. Grâce à cette technique, la dynamique de chaque couche du cortex cérébelleux peut être surveillée, et des processus spécifiques de transmission synaptique peuvent être étudiés en lavant avec diverses substances. Cette méthode est particulièrement adaptée aux études sur l’activité complexe des réseaux neuronaux et les altérations spécifiques à couches dans les modèles de maladies neurologiques.

Ce travail aborde des défis techniques concernant l’encapsulation du système de stimulation ainsi que la préparation des tissus, l’acquisition de données et l’analyse d’un vaste ensemble de données électrophysiologiques. Avec ce travail, nous présentons une option pour l’investigation in vitro du traitement neuronal très complexe qui, dans notre cas, contribue d’une part à une compréhension plus différenciée de la dynamique physiopathologique dans les réseaux neuronaux dystoniques et, d’autre part, fournit des connaissances sur le mécanisme thérapeutique d’action de la DBS.

Protocole

Utilisez des hamsters dystoniquesDT SZ et contrôlez les hamsters dorés syriens pour l’expérience26. Au total, quatre groupes expérimentaux ont été examinés dans la présente étude : (1) hamsters témoins non dystoniques (type sauvage, WT), (2) hamsters dtsz indigènes non traités, (3) dt sz-Sham (implantée, mais sans stimulation active), et (4) dtsz-DBS (avec DBS continue in vivo pendant 11 jours avant la préparation de la tranche). Toutes les expériences animales ont été menées conformément à la directive européenne 2010/63/UE et aux lois fédérales sur la protection des animaux, sous licence 7221.3-1-029/20.

1. Animaux

  1. Hébergez les animaux dans des conditions standard de GV Solas33 avec un cycle de lumière de 14 h / 10 h d’obscurité, avec un accès libre à l’eau et à la nourriture (hamster au régime standard, Altromin).
  2. Dépistage des hamsters mutants DTSZ pour des symptômes dystoniques en utilisant la technique de la triplestimulation 26, à 20 ± 1 et 27 ans ± 4 jours
    REMARQUE : Cette procédure standardisée de stress léger consiste à retirer le hamster de sa cage d’origine et à le transférer dans une nouvelle cage vide, suivie d’une injection intrapéritonéale ou sous-cutanée de solution saline et d’une privation de sommeil à court terme. Cette séquence de stimuli légers provoquant l’anxiété induit de manière fiable des crises dytoniques avec latence reproductible et est donc utilisée pour le dépistage phénotypique avant inclusion dans des groupes expérimentaux. Les hamsters témoins non dystoniques subissent la même procédure afin d’assurer des conditions expérimentales comparables entre les groupes.
  3. Pour l’analgésie, traiter les animaux des groupes dtsz-Sham et dt sz-DBS avec 100 mg·kg-1 métamizole peroral (p.o.). Implantez les deux groupes selon la procédure chirurgicale décrite ci-dessous.

2. Encapsulation du système de stimulation STELLA

  1. Les systèmes de stimulation STELLA sont encapsulés selon une approche biocompatible afin de protéger les dispositifs contre la pénétration de liquide lors d’implantations chroniques. L’électronique est logée dans une capsule PETG imprimée en 3D sur mesure.
    1. Scellez entre le couvercle et la capsule avec du silicone.
    2. De plus, scellez le boîtier avec du silicone à la sortie du câble.
    3. Si des espaces dans le silicone sont visibles après séchage, répétez les étapes 1 et 2.
    4. Après une solidification complète du silicone, préparez la résine époxy à un rapport de mélange de 100:35 (poids).
    5. Retirez les bulles d’air de la résine sous vide (Vevor RS-1.5).
    6. Avant l’assemblage du moule, appliquez une fine couche de vaseline sur la surface d’assemblage du moule en silicone personnalisé pour améliorer l’étanchéité et faciliter le démoulage après le durcissement à l’époxy. Placez la capsule du stimulateur dans le moule en silicone et remplissez lentement le moule de résine époxy jusqu’à ce que les jonctions du stimulateur et du câble soient entièrement couvertes. Évitez les bulles d’air lors du remplissage.
    7. Une fois la résine durcie, retirez la capsule du moule et lissez la surface époxy à l’aide d’une lime fine ou d’un outil de polissage pour éliminer les bords tranchants.
    8. Appliquez un dernier revêtement fin en silicone sur la capsule d’époxy durcie en la plongeant dans du silicone liquide. Utilisez une pipette en plastique pour appliquer du silicone supplémentaire autour du câble près de la zone de jonction. L’excès de silicone doit être éliminé avec un bâton avant de durcir afin d’éviter l’épaisseur du revêtement.
    9. Enfin, effectuez un test de fonctionnalité post-encapsulation pour vérifier la bonne sortie de stimulation avant l’implantation ou l’utilisation expérimentale. Placez le système de stimulation STELLA dans la solution de Ringer et activez la fonction magnétique BIST. Confirmez le bon schéma de clignotement des LED (2 × 2), indiquant une stimulation correcte et l’absence de courts-circuits, de circuits ouverts ou de conditions de batteriefaible 34.

3. Intervention chirurgicale pour implanter un système de stimulation

  1. Préparez les instruments chirurgicaux (Figure 1) et le système de stimulation STELLA (plateforme modulaire implantable définie par logiciel) 34.
    1. Stériliser les instruments métalliques de la Figure 1 pendant environ 5 minutes à 200 °C, par exemple avec le FST Sterilizer 250. Notez que les instruments sont chauds lors de leur retrait.
    2. Désinfectez le système de stimulation STELLA avec les deux électrodes DBS contenant 70 % d’éthanol. Placez le système de stimulation séché dans un Falcon (tube conique de 50 mL) rempli de solution de Ringer toute la nuit.
  2. Préparer l’animal (à l’âge de 25 à 32 jours)
    1. Placez la chambre d’anesthésie (auto-construite) dans la cage à hamster. Le hamster va entrer volontairement dans le tube après un court moment (Figure 2A).
    2. Lorsque le hamster est dans le tube, fermez le tube à l’extrémité et connectez le tube à la sortie d’isoflurane volatile pendant 1 à 2 minutes (induction d’anesthésie à 4 % d’isoflurane) (Figure 2B).
    3. Retirez doucement l’animal du cylindre. Placez l’animal sur la voiture à température contrôlée
      surface (environ 38 °C) et équipé d’un masque respiratoire (GM-4 ; maintien de l’anesthésie à 3 % d’isoflurane ; profondeur d’anesthésie avec le réflexe interdigital).
    4. Rasez la zone chirurgicale de la tête avec une tondeuse adaptée (Figure 2C). Nettoyez la zone avec un prélèvement humide et injectez 500 μL de bupivacaïne à 0,25 % par voie sous-cutanée (s.c.) sur le cuir chevelu pour une anesthésie locale supplémentaire du périoste. Attends au moins 5 minutes avant d’ouvrir le cuir chevelu.
    5. Transférez soigneusement l’animal dans le cadre stéréotaxique et fixez-le avec les barres d’oreilles afin que bregma et lambda soient à la même hauteur (réduisez l’isoflurane à 1,5 à 2,5 % pour maintenir l’anesthésie).
    6. Protégez les yeux avec un substitut anti-larme (TVM Ocry-Gel).

4. Implanter le système de stimulation STELLA

  1. Faites une incision cutanée de 2 cm de long au niveau médial du cuir chevelu. Un écarteur (Figure 1, n° 14 et Figure 2D) retire la peau. Préparez le crâne en retirant localement le périoste avec la lame en grattant. Arrêtez les saignements possibles avec des prélèvements.
  2. Appliquez 3 %d’H2O2 avec un applicateur en coton pour l’aspérité.
  3. Prenez le système de stimulation de la solution de Ringer et protégez les électrodes DBS avec du parafilm.
  4. Insérez une paire de ciseaux émoussés à travers l’incision cutanée juste faite sur la tête et formez une poche cutanée de 5 cm sous la peau vers le cou et le flanc.
  5. Insérez le stimulateur, qui a été retiré du Falcon et trempé dans une désinfection dermique.
  6. Appliquez environ 500 μL d’antibiotique (10 mg·g-1 acide fusidique) sur la poche cutanée à l’aide d’un applicateur à pointe de coton.
  7. Perçez deux trous de 7 mm (avec FST#19007-07) dans le crâne pour les électrodes DBS à AP : −0,6 mm et ML : ± 2,2 mm selon le bregma.
  8. Percer deux trous supplémentaires (9 mm ; FST#19007-09) latéralement sur chaque trou d’électrode. Visser quatre vis (DIN 84 A2 M1x2) dans les trous préparés (Figure 2D).
  9. Implantez deux électrodes DBS (SNEX-100) avec DV : 6,0 mm selon la brème. Veuillez noter que le support d’électrode de votre cadre stéréotaxique spécifique détermine de quel côté l’électrode est implantée en premier (la distance entre les électrodes est de 4,4 mm).
  10. Fixez l’électrode avec un collage à la lumière UV (Heliobond) sur les deux vis. Lorsque les deux électrodes sont implantées, une couche finale avec une liaison de durcissement à la lumière UV est appliquée entre elles. Enfin, les électrodes sont cimentées avec un écoulement de Compoglass (Figure 2E).
  11. Activez magnétiquement le stimulateur du groupe DBS après au moins trois jours de récupération pour 11 jours continus de DBS. Dans cette étude, nous avons utilisé des paramètres de stimulation similaires à ceux utilisés en clinique (130 Hz, 50 μA et 60 μs).
  12. Vérifiez le motif lumineux du stimulateur en balayant chaque jour le flanc du hamster avec un aimant (Figure 2F).

5. Préparation des tranches cérébelleuses aiguës

  1. Préparez 1 L de liquide céphalorachidien artificiel (ACSF) et 0,5 L de saccharose pour chaque animal (voir Tableau 1 et Tableau 2 pour plus de détails).
  2. Utilisez une solution de saccharose à environ 4 °C lors de l’extraction et du découpage du cerveau, avec une carbogénation continue. De plus, préparez un saccharose glacé pour maintenir une basse température tissulaire lors d’une dissection rapide.
  3. Préparez le lieu de travail avec des outils de dissection, une solution de saccharose, des boîtes de Petri et un installation de vibratomes (voir Figure 3A).
  4. Le sacrifice des animaux doit avoir lieu dans environ 15 minutes après la sortie de la DBS, et l’extraction du cérébelleux doit commencer immédiatement après. Décapiter l’animal sous anesthésie profonde induite par de l’isoflurane volatil. Placez la tête dans une boîte de Petri plus haute remplie de saccharose glacé.
  5. Disséquez le cerveau en évitant les coupures médiales dans le canal rachidien afin de protéger le tissu cérébelleux des dommages.
  6. Transférez le cerveau dans une nouvelle boîte de Petri remplie de saccharose glacé, avec un papier filtre au fond pour empêcher le cervelet de glisser lors de la coupe.
  7. D’abord, retirez le cervelet par une coupe coronale à travers le pont avec une lame (Figure 3B). Ensuite, retirez les hémisphères cérébelleux par des coupures parasagittales avec une lame (Figure 3C).
  8. Préparez la plaque vibratome avec une goutte de super glue. Retirez soigneusement la vermis cérébelleuse de la boîte de Petri. Tamponnez le plan de la section parasagittale sur un papier filtre pour le faire sécher avant de coller de ce côté (Figure 3D).
  9. Placez la plaque vibratome dans le plateau et remplissez-le de suffisamment de saccharose (moitié granite, moitié solution) pour complètement submerger la vermise. N’oubliez pas de gazer du carbogène (CB).
  10. Coupez des tranches parasagittales cérébelleuses d’une épaisseur de 200 μm à une vitesse constante de 0,08 mm·s-1 (Figure 3E). Conservez les tranches dans de l’ACSF dans un bécher constamment gazé de CB à température ambiante (Figure 3F).
  11. Laissez les tranches récupérer dans de l’ACSF gazeux à température ambiante pendant environ 40 minutes avant de transférer dans le HD-MEA, qui sert de période de réchauffement et de stabilisation avant l’enregistrement. Pendant cette période, maintenez l’ACSF à température ambiante.

6. Préparation du puits uniqueCorePlate TM du système BioCAM DupleX MEA pour l’enregistrement

  1. Allumez le système d’enregistrement BioCAM DupleX avec le logiciel Brainwave 5 (BW5) au moins 30 minutes avant le début des expériences.
  2. Avant de placer la tranche de tissu sur leCorePlate TM Single-Well pour l’enregistrement, évaluez le niveau de bruit de fond en insérant le puits simple dans le système d’enregistrement. Le niveau de bruit optimal pour un enregistrement de haute qualité devrait être de 9 à 20 μV.
  3. Nettoyez les tampons plaqués or avec de l’éthanol à 100 % (Figure 4A-1), la matrice d’électrodes avec 70 % d’éthanol, et une brosse douce (Figure 4A-2). Enfin, rince la matrice d’électrodes avec de l’eau MilliQ.
  4. Connectez le puits simple HD-MEA/CorePlate TM au système d’enregistrement (Figure 4D-1).
  5. Pipette environ 2 mL d’ACSF dans le puits. Veillez à ne pas avoir de bulles d’air sur les électrodes ou au sol (Figure 4D-2).
  6. Commencez l’acquisition en direct et enregistrez pendant au moins 30 secondes avec BW5.

7. Analyser l’amplitude de crête à crête

  1. Pour analyser l’interface de bruit, ouvrez le fichier *.bxr enregistré, qui contient 30 secondes d’enregistrement du bruit intrinsèque (généré par les composants résistifs des électrodes et des circuits amplificateurs).
  2. Sélectionnez « Activity Map » et, sous « Metric », choisissez Amplitude de pic à pic. L’échelle est réglée à 500 μV, permettant de visualiser la variabilité du signal à travers la matrice d’électrodes (Figure 5A).
  3. Dans la fenêtre « Carte d’activité », positionnez le pointeur de la souris au-dessus de l’électrode enregistrée pour afficher la valeur d’amplitude « Moyenne de puits ».
  4. Sinon, vous pouvez déterminer la valeur moyenne d’amplitude en créant un fichier Excel (*.xlsx) sous « Export de graphe ». Ensuite, ouvrez ce fichier Excel et calculez la valeur moyenne d’amplitude [=Moyen(Nombre1 ; Numéro 2 ;...)].

8. Analyser le bruit de base (écart-type du signal)

  1. Analysez le bruit de base en cliquant sur « Lecture » pour générer le fichier *.brw. Ensuite, sélectionnez « Activity Map » et sous « Metric », sélectionnez « Écart-type ». L’échelle est automatiquement réglée à 30 μV, permettant de visualiser la variabilité du signal à travers la matrice d’électrodes (Figure 5B).
  2. Dans la fenêtre « Carte d’activité », placez le pointeur de la souris sur l’électrode enregistrée pour afficher l’écart-type « Moyenne de la large longueur ».
  3. Sinon, vous pouvez déterminer l’écart-type moyen en utilisant « Export graphique » et créer le fichier Excel *.xlsx. Ensuite, ouvrez le fichier Excel et calculez l’écart-type moyen [=Moyenne(Nombre1 ; Numéro 2 ;...)].

9. Pour évaluer la qualité du signal :

  1. Calculer le rapport signal/bruit (SNR)
    figure-protocol-1
    SNR ≥ 5 : Bonne qualité
    SNR entre 2 et 5 : Qualité modérée
    SNR < 2 : Mauvaise qualité

10. Positionnement par tranche dans un puits unique CorePlate pour l’acquisition de données

  1. À l’aide d’une pipette Pasteur, positionnez la tranche au niveau de la matrice d’électrodes de façon à ce que la région d’intérêt soit couverte par des électrodes d’enregistrement (Figure 4 B-1). Retirez la solution du puits (Figure 4 B-2). Prenez une photo avec un microscope vertical.
  2. Fixez le tissu avec l’ancre de la tranche (Figure 4C).
  3. À l’aide d’une pipette Pasteur de 3 mL, ajoutez une goutte d’ACSF à la tranche.
  4. Retirez le liquide à l’aide d’une pipette Pasteur avec un volume plus faible. Retirez le reste du liquide avec une feuille de papier torsadé (répétez 7 à 10 fois) (Figure 4C-2).
  5. Pour la perfusion pendant les enregistrements, utilisez l’ACSF à température ambiante et réglez la fréquence à 2 mL·min-1. La position d’entrée se situe au-dessus de la tranche de tissu, et l’écoulement se situe à la paroi du puits (Figure 4D).
  6. Un massage supplémentaire de l’apport et de l’écoulement est recommandé pour minimiser le bruit induit par la perfusion, ce qui peut être obtenu en les connectant au système d’enregistrement via un fil (Figure 4D-1).
  7. Pour réduire les perturbations, éteignez le microscope et les lumières de la pièce.

11. Enregistrements de l’activité réseau avec le puitsunique CorePlate TM

  1. Réglez les paramètres d’enregistrement à une fréquence d’échantillonnage de 20 000 Hz avec un filtre passe-haut à 100 Hz.
    1. Sur le logiciel BrainWave 5, allez dans Fichier et ouvrez une nouvelle session d’enregistrement.
    2. Cliquez sur « Source ».
    3. Ouvrez : pilote de puce, et sélectionnez pour les réglages suivants :
      Enregistrement de l’activité neuronale spontanée à une fréquence d’échantillonnage : 20 000 Hz/électrode.
      Coupure du filtre passe-haut matériel : 100 Hz.
      Compensation de la lumière Taux : court (stimulation directe en lumière).
  2. Pour sélectionner le canal de calibration de la puce et le type de trace brute.
    1. Ouvrir : Signal de contrôle, et sélectionner : Sur calibration interne de la puce, sélectionner canal de sortie : 1.1.
    2. Cliquez sur « + » et « Graphique ».
    3. Ouvert : Réglage du graphique.
    4. Sélectionnez les traces brutes : brutes et pointes.

12. Insérer et aligner l’image du microscope sur la carte d’activité

  1. Cliquez sur « + ».
  2. « Superpositions et annotations » pour insérer l’image du microscope dans la carte d’activité sur BW5 :
  3. Couches de puits :
    1. Sélectionnez gérer les couches et l’image du cérébelleux.
    2. Aligner le calque d’image sélectionné : cliquez sur démarrer.
    3. Cliquez sur les quatre coins de l’image après la séquence numérique et appliquez.

13. Configuration de la compression des données avant enregistrement

  1. Pour compresser les données, allez à la première page de RECORDER :
    1. Mode cockpit : avancé
    2. Sauvegarder la compression brute : compression en ondelettes + événements : pics.
    3. Jouez pendant 10 minutes avant de commencer l’enregistrement.
  2. Nettoyez les tampons plaqués or avec de l’éthanol à 100 % après avoir terminé les enregistrements. Ensuite, remplissez le puits d’eau pure et brossez-le pendant 30 secondes.
  3. Ensuite, remplissez le puits avec 70 % d’éthanol et brossez doucement la matrice d’électrodes pendant environ 30 secondes. Enfin, remplissez le puits d’eau pure et brossez-le doucement pendant 30 secondes (répétez cette étape 2 ou 3 fois).
  4. Gardez leCorePlate TM Single-Well sec dans le contenant approprié.

14. Analyse hors ligne des données enregistrées

  1. Ouvre le fichier désiré avec le BW5.
  2. Divisez le cortex cérébelleux en trois groupes en sélectionnant les électrodes selon l’attribution anatomique des couches (couche moléculaire, couche cellulaire de Purkinje, couche granulaire).
    REMARQUE : Le nombre d’électrodes dans les régions d’intérêt (ROI) par couche dépendait de l’activité spontanée détectée dans chaque couche et variait donc selon les enregistrements. En général, 25 à 250 électrodes par ROI étaient analysées à partir d’une seule tranche. Les électrodes situées dans des régions couvrant deux couches anatomiques ont été exclues afin d’éviter toute ambiguïté dans l’attribution des couches. Seules les électrodes clairement attribuables à une couche cérébelleuse spécifique ont été incluses pour une évaluation plus approfondie.
    1. Sélection et regroupement : Va dans les groupes d’unité.
    2. Dans Gérer les groupes d’unités, cliquez sur « + » pour former un groupe et le nommer.
    3. Pour inclure plus d’électrodes dans le groupe, sélectionnez les électrodes et cliquez sur « ajouter ou retirer des unités sélectionnées ».
  3. Analysez les traces brutes en utilisant la méthode de détection de pics, appelée détection de pics par timing précis (PTSD). Elle se concentre sur la détection des maxima et minima relatifs dont les amplitudes de pic à pic dépassent un seuil prédéfini, assurant une identification précise et précise des pics.
    1. Traitement des données : Allez dans la détection de pics et réglez le mode en avancé.
    2. Utilisez les données de : Raw.
    3. Algorithme : PTSD (détection précise des pics temporels).
    4. Facteur d’écart-type : 8,0.
    5. Période de vie maximale : 2,0 ms.
    6. Période réfractaire : 1,0 ms.
    7. Affectation du pic : pic négatif.
    8. Durée de l’onde avant le pic : 1,0 ms.
    9. Durée post-pointe de l’onde : 1,5 ms.
  4. Va dans le tri des pics et mets le mode en avancé. Ajustez le paramètre suivant :
    1. Durée de l’onde avant le pic : 0,5 ms.
    2. Durée de l’onde prise après le pic : 1,0 ms.
    3. Algorithme d’extraction de caractéristiques : moments Legendre.
    4. Nombre de fonctionnalités : 3.
    5. Algorithme de regroupement : K-Means & Silhouette.
    6. Nombre minimum de pics par cluster : 20.
    7. Nombre maximal de clusters : 3.
    8. Seuil de plan : 2.
  5. Exportation des données vers Excel.
    1. Cliquez sur « Graphing ».
    2. Va dans Export de graphiques.
    3. Sélectionnez le tableau et exportez.

Résultats

La DBS pallidale a augmenté le nombre de pics à des niveaux normaux dans les couches corticales entre les groupes.

Nous avons analysé le nombre total de pointes dans trois couches du cortex cérébelleux — la couche moléculaire (ML), la couche cellulaire de Purkinje (PL) et la couche cellulaire granulaire (GL) — à travers quatre groupes expérimentaux : type sauvage (WT, N = 8), dtsz (N = 8), dt sz-Sham (N = 7) et dtsz-DBS (N = 7), avec des analyses réalisées sur des tranches obtenues sur ces animaux.

Alors que le tissu dystonique (dtsz) a produit nettement moins de pics, la DBS pallidale a augmenté le nombre de pics à des niveaux comparables à ceux des témoins sains (tableau 3). Le test H de Kruskal-Wallis a confirmé cela, montrant une augmentation statistiquement significative du nombre de pics dans le ML pour le groupe DBS dtsz comparé aux groupes dtsz et dtsz-Sham (χ2(3) = 20,728, p = 0,001 ; Figure 6A). Le groupe dtsz-DBS a également montré une augmentation similaire des pics de PL (χ2(3) = 16,855, p = 0,001 ; Figure 6B) et GL (χ2(3) = 13,164, p. = 0,004 ; Figure 6C), atteignant des valeurs comparables à celles du groupe WT (Tableau 3).

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Figure 1. Aperçu des instruments chirurgicaux. L’image montre un plateau disposé contenant un ensemble d’instruments chirurgicaux et microchirurgicaux conçus explicitement pour des procédures impliquant l’implantation d’électrodes profondes et de stimulateurs. Les instruments sont organisés dans un ordre d’utilisation séquentiel, améliorant l’efficacité des procédures. Ils sont placés sur un tissu pour maintenir la propreté et garantir un accès facile pendant la procédure. Cet arrangement met l’accent sur la précision, la stérilité et la préparation aux flux de travail chirurgicaux complexes. (1) Ciseaux émoussés/émoussés, (2) ciseaux pour suture, (3) ciseaux tranchants/tranchants, (4) porte-aiguille, (5) pinces de couture, (6) pinces à éclats/courbées, (7) pinces dentelées, (8) pinces courtes standard, (9) forceps standard longue, (10) micro-spatules, (11) électrode réutilisée, (12) vis, (13) accessoires de perceuse, (14) emboute/serre-pince de rétracteur, (15) Bloc de cavité en verre à remplir avec 0,9 % de NaCl et xylocaïne. Pour plus d’informations, consultez la liste des matériaux. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 2. Installation expérimentale pour anesthésier et positionner l’animal dans l’appareil stéréotaxique pour l’implantation des électrodes DBS et du stimulateur. (A) L’animal est délicatement placé dans une chambre d’induction sur mesure pour initier l’anesthésie. (B) La chambre d’induction est reliée à un masque respiratoire afin d’assurer une administration correcte de l’anesthésie (induction avec isoflurane à 4 %) tout en maintenant la sécurité lors de la manipulation. (C) Une fois anesthésié, l’animal est transféré sur une plaque chauffante avec un masque respiratoire connecté (entretien avec isoflurane à 3 %) pour prévenir l’hypothermie et assurer une anesthésie continue pendant le rasage. (D) L’animal est soigneusement positionné dans le cadre stéréotaxique. Une incision longitudinale est réalisée, et des pinces sont utilisées pour rétracter la peau. Quatre points indiquent le placement des vis. Des vis sont insérées dans les zones marquées, et deux points supplémentaires sont marqués pour le placement des électrodes. (E) L’électrode est insérée dans le GPi et fixée avec de la colle avant que le support stéréotaxique ne soit retiré. Pour une meilleure fixation, du ciment est appliqué autour des électrodes. Des sutures longitudinales interrompues sont utilisées pour fermer le site chirurgical, et (F) le stimulateur est placé dans la zone sous-cutanée du flanc de l’animal. L’animal reste vivant après l’opération, et la flèche indique l’emplacement du stimulateur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 3. Illustration de coupe et de tranche du cerveau. (A) instruments chirurgicaux pour la procédure de dissection. (1*) Plaque de Petri en agar maison (2*), boîte de Petri en agar, (3*) pince fixant le tube de carbogène, (4*) filtre en papier, (5*) lame, (6*) super glue, (7*) plaque/support vibratome, pinces courbes, (9*) ciseaux, tranchant/émoussant. (B) Préparation de l’échantillon cérébral : après la dissection, le cerveau est découpé, et les lignes pointillées indiquent l’orientation de la coupe du plan coronal. (C) Coupe parasagittale : le cerveau est sectionné le long du plan parasagittal spécifié. (D) Fixation tissulaire : Le tissu cérébral obtenu est fixé à une plaque/support avec de la colle pour le fixer et permettre une coupe précise. (E) Coupe par vibratome : La plaque avec le tissu attaché est transférée dans un vibratome, où des tranches ultra-fines sont obtenues (200 μm). (F) Tranches finales : Des tranches parasagittales cérébelleuses précises sont produites, prêtes pour l’enregistrement électrophysiologique35. Pour plus d’informations, consultez la liste des matériaux. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 4. Illustration des étapes pour obtenir une bonne activité cellulaire. ( A) Nettoyage : Cette étape consiste à préparer le HD-MEA en nettoyant sa surface afin de s’assurer qu’aucune saleté n’interfère avec l’attache (pad de contact, A-1) ou le processus d’enregistrement (zone plane, A-2). (B) Position de la tranche : La tranche de tissu est soigneusement positionnée sur le HD-MEA (B-1), assurant un alignement correct pour un contact efficace avec l’électrode (B-2). Une fine pointe de la pipette (flèche) est utilisée pour retirer l’ACSF restant, permettant d’insérer l’ancre. (C) Fixation de la tranche : la tranche est solidement positionnée sur le HD-MEA à l’aide de l’ancrage. À cette étape, il est crucial de déposer une goutte d’ACSF puis d’enlever soigneusement l’excès de liquide à l’aide d’une pipette (C-1 ; flèche) et d’un morceau torsadé de papier de précision (C-2). Cela garantit que la tranche reste stable et bien connectée aux électrodes pour un enregistrement précis. (D) Perfusion : Enfin, un système de perfusion est connecté et initié pour maintenir la viabilité de la tranche de tissu pendant l’expérience, où l’afflux doit se situer au-dessus de la tranche et l’écoulement proche de la paroi (D-2). Il est également essentiel d’éliminer toutes les bulles du sol pour minimiser le bruit lors de l’enregistrement (indiqué par la flèche). Une mise à la terre supplémentaire est fixée à la fois sur les tubes d’entrée et de sortie (D-1). Les barres d’écailles rouges mesurent 1,5 mm de long. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 5. Mesures d’amplitude et d’écart-type dans les enregistrements HD-MEA utilisant le logiciel Brain Wave 5 (BW5) pour évaluer la qualité du signal. (A) Métrique d’amplitude pic à pic sélectionnée pour extraire les valeurs intrinsèques d’amplitude des électrodes (échelle : 500 μV). (B) Métrique d’écart-type sélectionnée pour quantifier le bruit de base entre électrodes (échelle : 30 μV). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 6 : Effets de la DBS pallidale sur l’activité des pics à travers les couches corticales cérébelleuses : (A) couche moléculaire (ML), (B) couche cellulaire de Purkinje (PL) et (C) couche granulaire (GL). Les graphiques Box-Whisker affichent respectivement la moyenne et la médiane avec une ligne croisée et une ligne horizontale, ainsi que les 25e et 75e percentiles. Les groupes respectifs sont le type sauvage (WT, n = 22 tranches), dtsz sans chirurgie (n = 20 tranches), dtsz DBS inactif (Sham, n = 20 tranches), et dtsz-DBS actif (n = 20 tranches). La signification statistique a été déterminée à l’aide du test de Kruskal-Wallis, suivi des comparaisons par paires de Dunn (*p .< 0,05). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

NomPoids moléculaire [g/mol]Concentration finale [mol/ l]
NaCl58.440.124
KCl74.550.003
Glucose180.160.01
CaCl2 (sans eau)110.980.0025
NaHCO384,0070.026
NaH 2PO4119.980.00125
pH7,35 à 7,40 (réglable avec HCl)
Osmolalité [mosmol/ kg]290 à 300

Tableau 1 : Solution de liquide céphalorachidien artificiel (ACSF) : Composition et concentrations molaires finales des composants utilisés pour préparer l’ACSF aux expériences sur la tranche cérébelleuse. Le pH a été ajusté à 7,35–7,40 avec HCl, et l’osmolalité a été maintenue entre 290 et 300 mOsm·kg-1.

NomPoids moléculaire [g/mol]Concentration finale [mol/L]
Saccharose342.300.075
KCl74.550.0025
NaCl58.440.087
CaCl2 (sans eau)110.980.0005
MgCl295.210.007
Glucose180.160.01
NaHCO384.010.025
NaH 2PO4119.980.00125
pH7,35 à 7,40 (réglable avec HCl)
Osmolalité [mosmol/ kg]320 à 330

Tableau 2 : Solution de saccharose. Composition et concentrations molaires finales de la solution de saccharose utilisée lors de la préparation de la tranche cérébelleuse. Le pH a été ajusté à 7,35–7,40, et l’osmolalité a été maintenue entre 320 et 330 mOsm·kg-1.

Groupes :WTDTSZ dtsz-ShamDTSZ-DBS
n22202020
Coefficient de variance
ML0.530.550.60.35
PL0.570.570.520.46
GL0.480.660.610.51
Nombre de pointes
ML287240±32605163434±19998234209±31284345915±27113
PL413223±50171194277±24786304568±35692412707±42509
GL390817±40139211274±31193325533±44318373208±42220

Tableau 3 : Résumé des indicateurs de pic à travers les couches cérébelleuses et les groupes expérimentaux. WT – hamsters sauvages, non dystoniques ; DTSZ - hamsters natifs DTSZ ; DTSZ-DBS - DTSZ HAMSTERS stimulés en continu pendant 11 jours ; dtsz-Sham - hamsters dtsz subissant l’opération, cependant, sans DBS actif ; ML – couche moléculaire ; PL – couche cellulaire de Purkinje ; GL. – couche cellulaire granulaire.

Discussion

Nous avons décrit une approche méthodologique pour étudier les mécanismes de la stimulation cérébrale profonde (DBS) dans le réseau neuronal dystonique pathophysiologique chez le hamster dtsz . Les étapes cruciales incluent l’implantation précise d’électrodes, la préparation rapide des tranches cérébelleuses et des conditions d’enregistrement HD-MEA stables pour garantir une acquisition fiable des données. Nous démontrons la procédure chirurgicale, la préparation des tranches cérébelleuses, l’enregistrement et les techniques d’analyse pour explorer l’activité cérébelleuse ex vivo et sa modulation par DBS. Les mesures électrophysiologiques utilisant HD-MEA ont fourni des enregistrements en temps réel de l’activité spontanée cérébelleuse avec une résolution temporelle et spatiale élevéede 36, que nous considérons nécessaires pour étudier les mécanismes de la stimulation cérébrale pallidale profonde dans le traitement de la dystonie.

La dystonie est actuellement connue comme un trouble du réseau caractérisé par une sortie motrice anormale résultant d’interactions dysfonctionnelles entre ganglions de la base, cérébelleux et circuitscorticaux 37,38. Il a été démontré que les anomalies cérébelleuses jouent un rôle significatif dans la dystonie, comme le confirment des études cliniques etexpérimentales 15,22,39. De plus, une étude anatomique impliquant l’injection du virus de la rage rétrograde (RV) dans le cortex cérébelleux des singes Cebus montre que le noyau sous-thalamique des ganglions de la base présente une projection importante vers le cortexcérébelleux 40. Ces résultats soulignent l’importance d’explorer les circuits cérébelleux le long des réseaux ganglionnaires de la base lors de l’étude des mécanismes thérapeutiques de laDBS 40,41,42. Cette méthode est particulièrement adaptée aux études sur les interactions neuronales et les effets de la neuromodulation dans les troubles du mouvement.

Concernant les mécanismes à l’échelle du réseau de la DBS pallidale, des études ont démontré que la DBS du segment interne du globus pallidus (GPi) induit des changements étendus de l’activité cérébrale, non seulement au sein des ganglions de la base mais aussi dans des régions interconnectées telles que le réseau cortico-striatal43, le thalamus44 et lecervelet 15. Ces observations soutiennent l’hypothèse que la DBS pallidale peut moduler l’activité dans tout le réseau ganglion-cérébelleux basal, contribuant ainsi à son efficacité thérapeutique dans la dystonie. Cela démontre la nécessité d’études précliniques pour étudier les mécanismes de la DBS et l’avantage des enregistrements HD-MEA pour capturer les changements électrophysiologiques à l’échelle du réseau. De plus, l’étude de Kotyra et al. (2025) soutient la présence d’un remodelage neuroplastique durable induit par le GPi-DBS à long terme au sein du réseau moteurdystonique 45. Les résultats in vivo ont montré que la stimulation pallidale réduisait progressivement la gravité de la dystonie chez les hamstersdt sz et que l’effet bénéfique persistait après l’arrêt de la stimulation, suggérant que les effets induits par la DBS ne se limitent pas à la stimulation aiguëseule 45. De plus, des études électrophysiologiques récentes ont démontré une modulation à l’échelle du réseau de la plasticité synaptique et des schémas de pointe après une DBS à plus long terme, incluant une augmentation de l’activitécérébelleuse 15, une augmentation de l’apport excitateur aux neurones thalamiques moteurs, et un apport excitatoire plus groupé vers le cortical M146.

Les résultats représentatifs indiquent un impact à l’échelle du réseau de la stimulation cérébrale profonde (DBS), comme en témoigne la normalisation de l’activité des pics dans les couches moléculaire, cellulaire de Purkinje et granulaire du cortex cérébelleux chez les hamsters dystoniques (Figure 6). L’augmentation de l’activité des pics observée dans le groupe DBS dtsz a atteint des niveaux comparables aux témoins de type sauvage. Cette normalisation de l’activité des pics soutient le potentiel thérapeutique de la DBS pour traiter la dystonie. Notamment, le groupe dtsz-Sham a montré des valeurs intermédiaires de pics comparées au groupe WT sur toutes les couches cérébelleuses, suggérant que l’implantation seule d’électrodes peut influencer l’activité du réseau cérébelleux. Cette interprétation est cohérente avec l’effet cliniquement décrit sur la microlésie dans la dystonie, où l’implantation d’une électrode elle-même peut améliorer transitoirement les symptômes avant le début de lastimulation 47. Bien que le hamsterdt sz reproduise des caractéristiques clés de la dystonie paroxysque généralisée, il ne reflète pas pleinement l’hétérogénéité clinique observée à travers les syndromes de dystonie humaine. Par conséquent, il faut faire preuve de prudence lors de la traduction de ces résultats à la dystonie humaine.

Ce travail aborde des défis techniques liés à l’encapsulation des stimulateurs, à la chirurgie DBS, à la préparation des tranches et à l’analyse de données électrophysiologiques à grande échelle. La combinaison de la technologie HD-MEA basée sur CMOS offre une plateforme robuste pour l’étude in vitro d’interactions neuronales trèscomplexes 48. Nos résultats contribuent à une compréhension plus nuancée des dynamiques physiopathologiques sous-jacentes à la dystonie, offrant des informations précieuses sur les mécanismes au niveau des réseaux de la thérapie DBS. Faciliter une analyse fonctionnelle détaillée de régions cérébrales spécifiques et de leurs interactions contribue à une compréhension plus différenciée de la dynamique physiopathologique dans les réseaux neuronaux dystoniques et, en revanche, offre un éclairage sur le mécanisme thérapeutique d’action de la DBS.

Dans cette étude, des problèmes techniques ont entraîné une augmentation du bruit de fond et perturbé l’acquisition stable du signal lors des enregistrements HD-MEA. Les étapes courantes de dépannage incluent la prise en charge des sources de bruit, l’assurance d’une mise à la terre adéquate et le maintien d’un contact tissu-électrode stable. En cas de niveaux de bruit élevés ou de mesures instables, la mise à la terre, les connexions de câbles et les dispositifs électriques à proximité doivent être vérifiés en premier. Les bulles d’air sur le réseau d’électrodes peuvent également altuer le contact tissu-électrode et la stabilité de l’enregistrement et doivent être retirées avec précaution (Figure 4). De plus, une transmission stable des données de l’amplificateur vers l’ordinateur via un câble USB-C vers USB-C de haute qualité doit être assurée. Les électrodes à bruit persistant doivent être exclues de l’analyse ultérieure. Bien que l’enregistrement des signaux extracellulaires avec HD-MEA permette une haute résolution spatiale de l’activité du réseau et, avec l’image microscopique superposée, l’attribution des couches individuelles du cortex cérébelleux, il est impossible d’exclure que l’activité extracellulaire détectée ait été générée par le croisement d’axones à partir d’une couche autre que celle assignée. De plus, des analyses statistiques ont été réalisées au niveau de la tranche, chaque tranche représentant un enregistrement électrophysiologique indépendant dans des conditions expérimentales standardisées, bien que certaines tranches proviennent du même animal.

Lors de la DBS, d’autres problèmes peuvent survenir en raison d’un desserrement de l’électrode ou d’un défaut technique du stimulateur. Pour minimiser ces problèmes, assurez-vous d’une fixation correcte des électrodes et maintenez des conditions de manipulation stériles tout au long de la procédure. Cela s’est produit dans 5 % de tous les essais de la présente étude. Pour minimiser le desserrement des électrodes, la surface du crâne doit être séchée avant de fixer l’électrode avec un adhésif ou un ciment dentaire afin d’améliorer l’adhérence et d’éviter le glissement des données. Pour garantir la stérilité et éviter toute contamination mécanique, le stimulateur, la pointe de l’électrode et le fil monofilament doivent être manipulés uniquement avec des pinces ou des pinces d’hémostasie. De plus, les gants doivent être désinfectés à l’éthanol et séchés avant de manipuler l’animal afin de minimiser le risque d’infection. La préparation rapide des tranches cérébelleuses cérébelleuses est essentielle pour des enregistrements électrophysiologiques de haute qualité. Cependant, cela signifiait que la position des électrodes DBS implantées ne pouvait pas être vérifiée à posteriori. Dans une autre étude portant sur l’effet de différents paramètres de stimulation sur la gravité de la dystonie chez le sz-hamster dt, les mêmes électrodes de stimulation et techniques chirurgicales ont été utilisées. Ici, nous avons pu confirmer la bonne position de l’électrode dans 94 % desessais 37.

En conclusion, ce protocole offre une plateforme puissante pour étudier les mécanismes électrophysiologiques de la DBS et apporte des informations précieuses sur son mécanisme d’action. Le hamster dtsz permet de manière unique des études précliniques sur les effets pallidaux de la DBS sur le phénotype dystonique, ainsi que l’enregistrement ex vivo à haute résolution de l’activité du réseau neuronal. Nos résultats soutiennent le concept d’implication cérébelleuse dans la dystonie et soulignent l’importance de l’analyse au niveau du réseau pour comprendre et optimiser les thérapies de neuromodulation.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette étude est soutenue par la Fondation allemande de la recherche (DFG) au sein du Centre de recherche collaborative (SFB 1270/1,2 ELAINE 299150580).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
3% H2O2Caelo15301730
50 ml conical tubeGreiner Bio-OneFalcon-type conical tube
Agar Petri dishHandmade 
Anaesthesia UnitBioMedical InstrumentsUniventor 1200
BioCam DupleX3BrainBioCAM DupleXCMOS-HD-MEA platform
Blade (5*)Apollo Herkenrath09-025-056
Brainwave Software 53BrainVersion 5CMOS-HD-MEA platform
Breathing maskNarishigeGM-4
Bulk Fill Flowable: Compula RefillDentsply Sirona267-0195For cement
Capsule Dispenser Gun Dentsply Sirona296-0003For cement
CarbogenAir LiquideAir Liqiuide (House system)
Cavity Block GlassAIMAIM40 mm x 40 mm
Clamp (3*)DIEFFENBACH12-1003-04stainless steel 4cm
ComputerDellPrecission 3431
CorePlateTM 1W 38/603BrainAccura HD-MEACMOS-HD-MEA chip
Drill accessory (13)FST19007-07Tip: 7mm
Drill accessory (13)FST19007-09Tip: 9mm
Eco wipes - wipe dispenserDr Schumacher00-915SE001 (1x1) 
Eco wipes - wipe rollsDr Schumacher00-915SE001 (6x1)
ELASTOSILWackerRT 601 A/B
ElectrodeMicroprobesSNEX-100
EthanolCarl Roth GmbH + Co. KGArt-Nr. T913.3
Excavator (10)HLW Dental-Instruments GermanyS-10.28-6
Forceps (5)FST18025-10Stainless Steel 10cm
Forceps (6)AesculapBD311R9cm
Forceps (7)FST91100-12Stainless Steel 12cm
Forceps (8)FST11231-20Stainless Steel 11cm
Forceps (8*) Karl Hammacher9.160 160Wironit 10,5cm
Forceps (9)FST11200-33Dumoxel 13,5cm
Forceps (9)FST11200-33Dumoxel 13,5cm
Heated surgical table+integrated gas exhaustBioMedical InstrumentsBioMedical Instruments
heliobondIvoclar Vivadent42040
Ice MachineScotsmanAF 80 AS / WS
Inflow and outflow needlesBD Microlance 1,25 x70mm
Isathal 10mg/gDechraZul.-Nr. 400216.00.00Fucidin
IsofluraneSedana medicalN001254
Mili-Q Water FilterElgaPURELAB flex 3
Needle Holder (4)FST12501-13Tungsten Carbide 13cm
OcteniseptSchülke & MayrAntiseptic solution 
Paper Filter (4*)Carl Roth GmbH + Co. KGAP75.1
ParafilmSigma AldrichHS234526C
Platinum anchor3Brain3Brain
Retractor Tip (14)FST18200-102.5mm
Reused Electrode (11)MicroprobesSNEX-100For Coordinates
RingerB. Braun3570030
Scissor (1)FST14078-10Stainless Steel 10cm
Scissor (2)AesculapBC144R
Scissor (3)FST14058-09Stainless Steel 9cm
Scissor (9*)FST91401-12Stainless Steel 12cm
Screw (12)Online-Schrauben.deDIN 84 A2 M 1x2
ShaverExactaGT415
STELLA (software defined implantable modular platform) stimulation systemnon-commercial; developement of the University of Rostockopen source (https://github.com/SFB-ELAINE/STELLA)battery-driven DBS stimulator
Sterelizer 250FST18000-45
StereotaxicNarishigeModel SR-AR
Super glueUHU64212
Tear cream (Panthenol Nose Cream)Jenapharm5541249
Vibratome LaicaVT12005
Xylocain Gel 2%Aspen Pharma1138060
Weigh BoatCarl Roth GmbH + Co. KGHYT9.1
WeigherVoltcraftTS-5000/1
Compounds used for solutions preparation
Calcium chloride (CaCl2)Sigma-Aldrich10043-52-4
D-Glucose(C6H12O6)Sigma-Aldrich50-99-7
Magnesium Chloride (MgCl2)Sigma-Aldrich7786-30-3
Potassium Chloride(KCl)Sigma-Aldrich7447-40-7
Sodium Bicarbonate (NaHCO3)Sigma-Aldrich144-55-8
Sodium Chloride (NaCl)Sigma-Aldrich7647-14-5
Sodium phosphate monobasic (NaH2PO4)Sigma-Aldrich7558-80-7
SucroseSigma-Aldrich57-50-1

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