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Article de méthode

Occlusion sélective et permanente de l’artère cérébrale moyenne chez les rats : une approche expérimentale pour étudier les déficits de la mémoire motrice et spatiale

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DOI :

10.3791/70519

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20 mars 2026

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1Endocrine Physiology and Metabolism Laboratory, State University of Western Paraná, 2Laboratory of Experimental Morphology, State University of Western Paraná

Dans cet article

Résumé

L’objectif de cette étude était d’établir une méthode reproductible pour réaliser une craniectomie suivie d’une obstruction permanente et sélective de l’artère cérébrale moyenne chez le rat, pour une application dans des études expérimentales sur les déficits de la mémoire motrice et spatiale.

Résumé

D’une grande pertinence clinique, l’AVC ischémique (IS) nécessite des approches expérimentales permettant le développement de nouvelles thérapies adjuvantes. En raison de la similarité de l’anatomie vasculaire cérébrale avec celle des humains, les rats sont largement utilisés comme modèles expérimentaux de l’IS. Cependant, il reste nécessaire de disposer de méthodes capables de générer un environnement ischémique qui ressemble davantage à celui observé chez l’humain, en employant une approche privilégiant l’occlusion artérielle sélective. Dans ce contexte, l’objectif de cette étude était d’établir une méthode reproductible pour réaliser une craniectomie suivie d’une occlusion permanente et sélective de l’artère cérébrale moyenne (MCA) chez les rats, afin de standardiser le modèle et de réduire les défis techniques à appliquer dans les études sur les déficits de la mémoire motrice et spatiale. Les rats wistar (N = 28) ont été également divisés en deux groupes, l’un subissant une craniectomie seule (SHAM) et l’autre une craniectomie suivie d’une occlusion sélective par MCA (MCAO). Les septième et huitième jours postopératoires, le test postural et le test de reconnaissance de la localisation de l’objet ont été réalisés, respectivement. Après l’euthanasie, des échantillons cérébraux ont été prélevés et des sections histologiques colorées à Nissl ont été préparées. Pour démontrer la faisabilité et l’efficacité de la méthode, un protocole chirurgical détaillé a été élaboré, incluant la préparation préopératoire, l’anesthésie, le positionnement, la craniectomie, le MCAO et la fermeture. La méthode appliquée a démontré des déficits dans le groupe MCAO, comme en témoignent le test postural (p = 0,015) et le test de reconnaissance de la localisation de l’objet (p < 0,001). L’analyse histologique a confirmé la sélectivité de l’approche, avec des lésions impliquant des zones associées à l’hippocampe telles que les cortex péririnal, entorhinal et piriforme, en plus de la capsule externe, tandis que les structures cérébrales plus profondes étaient préservées. Ce protocole s’est avéré être une méthode reproductible et efficace pour induire une ischémie sélective de l’ACM chez les rats et constitue un outil valide et techniquement accessible pour des études expérimentales sur les mécanismes physiopathologiques et thérapeutiques dans l’AVC ischémique.

Introduction

La pénombra ischémique entourant la zone infarctée lors de l’AVC ischémique (IS) peut se rétablir si les traitements sont administrés en temps voulu, visant à prévenir ou atténuer les troubles moteurs et de la mémoire1. Cependant, des thérapies telles que la thrombolyse chimique et la thrombectomie mécanique restent peu accessibles en pratique clinique pour une large partie de lapopulation, ce qui soutient la nécessité de modèles expérimentaux pour étudier des stratégies de traitement plus largement disponibles. Les études animales sont indispensables en raison de leur reproductibilité et de leur capacité à analyser la circulationcollatérale 3, les rats étant largement utilisés dans les modèlesIS 4. En raison de sa corrélation étroite avec l’IS5 humain et son diamètre de vaisseau, l’artère cérébrale moyenne (MCA) est le vaisseau cible principal dans les études expérimentales de l’occlusionartérielle 6,7,8.

L’un des modèles animaux les plus utilisés pour induire l’ischémie cérébrale est l’occlusion intraluminale à base de filaments, suivie de lareperfusion 9,10. Néanmoins, la variabilité associée à la position précise du filament dans le MCA, l’occlusion involontaire des vaisseaux adjacents du cercle de Willis, les effets collatéraux dus à la ligature de l’artère carotide externe (ECA) nécessaire pour la procédure, ainsi que la durée de l’occlusion, contribuent tous à des résultats contradictoires dans les méta-analyses11,12.

En milieu clinique, la plupart des patients atteints de SI n’atteignent pas la reperfusion cérébrale et ne présentent pas de lésions hypothalamiques ni de séquelles associées à l’occlusion ECA, soulignant la nécessité d’approches expérimentales induisant une ischémie sélective sans reperfusion ultérieure. Une alternative est l’occlusion permanente de l’ACM (MCAO) réalisée par craniectomie. Grâce à la visualisation directe de l’ACM, l’occlusion sélective évite les dommages associés à la ligature ECA et les lésions des artères cérébrales choroïdiennes antérieures, hypothalamiques etpostérieures 13, entraînant un effet ischémique plus proche de celui observé lors de l’infarctus lacunaire.

Des études récentes indiquent que les modèles animaux de la SI devraient présenter une corrélation plus étroite entre la zone ischémique et des résultats cliniquesdéfavorables 14,15. Développer des alternatives techniques permettant une induction ciblée de l’ischémie avec un minimum de complications interférant avec les résultats semble être la stratégie la plus appropriée. Dans ce contexte, l’objectif de ce protocole était d’établir une méthode reproductible pour réaliser une craniectomie suivie d’une MCAO permanente et sélective chez les rats, dans le but de standardiser le modèle et de réduire les défis techniques, pour une utilisation dans les études des déficits de mémoire motrice et spatiale. Cette approche a été adaptée à partir d’étudesclassiques 16, 17, 18, 19 qui ont démontré des taux de survie élevés, permettant des évaluations à long terme.

En utilisant la veine cérébrale inférieure (VCI) comme repère anatomique, ce protocole cherche à démystifier la difficulté technique historiquement citée comme la principale limitation de cette approche, permettant l’étude de l’ischémie cérébrale sélective tant en phase aiguë que chronique. La fonction motrice et la mémoire spatiale ont été évaluées pour vérifier les déficits induits par le modèle de lésion proposé, en plus de l’analyse histologique des régions cérébrales ischémiques.

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Protocole

Le protocole suivait les directives pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire établies par le Conseil national pour le contrôle de l’expérimentation animale (CONCEA) et a été approuvé par le Comité d’éthique sur l’expérimentation animale (CEUA) de l’Université d’État du Paraná de l’Ouest (UNIOESTE), protocole numéro 25-23.

1. Préparation préopératoire

  1. Préparez les instruments chirurgicaux, la gaze, les cotons, et positionnez le stéréomicroscope (Figure 1).
  2. Nettoyez la table d’opération et le matériel avec 70 % d’éthanol.

2. Anesthésie

  1. Induire l’anesthésie avec un mélange de kétamine (3,75 mL), xylazine (2,5 mL) et 0,9 % de chlorure de sodium (3,75 mL). Administrez 0,2 mL du mélange par intrapéritonéale par 100 g de poids corporel. Confirmez la profondeur de l’anesthésie à l’aide d’une pince de patte arrière ou de queue.
  2. Si nécessaire, administrez des doses supplémentaires correspondant à un tiers de la dose maximale pour éviter une surdose.
  3. Administrez par voie intrapéritonéale l’antibiotique prophylactique enrofloxacine (20 mg/kg) et l’analgésique tramadol chlorhydrate (12 mg/kg).
  4. Mesurez la température rectale et maintenez la température corporelle à 37°C (± 2°C) à l’aide d’une bouillotte tout au long de la procédure.

3. Positionnement

  1. Placez le rat dans un décubitus latéral sur un coton sur l’étage du microscope (Figure 1A). Soutenez la tête avec un petit rouleau souple et alignez-la à 180° pour exposer la surface latérale gauche du crâne. Fixez la tête avec du ruban adhésif (Figure 2A).
  2. Appliquez des gouttes lubrifiantes pour les yeux et fermez les paupières avec du ruban adhésif.
  3. Revérifiez la température rectale et ajustez la source de chauffage si nécessaire.

4. Craniectomie

  1. Effectuer une trichotomie entre le canthus latéral et le tragus (environ 1,6 cm × 0,5 cm) à l’aide d’un mini-trichotomiseur ou d’une lame de rasoir (Figure 1B).
  2. Désinfectez la zone rasée avec un gommage à la chlorhexidine à 2 % puis à 0,2 % de chlorhexidine aqueuse.
  3. Réaliser une incision cutanée et sous-cutanée de 1 cm à l’aide de ciseaux droits (Figure 1C), en maintenant un marge de 0,3 cm postérieur au canthus latéral et à l’avant du tragus (Figure 2B).
    REMARQUE : Rétractez cette couche avec des pinces Adson (Figure 1D) ou des pinces hémostatiques.
  4. Identifier et coaguler la branche temporale moyenne des vaisseaux temporals superficiels à l’aide d’électrocautérisation (Figure 1E).
  5. Palper l’arc zygomatique à l’aide d’un élévateur plus libre (Figure 1F) et inciser longitudinalement le fascia du muscle temporal.
  6. Disséquez le muscle temporal crânialement et caudalement pour exposer les os temporal et frontal ainsi qu’une partie du masséter. Isolez l’arc zygomatique longitudinalement et retirez un segment d’environ 0,5 cm (Figure 2C).
    1. Précautions :
      1. Contrôler le saignement provenant de la branche temporale antérieure profonde des vaisseaux maxillaires par compression ou électrocatérage.
      2. Évitez les coupures obliques postérieures pour éviter les dommages à l’articulation temporo-mandibulaire.
      3. Évitez toute blessure à la glande lacrymale extraorbitaire située sous la voûte plantaire.
      4. Évitez d’ouvrir la cavité orbitale.
  7. Perçons l’os temporal latéral immédiatement derrière le site d’ablation de l’arc zygomatique (Figure 2D) à l’aide d’une meule ronde diamantée de 3,5 mm de diamètre, montée sur un moteur rotatif à faible vitesse (Figure 1G). Irriguez de façon intermittente avec 0,9 % de solution saline pour éviter les dommages thermiques. Laissez de petits fragments osseux attachés à la dure-mère (Figure 2E) et retirez-les doucement avec des pinces Halstead (Figure 1H).
    REMARQUE : Une craniectomie avec un foret plus petit est une alternative mais augmente le risque de lésions durales et cérébrales.

5. Occlusion MCA (Figure 3)

  1. Ouvrez la dure-mère à l’aide d’une aiguille ultrafine de 6 mm × 0,25 mm.
    REMARQUE : Évitez d’endommager les vaisseaux corticaux adjacents.
  2. Identifier la veine cérébrale inférieure (CIV) sous la fenêtre de craniectomie et le MCA qui croise perpendiculairement au-dessus (Figure 3A,C). Identifier la branche basale et la plus épaisse du MCA située au centre du champ de craniectomie.
  3. Passer un 8-0 non absorbable Suture en polypropylène autour du MCA à l’aide d’un porte-aiguille fin (Figure 3B et Figure 1I). Faites trois nœuds pour occulter le navire (Figure 3C).
    REMARQUE : D’autres sutures non absorbables telles que le nylon, le coton ou la soie peuvent être utilisées.
  4. Confirmez l’absence de flux sanguin en aval. Si une branche MCA supplémentaire est présente, liguez-la également.
  5. Irriguez la cavité avec du sérum physiologique et effectuez une hémostasie par électrocautérité ou compression douce, selon les besoins.
    REMARQUE : Évitez la coagulation des tissus cérébraux afin d’éviter les artefacts histologiques ou neuro-inflammatoires.

6. Clôture

  1. Réapprochez la dure-mère quand c’est possible.
  2. Réapprochez la couche musculaire profonde et suturez le fascia temporal avec une suture 4-0 absorbable (Figure 3D).
  3. Fermez les couches sous-cutanées et cutanées à l’aide de sutures absorbables polyglactine 4-0 910 selon un motif continu.
    REMARQUE : Évitez de laisser les extrémités de suture exposées. Une suture continue est recommandée.
  4. Nettoyez le site chirurgical avec de la chlorhexidine aqueuse à 0,2 %.
  5. Gardez les animaux au chaud jusqu’à la convalescence de l’anesthésie. Surveillez la température avant de les remettre dans leurs cages. La durée totale de l’opération, de l’incision cutanée à la fermeture de la plaie, varie généralement entre 30 minutes et 45 minutes.
  6. Administrez une seconde dose d’antibiotique prophylactique le lendemain de l’opération.

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Résultats

Un total de 28 rats Wistar mâles (âgés de 10 à 12 semaines, poids moyen 349 g) ont été répartis de manière aléatoire et égale en deux groupes : MCAO (soumis au protocole complet décrit) et SHAM (soumis uniquement au stade de craniectomie). Dans cette étude, 3 animaux ont été exclus en perpétuation et remplacés lors de l’opération en raison d’hémorragies veineuses (2 MCAO) ou d’une lésion corticale minimale lors d’une craniectomie (1 SHAM). Un autre animal MCAO est décédé au jour 5 post-o...

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Discussion

Le modèle MCAO chez les rats est utilisé depuis 1975 comme paradigme expérimental pour l’ischémie cérébrale, et a été affiné au fil des années, démontrant son efficacité dans l’induction de lésions neurologiques 822,23,24,25,26,27,28

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le Programme de Soutien aux Études Supérieures (PROAP) via le projet d’aide financière pour l’éducation ou la recherche, processus numéro 88881.594204/2020-01, subvention numéro 1359/2020. Nous remercions les professeurs, techniciens et étudiants des laboratoires de physiologie, métabolisme et anatomie humaine de l’UNIOESTE (Universidade Estadual do Oeste do Paraná, Cascavel, Brésil) pour leur soutien technique et académique tout au long du projet.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Adson toothed forcepsABC stainlessL47-P4-164D'autres options peuvent être disponibles auprès de différentes entreprises
Castroviejo needle holderGolgran135-3D'autres options peuvent être disponibles auprès de différentes entreprises
ElectrocauteryChunguang medical128D'autres options peuvent être disponibles auprès de différentes entreprises
Freer elevatorABC stainless47P4-819D'autres options peuvent être disponibles auprès de différentes entreprises
Halsted curvedABC stainlessAI1055D'autres options peuvent être disponibles auprès de différentes entreprises
Micro drillNail drillZS-710D'autres options peuvent être disponibles auprès de différentes entreprises
Mini trichotomizerKemeiKM-666D'autres options peuvent être disponibles auprès de différentes entreprises
ProleneEthicon 8730HSuture taille 8-0
StereomicroscopeAlltionASM-112D'autres options peuvent être disponibles auprès de différentes entreprises
Straight scissorABC stainlessL23-W4D'autres options peuvent être disponibles auprès de différentes entreprises
Surgical compresseCremer158595D'autres options peuvent être disponibles auprès de différentes entreprises
Surgical gauzeCremer198669D'autres options peuvent être disponibles auprès de différentes entreprises
ThermometerG-TechDMT-2027D'autres options peuvent être disponibles auprès de différentes entreprises
VicrylEthicon VCP346HSuture taille 4-0

Références

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