Synthèse verte de nanoparticules de magnésium issues de plantes néotropicales indigènes de savane pour des formulations nanophytocosmétiques évolutives

Résumé

Ce travail décrit un protocole pour la synthèse verte de nanoparticules de magnésium utilisant l’extrait végétal de Stryphnodendron adstringens , une espèce de la savane néotropicale indigène, suivi de leur incorporation et d’évaluation dans une formulation sérique cosmétique.

Résumé

Cette étude décrit un protocole pour la synthèse verte de nanoparticules à base de magnésium utilisant des extraits d’éthanol de Stryphnodendron adstringens, une espèce végétale originaire de la savane néotropicale, et leur incorporation dans des formulations nanophytocosmétiques. La procédure comprend la collecte et la préparation de matières végétales, suivies de l’extraction par éthanol, dans laquelle les phytochimiques agissent comme agents réducteurs et stabilisateurs pour les ions magnésium. Les nanoparticules sont synthétisées dans des conditions contrôlées à l’aide de chlorure de magnésium et d’extraits de plantes, permettant un procédé respectueux de l’environnement sans recourir à des agents réducteurs toxiques. Les propriétés des nanoparticules sont caractérisées à l’aide de diffusion dynamique de la lumière et de microscopie à force atomique pour évaluer la répartition des tailles, la morphologie et le comportement colloïdal. Le protocole décrit en outre l’intégration des nanoparticules synthétisées dans une formulation sérom cosmétique. La stabilité est évaluée dans des conditions de stockage contrôlées en surveillant les propriétés organoleptiques, le pH et la viscosité. Cette méthode offre une approche reproductible et durable pour produire des nanoparticules de magnésium médiées par des plantes et évaluer leur application dans des formulations cosmétiques.

Introduction

Le domaine phytogéographique du Cerrado, qui comprend la plus grande formation de savane néotropicale d’Amérique du Sud, représente la région de savane tropicale la plus biodiversifiée au monde. Cet écosystème abrite des milliers d’espèces végétales riches en métabolites secondaires tels que les flavonoïdes, polyphénols, terpènes et acides phénoliques, dont beaucoup présentent des activités documentées d’antioxydants, d’anti-inflammatoires et de photoprotection intéressant les industries cosmétiques et ^{pharmaceutiques} 1,2,3,4 . Ces phytochimiques sont largement intégrés comme ingrédients actifs à haute valeur dans les formulations cosmétiques fonctionnelles. En plus de leur activité biologique, les groupes fonctionnels hydroxyle et carbonyle présents dans de nombreux polyphénols et flavonoïdes leur permettent d’agir comme des agents naturels réducteurs et stabilisateurs pour les ions métalliques en^{solution 5,6}. Cette propriété chimique a été de plus en plus explorée dans la nanotechnologie verte pour la synthèse de nanoparticules métalliques, représentant une opportunité prometteuse et sous-explorée pour développer des formulations cosmétiques durables dérivées de la biodiversité^{néotropicale} 2,3,4,5,6.

Traditionnellement, les nanoparticules (NP) ont été produites par des approches descendantes, dans lesquelles les matériaux en vrac sont décomposés en particules de taille nanométrique à l’aide de méthodes physiques telles que l’ablation laser ou le sputtering, et des approches ascendantes, dans lesquelles les NP sont construites à partir de petites unités en utilisant des voies chimiques ou^{biologiques 7}. Bien que les méthodes chimiques et physiques soient efficaces, elles reposent souvent sur des réactifs toxiques, une forte consommation d’énergie et des équipements complexes. Cela a conduit à l’essor des approches de chimie verte, qui mettent l’accent sur la durabilité, l’éco-respect et la sécurité dans la production^{de nanomatériaux 6}.

Dans ce cadre, la synthèse verte des NP a attiré une attention significative. La capacité des phytochimiques végétaux à agir simultanément comme agents réducteurs, stabilisants et capucheurs, permettant une synthèse efficace des NP métalliques et oxydes métalliques, combinée aux limites des méthodes conventionnelles, qui nécessitent des équipements spécialisés, des conditions extrêmes et génèrent des déchets toxiques, justifie le développement d’un protocole de synthèse verte fonctionnant dans des conditions modérées, est évolutive. et ne produit aucun sous-produit^dangereux 6,7,8,9. Parmi les NP d’oxyde métallique explorés grâce à cette stratégie, les nanoparticules de magnésium (MgNP) présentent des avantages significatifs par rapport aux nanoparticules d’argent (AgNP) et aux nanoparticules d’oxyde de zinc (ZnO NPs), car les MgNP ne présentent aucune tendance à la bioaccumulation, présentent une cytotoxicité plus faible dans les cellules humaines et sont reconnues par la Food and Drug Administration (FDA) des États-Unis comme des substances généralement sûres pour des applications humaines^{10. 11}. De plus, les MgNP synthétisés à partir d’extraits de plantes Cerrado devraient combiner les propriétés antioxydantes et antibactériennes du magnésium avec les phytochimiques bioactifs présents dans l’extrait, augmentant ainsi leur valeur fonctionnelle cosmétique par rapport aux homologues synthétisés^{conventionnellement 10}.

Dans l’industrie cosmétique, l’application de la nanotechnologie a révolutionné le développement de produits en améliorant la délivrance, la stabilité et l’efficacité des ingrédients^{actifs 11}. Les NP peuvent pénétrer plus profondément dans la peau, offrir une libération contrôlée et protéger les composés sensibles de la dégradation, ce qui les rend très précieux pour les formulations ciblant le vieillissement cutané, la pigmentation, l’acné et la protection solaire¹⁰. Malgré ces avantages documentés, la synthèse verte des MgNP utilisant des plantes indigènes des savanes néotropicales comme agents réducteurs à des fins cosmétiques reste largement inexplorée et manque de standardisation méthodologique, contrairement à ce qui a été largement rapporté pour les plantes d’Asie, d’Afrique et^d’Europe 11,12,13,14 . La plupart des études existantes accordent une attention limitée à l’intégration des NP dans les formulations cosmétiques fonctionnelles et à leur stabilité dans des conditions de stockage^{contrôlées 11, 14, 15}. Le protocole actuel contribue à combler ce manque méthodologique en intégrant, dans une seule méthodologie reproductible, la synthèse verte des MgNP de la flore néotropicale, leur incorporation dans un sérum facial nanophytocosmétique, ainsi que l’évaluation complète de leur stabilité physicochimique et fonctionnelle.

L’objectif général de ce protocole est de décrire une méthodologie standardisée, reproductible et évolutive pour la synthèse verte de MgNP utilisant des adstringens de Stryphnodendron, une plante originaire des savanes néotropicales du Cerrado, à la fois comme agent réducteur et stabilisateur, tirant ainsi parti de ses propriétés bioactives intrinsèques dans une formulation sérique faciale. Le développement de MgNP synthétisés à partir de S. adstringens pour des applications thématiques humaines constitue une nouvelle nanoformulation actuellement protégée par la demande de brevet brésilienne (BR 10 2025 015416 1). Le projet expérimental proposé représente une approche durable et biocompatible de la production de NP, évitant l’utilisation d’agents réducteurs toxiques couramment utilisés dans la synthèse conventionnelle des NP, tout en facilitant l’incorporation de phytochimiques ayant une activité biologique potentielle. Ce protocole est particulièrement adapté aux chercheurs recherchant des méthodes écologiques pour la fabrication de nanoparticules à des fins cosmétiques, pharmaceutiques ou biomédicales, notamment lorsque des extraits végétaux riches en flavonoïdes et polyphénols sont disponibles. Puisque ces composés agissent comme des agents naturels réducteurs et stabilisateurs, le protocole peut être facilement adapté à d’autres espèces végétales présentant des profils phytochimiques comparables, permettant son application à la flore indigène de différentes régions biogéographiques en fonction de la disponibilité locale de matière végétale.

Protocole

1. Matière végétale

1. Sélection et documentation
   1. Sélectionnez des plantes saines de S. adstringens qui poussent dans des zones représentatives de l’environnement naturel pour la collecte de l’écorce. Notez le lieu d’échantillonnage, la date de collecte, les coordonnées géographiques à l’aide d’un GPS et les conditions environnementales locales au moment de la collecte.
   2. Effectuer une identification botanique à l’aide de la littérature taxonomique spécialisée pour les espèces de savane néotropicale. Confirmez l’identification en consultant un taxonomiste^{qualifié 17}.
   3. Collecter et séparer le matériel végétal représentatif pour la documentation de l’herbier, y compris les structures végétatives et reproductrices (par exemple, feuilles, fleurs, fruits et petites branches).
      REMARQUE : Collectez le matériel d’herbier séparément de l’écorce utilisée pour les procédures expérimentales. Pressez et séchez la matière végétale selon les techniques standard d’herbier, montez des spécimens de référence et déposez-les dans un herbier reconnu pour garantir la traçabilité.
2. Collecte d’écorce
   1. Prélever l’écorce du tronc de l’arbre S. adstringens aux stades 31 à 39 (Biologische Bundesanstalt, Bundessortenamt et Chimische Industrie) BBCH (Biologische Bundesanstalt, Bundessortenamt et Chimische Industrie), correspondant à la phase de croissance végétative décrite dans les études phénologiques^{précédentes 16,17}.
      REMARQUE : Stockez le matériel collecté dans un sac sombre pour empêcher la dégradation des métabolites secondaires et empêcher leur dégradation des métabolites secondaires.
3. Détermination de l’humidité
   1. Pèser les échantillons d’écorce à l’aide d’une balance analytique. Divisez le matériau en trois répliques et notez les poids initiaux.
   2. Placez les échantillons d’écorce au four à 105 °C. Séchez les échantillons jusqu’à ce qu’ils atteignent un poids constant.
      REMARQUE : Le poids constant est obtenu lorsque deux mesures consécutives diffèrent d’au maximum 1 mg, indiquant une élimination complète de l’humidité.
   3. Retirez les échantillons du four, laissez-les refroidir à température ambiante, et notez le poids final. Calculez la teneur en humidité et la matière sèche à l’aide des équations suivantes :
      
      Matière sèche ( %) = 100 - Humidité ( %)
      Où :
      W1 = poids du contenant vide
      W2 = poids du contenant + échantillon avant séchage
      W3 = poids du récipient + échantillon après séchage

2. Préparation de l’extraction

REMARQUE : Toutes les procédures impliquant des matières dangereuses ont été menées conformément aux directives de sécurité chimique reconnues^{internationalement 18}.

1. Rincez l’écorce fraîchement récoltée avec de l’eau courante pour enlever la terre, la poussière et les impuretés de surface.
2. Placez les échantillons d’écorce au four à 36 °C pendant 72 heures. Broyez l’écorce séchée à l’aide d’un moulin à couteaux pour obtenir une poudre fine.
3. Pèser 200 g d’écorce en poudre et transférer dans une fiole Erlenmeyer. Ajoutez 1000 mL d’éthanol à 98 %.
   ATTENTION : L’éthanol est hautement inflammable. Manipulez loin des sources d’allumage et travaillez dans un endroit bien ventilé.
4. Scellez la fiole et gardez-la à température ambiante pendant 72 heures, à l’abri de la lumière. Agitez le mélange une fois toutes les 24 heures.
5. Filtrez d’abord l’extrait à travers une grille métallique, puis à travers du coton à l’aide d’un entonnoir pour enlever les résidus.

3. Évaluation de l’activité antioxydante

1. Préparez une solution DPPH (2,2-diphényl-1-picrylhydrazyle) de 100 mM dans du méthanol.
   ATTENTION : Le méthanol est toxique et très inflammable. Manipulez une hotte et portez un équipement de protection individuelle approprié. Le DPPH est irritant et peut être nocif s’il est inhalé ou ingéré. Évitez le contact direct et l’inhalation.
   REMARQUE : Protégez la solution de la lumière en effectuant le test dans des conditions de faible luminosité et faites attention à la manipulation du méthanol et du DPPH, en les effectuant toujours avec des gants.
2. Diluez l’extrait d’écorce éthanolique S. adstringens dans le méthanol pour obtenir des concentrations allant de 0,1 % à 5 % (v/v). Préparez des solutions de vitamine C aux mêmes concentrations qu’un témoin positif.
3. Distribuez 100 μL de solution DPPH dans chaque puits d’une plaque à 96 puits.
4. Ajoutez 50 μL d’extrait ou de solution de vitamine C à chaque puits.
   REMARQUE : Utilisez DPPH + méthanol comme contrôle négatif et méthanol seul comme blanc. Effectuez toutes les mesures en quadrupliqué.
5. Faites couver l’assiette pendant 30 minutes à température ambiante dans le noir.
6. Mesurez l’absorbance à 515 nm à l’aide d’un spectrophotomètre.
7. Calculez l’activité de récupération radicale à l’aide de l’équation suivante :
   
   Où :
   Contrôle ABS = absorbance de DPPH + méthanol
   Échantillon ABS = absorbance de DPPH + extrait

4. Analyse de viabilité cellulaire

1. Cultivez des fibroblastes dermiques humains normaux (NHDF) dans un milieu RPMI-1640 complété avec 10 % de sérum bovin fœtal et 1 % de pénicilline-streptomycine. Maintenir les cellules à 37 °C avec 5 % de CO₂.
2. Séminez les cellules en plaques de 96 puits à 3 × 10⁴ cellules par puits et incubez pendant 24 heures.
3. Remplacez le milieu par 100 μL de substrat frais et ajoutez 50 μL de solution extraite. Incubez pendant 24 heures.
4. Retirez le milieu et ajoutez 10 μL de solution MTT à chaque puits. Incuber pendant 4 heures pour permettre la formation de formazan.
   ATTENTION : Le réactif MTT est toxique et doit être manipulé avec des gants et un équipement de protection approprié. Évitez le contact visuel et la peau des regards.
5. Ajoutez 60 μL de solution de solubilisation (HCl dans l’isopropanol) pour dissoudre les cristaux.
   ATTENTION : L’acide chlorhydrique est corrosif et peut provoquer de graves brûlures. Manipulez avec un équipement de protection approprié et travaillez dans une hotte à fumée. L’isopropanol est inflammable et doit être manipulé loin des sources d’inflammation, dans un endroit bien ventilé.
6. Mesurez l’absorbance à 540 nm à l’aide d’un spectrophotomètre.
   REMARQUE : Les tests de viabilité cellulaire ont été réalisés avec des groupes témoins traités et non traités, chaque condition étant analysée dans des puits quadrupliqués.
7. Calculer la viabilité cellulaire en utilisant :
   Viabilité cellulaire ( %) = (Extrait d’échantillon ABS/Contrôle cellulaire ABS) x 100
   Où :
   Contrôle cellulaire ABS = absorption des puits de contrôle non traités contenant uniquement des cellules et un milieu de culture.
   Extrait d’échantillon ABS = absorbance des puits contenant des cellules traitées avec l’extrait de la plante.

5. Synthèse verte de nanoparticules de magnésium

1. Ajoutez 9890 μL d’eau distillée dans un tube de réaction stérile.
2. Ajoutez 100 μL d’extrait végétal.
3. Ajoutez 10 μL de 1 M MgCl₂ pour obtenir une concentration finale de 10 mM.
   ATTENTION : Le chlorure de magnésium peut provoquer des irritations. Manipulez avec un équipement de protection approprié et évitez le contact avec les yeux et la peau.
   REMARQUE : La réaction de base consiste en un extrait de 1 % (v/v) + 10 mM de MgCl₂ sur un volume total de 10 mL. Pour optimiser la formation de NP, la concentration de l’extrait peut être ajustée tout en maintenant le volume final et la concentration de MgCl₂.
4. Mélangez soigneusement pour homogénéiser la solution.
5. Incubez à 75 °C pendant 18 heures.
   ATTENTION : Des températures élevées peuvent provoquer des brûlures. Utilisez un équipement de protection approprié lors de la manipulation d’échantillons chauffés.
   REMARQUE : Un changement de couleur peut indiquer la formation de nanoparticules.
6. Laissez le mélange refroidir à température ambiante avant la caractérisation.

6. Caractérisation des nanoparticules

1. Diffusion dynamique de la lumière (DLS)
   1. Transférer ~750 μL de suspension de nanoparticules dans une cellule de mesure.
   2. Placez la cellule dans l’instrument et effectuez des mesures à 25 °C.
   3. Acquérir les données sur la taille des particules en utilisant un mode de détection approprié.
   4. Analysez chaque échantillon en triple mesure avec cinq sous-tests par mesure.
2. Microscopie à force atomique (AFM)
   1. Déposez 10 μL de suspension nanoparticulaire sur du mica fraîchement clivé.
   2. Faites sécher l’échantillon dans un dessiccateur pendant 2 heures.
   3. Rincez doucement la feuille de mica trois fois avec 20 μL d’eau distillée filtrée. Retournez l’échantillon au dessiccateur et laissez-le sécher à température ambiante pendant 2 heures supplémentaires.
      REMARQUE : Le rinçage élimine l’excès de sels et améliore la qualité de l’image.
   4. Configurez le microscope à force atomique en effectuant la configuration de l’instrument et l’alignement du laser selon les instructions du fabricant. Acquérir des images de surface des NP avec une surface de balayage de 500 × 500 nm.
      REMARQUE : L’AFM est utilisé pour évaluer qualitativement la rugosité de la surface et visualiser les caractéristiques morphologiques des MgNP synthétisés à partir de S. adstringens, générant ainsi des images de surface tridimensionnelles à haute résolution.

7. Formulation de nano-phytocosmétiques

1. Phase chauffée
   1. Pèser 29,7 g d’eau purifiée, 0,50 g d’hydroxyéthylcellulose (HEC) et 3 g de glycérine dans des contenants séparés.
   2. Placez l’eau dans un mélangeur magnétique et chauffez à 70–75 °C en remuant doucement.
   3. Ajoutez progressivement du HEC à l’eau chauffée en remuant pour éviter les agglutinements.
      REMARQUE : L’hydratation peut nécessiter 15 à 30 minutes.
   4. Ajoutez la glycérine et mélangez jusqu’à ce que ce soit homogène.
2. Phase de refroidissement
   1. Dans des béchers séparés, il faut peser 30 g d’eau purifiée, 3 g de niacinamide, 33,3 g de MgNP synthétisés à partir de S. adstringens, 0,3 g d’acide hyaluronique de faible poids moléculaire, et 0,2 g d’alcool benzylique et d’acide déshydroacétique pour former la phase de refroidissement.
   2. Dissoudre complètement la niacinamide dans l’eau à température ambiante.
   3. Ajoutez l’acide hyaluronique et mélangez jusqu’à obtenir une uniformité.
   4. Ajoutez S. adstringens MgNPs et mélangez doucement.
   5. Ajoutez un conservateur et mélangez.
3. Mixage
   1. Refroidissez la phase chauffée à ~40 °C.
   2. Ajoutez lentement la phase de refroidissement à la phase chauffée pendant que vous remuez.
   3. Mesurez le pH de la formulation. Pour les formulations sériques contenant de la niacinamide, un pH cible de 5,0 à 6,5 est approprié.
      REMARQUE : La niacinamide est stable autour d’un pH neutre à légèrement acide. Utilisez de petites quantités d’acide citrique ou d’hydroxyde de sodium pour ajuster le pH si nécessaire.

8. Évaluation de la stabilité esthétique

1. Stabilité préliminaire (12 jours)
   1. Préparez quatre échantillons réplicatifs du sérum cosmétique dans des contenants scellés.
   2. Soumettez les échantillons à six cycles consécutifs de gel-dégel. Conservez les échantillons à 50 °C pendant 24 heures, puis à −5 °C pendant 24 heures, complétant un cycle complet toutes les 48 heures.
   3. Après chaque cycle, notez les caractéristiques organoleptiques en inspectant visuellement la formulation pour détecter les changements d’apparence, de couleur, d’odeur et de séparation de phase.
   4. Mesurez le pH des quatre échantillons à température ambiante, à l’aide d’un pHömètre numérique calibré. Déterminez la viscosité à l’aide d’un viscomètre rotationnel selon les instructions du fabricant de l’équipement.
      REMARQUE : Les variantes ≤10 % sont acceptables. Des changements dépassant ce seuil peuvent indiquer une instabilité de formulation et doivent être approfondis. Si la formulation passe l’étude préliminaire, effectuez un test de stabilité accéléré.
2. Stabilité accélérée (90 jours)
   1. Préparez huit échantillons de la formulation cosmétique. Conservez quatre échantillons à 50 °C et quatre à 4 °C.
   2. Évaluez à 0, 1, 7, 15, 30, 60 et 90 jours.
   3. Évaluer et enregistrer les caractéristiques organoleptiques en inspectant visuellement la formulation pour détecter les changements d’apparence, de couleur, d’odeur et de séparation de phase.
   4. Mesurez le pH des échantillons à température ambiante, à l’aide d’un pHömètre numérique calibré. Déterminez la viscosité à l’aide d’un viscomètre rotationnel selon les instructions du fabricant de l’équipement.
      REMARQUE : L’évaluation de stabilité a été réalisée conformément aux directives établies par l’Agence brésilienne de surveillance^{de la santé 19}. Aux États-Unis, les tests de stabilité suivent les recommandations de la^{FDA 20}. Dans l’Union européenne, l’évaluation de la stabilité est conforme au Règlement (CE) n° 1223/2009²¹, qui impose l’inclusion d’un rapport sur la sécurité des produits cosmétiques (CPSR). L’annexe I de ce règlement exige des données de stabilité documentées pour soutenir la sécurité et la durée de conservation de la formulation cosmétique, les tests étant généralement réalisés conformément à la directive harmonisée ISO/TR 18811:2018²², « Lignes directrices sur les essais de stabilité des produits cosmétiques ».

Résultats

Le processus de séchage de l’écorce végétale est une étape cruciale pour préserver les composés bioactifs et garantir leur applicabilité dans les industries alimentaire, pharmaceutique et cosmécèutique. Inversement, un séchage insuffisant peut entraîner un assombrissement excessif, une perte d’arôme, une contamination microbienne et la dégradation des composés bioactifs, compromettant ainsi la qualité de l’écorce brute. Le tableau 1 résume les critères utilisés pour dist...

Discussion

Le protocole présenté ici décrit un flux de travail reproductible pour la synthèse verte de MgNP à l’aide d’extrait de S. adstringens et leur intégration dans une formulation de sérum nanophytocosmétique. Plusieurs étapes sont cruciales pour garantir des résultats fiables. Premièrement, la collecte et la documentation du matériel végétal doivent être soigneusement standardisées, incluant un enregistrement précis des coordonnées géographiques, des conditions environnementales et ...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Plaques à 96 puits	Sigma-Aldrich	M0812	Tests cellulaires
Alcool benzylique & Acide déshydroacétique	Sigma-Aldrich	1,09,626	Conservateur
Tubes centrifugeuses (15 mL / 50 mL)	Faucon (Corning)	430766	Manipulation des échantillons
Acide citrique	Sigma-Aldrich	C0759	Ajustement du pH
Incubateur CO2	ThermoFisher Scientific	3110	Incubateur CO2 utilisé pour la culture cellulaire
Matériau filtre en coton	Fournisseur local	LH R/260	Filtration
Dessiccateur	Merck  ;	BAF424002141	Séchage
DPPH (2,2-diphényl-1-picrylhydrazyle)	Sigma-Aldrich	D9132	Dosage antioxydant
Four de séchage	Nova & Eacute ; TICA	400/5NDR	Four pour le séchage de la matière végétale
Four facile	SolidSteel	SSE-85L	Four utilisé pour des tests de stabilité esthétique
Fioles Erlenmeyer 1000 mL	VIDROLABOR	76200B01000	Extraction
Éthanol (98 %)	Dinamica-Quimica contemporanea	p.10.0051.015.36	Solvant d’extraction
Sérum fœtal bovin (FBS)	Gibco (Thermo Fisher)	ES-009-C	Supplément
Congélateur	Gelopar	GTPC-575	Congélateur utilisé pour les tests de stabilité
Glycérine	Bottica botanika	TBV084.003904.086	Humectant
Acide hyaluronique (faible poids moléculaire)	Bottica botanika	J201220136	Agent hydratant
Acide chlorhydrique (HCl)	Sigma-Aldrich	1,00,317	Solubilisation MTT
Hydroxyéthylcellulose (HEC)	Bottica botanika	AH230641697	Épaississant
Isopropanol	Sigma-Aldrich	100995  ;	Solubilisation MTT
Moulin à couteaux	7LAB	920Willye 4 fois ; 4 lames	Broyage des feuilles, des racines, des graines et des tubercules
Chlorure de magnésium (MgCl2)	Sigma-Aldrich	1,01,872	Synthèse de nanoparticules
Agitateur magnétique et trait de trait ; Plaque chauffante	IKA	5030000	Mixage
Méthanol	Sigma-Aldrich	900641	Essai DPPH
Feuilles de mica	ThermoFisher Scientific	NC9655733	Préparation AFM
Lecteur de microplaques	ThermoFisher Scientific	Multiskan GO 1510-03581	Lecteur de microplaques
Réactif MTT	Sigma-Aldrich	CT01-5	Essai de viabilité cellulaire
Cellules NHDF	BCRJ	0089	Fibroblastes dermiques humains
Niacinamide	Bottica botanika	211847	Ingrédient actif
Four	Termo Scientific	PR305225M	Séchage
Pénicilline & ndash ; Streptycine	Gibco (Thermo Fisher)	15140122	Antibiotique
Compteur	Digimed	DM-220	Utilisé pour le monotage du pH dans les tests de stabilité
Pipettes et embouts  ;	Eppendorf	30078551	Manutention des liquides
Eau purifiée / distillée	Merck (Milli-Q)	ZIX7010T0C	Usage général
Réfrigérateur	Metalfrio	VB40W & nbsp ;	Réfrigérateur utilisé pour les tests de stabilité
Viscomètre rotatif	Novotest	VISC-5SA	Utilisé pour mesurer la visosité dans les tests de stabilité
RPMI-1640 moyen	Gibco (Thermo Fisher)	; 11875093	Culture cellulaire
Échelle	BEL Ingénierie	HPBG-2285	Balance pour la pesée des matériaux
Microscope à sonde à balayage	SHIMADZU	SPM-9700HT	AFM, microscope à sonde à balayage
Hydroxyde de sodium (NaOH)	Dinamica-Quimica contemporanea	P.10.0594.024.00	Ajustement du pH
Spectrophotomètre	ThermoFisher Scientific	A51119700C	Absorbance
Vitamine C (acide ascorbique)	Sigma-Aldrich	PHR1008	Contrôle positif
Zetasizer Pro	Malvern Panalytical	Zetasizer Pro	Pour la diffusion dynamique de la lumière et la taille zêta