La respiration basale du sol comme méthode pour déterminer l’influence de la gestion des sols et de l’activité microbienne

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour évaluer la respiration basale du sol à l’aide d’un analyseur de gaz infrarouge (IRGA) permettant un suivi contrôlé et continu de la dynamique du CO₂ du sol dans des conditions contrôlées et une évaluation reproductible de l’activité microbienne.

Résumé

La respiration du sol représente le transfert de CO₂ du sol vers l’atmosphère et constitue l’un des plus grands flux de carbone terrestres après la production primaire brute. Parce qu’il est principalement alimenté par l’activité métabolique des organismes du sol, il est largement reconnu comme un indicateur sensible de l’activité biologique du sol, du renouvellement carbone et des impacts des perturbations environnementales ou liées à la gestion. La respiration du sol intègre plusieurs sources de CO₂, notamment la respiration autotrophe provenant des racines des plantes et des micro-organismes de la rhizosphère, ainsi que la respiration hétérotrophe associée à la décomposition microbienne de la matière organique. Mesurée en l’absence de substrats externes ou d’apports récents en nutriments, la respiration microbienne est appelée respiration basale du sol (SBR).

Cet article présente un protocole basé sur un analyseur de gaz infrarouge (IRGA) pour quantifier la SBR dans des conditions de laboratoire contrôlées. Pour isoler la composante hétérotrophe attribuable uniquement au métabolisme microbien, les flux de CO₂ d’origine végétale sont exclus en utilisant des échantillons de sol préconditionnés, tamisés et homogénéisés incubés dans des conditions standardisées d’humidité et de température, permettant de quantifier l’évolution cumulative du C-CO₂ au fil du temps, fournissant un proxy robuste de la biomasse microbienne, de l’activité et de la santé des sols. Le protocole comprend la préparation du sol, l’ajustement de l’humidité, l’incubation en flacon scellé, la mesure du CO₂ basée sur l’IRGA, et le calcul de la respiration cumulative.

Dans cette étude, nous avons évalué la SBR à l’aide d’un analyseur de gaz infrarouge (IRGA), qui permet de surveiller la dynamique du CO₂ du sol dans des conditions contrôlées. Des résultats représentatifs ont montré que l’ajout de compost améliorait la respiration microbienne dans les sols arides du désert de Tabernas, indiquant une forte stimulation des processus microbiens après un amendement organique. Ces résultats soulignent l’utilité de la SBR comme indicateur des effets de la gestion des sols sur l’activité microbienne, en particulier dans les environnements arides dégradés. Méthodologiquement, le protocole basé sur l’IRGA offre un outil pratique pour la recherche et l’enseignement liés à la dynamique du carbone des sols.

Introduction

La respiration du sol est un processus biogéochimique central qui englobe le flux de dioxyde de carbone (CO₂) de la surface du sol vers l’atmosphère. On estime qu’il s’agit du deuxième plus grand flux de carbone terrestre après la production primaire^{brute 1} et qu’il contribue de manière significative au cycle mondial^{du carbone 2}. Ce processus est essentiel au renouvellement du carbone dans les écosystèmes terrestres et est de plus en plus utilisé comme un indicateur sensible de l’activité biologique des sols et de la dynamique de séquestration du carbone ^3,4.

La respiration du sol provient de multiples sources et est généralement classée en deux composantes biologiques principales : la respiration autotrophe, issue du métabolisme des racines des plantes et des micro-organismes associés à la rhizosphère, et la respiration hétérotrophe, associée à la décomposition microbienne de la matière organique du^{sol 5,6}. Des sources non biologiques telles que l’altération^{carbonatée 7} et la photodégradation⁸ peuvent également contribuer dans des conditions spécifiques. Pour isoler la composante hétérotrophe attribuable uniquement au métabolisme microbien, les flux de CO₂ d’origine végétale doivent être exclus.

Dans ce contexte, la respiration microbienne est définie comme la production de CO₂ ou l’absorption d’O₂ par des micro-organismes — y compris bactéries, champignons, protozoaires et algues — à la suite de processus métaboliques aérobies^{ou anaérobies 9}. Mesurée en l’absence de substrats externes ou d’apports récents en nutriments, la respiration microbienne est appelée respiration^{basale 10}. La respiration basale reflète l’activité métabolique endogène de la communauté microbienne native et est souvent utilisée comme un indicateur de la biomasse microbienne, de l’activité et de la sensibilité aux perturbations environnementales ou anthropiques^11,12.

Pour évaluer avec précision la respiration basale, des mesures en laboratoire sont effectuées sur des échantillons de sol préconditionnés, tamisés et homogénéisés. Ce pré-traitement élimine efficacement les racines et la macrofaune, éliminant ainsi la respiration autotrophe et permettant de cibler l’activité microbienne hétérotrophe. Bien que le tamisage modifie la structure originale du sol, il améliore l’homogénéité et la reproductibilité des échantillons, et facilite l’étude des processus microbiens en isolation⁹. L’incubation est généralement réalisée dans des conditions environnementales contrôlées, telles que 25 °C et 60 % de la capacité du champ du sol, afin d’optimiser l’activité microbienne sans favoriser des groupes fonctionnels spécifiques^13,14. Dans ce contexte, l’humidité du sol et la capacité de champ sont des paramètres critiques car la respiration microbienne est très sensible à la disponibilité de l’eau, qui régule la diffusion du substrat, l’apport en oxygène et le métabolisme microbien. Pour cette raison, les mesures de la respiration basale sont couramment réalisées dans des conditions d’humidité standardisées, exprimées en proportion de la capacité du champ. Le C-CO₂ évolué sur une période d’incubation est quantifié comme une mesure de la respiration^{basale 15}.

Ce protocole est particulièrement adapté aux études d’incubation contrôlée en laboratoire visant à évaluer l’activité microbienne par respiration basale dans des sols préconditionnés. Il est particulièrement utile pour comparer les sols soumis à différentes pratiques de gestion, telles que l’amendement organique ou d’autres perturbations, en utilisant des échantillons homogénéisés dans des conditions standardisées de température et d’humidité. Comme les apports de CO₂ d’origine végétale sont exclus, la méthode est la plus appropriée pour évaluer la composante hétérotrophe de la respiration du sol plutôt que la respiration totale du sol dans des conditions de terrain.

Plusieurs techniques analytiques ont été développées pour quantifier la respiration des sols, chacune variant en sensibilité, débit et complexité^{opérationnelle 9,16}. Les approches classiques incluent l’absorption alcaline suivie de la titration, les systèmes conductimétriques, la chromatographie en phase gazeuse et l’analyse des gaz infrarouges. Les méthodes à base d’alcali sont robustes et relativement peu coûteuses, mais elles offrent une résolution temporelle limitée et peuvent être affectées par une absorption ou une fuite incomplète du CO₂. Les méthodes conductimétriques permettent des mesures continues, bien qu’elles puissent être influencées par la température et la force ionique. La chromatographie gazeuse permet une quantification précise du CO₂ en espace de tête et permet la détermination simultanée d’autres gaz, mais elle nécessite des instruments spécialisés et du personnel formé, et le débit peut être limité. En revanche, les analyseurs de gaz infrarouges (IRGA) permettent un suivi rapide et répété de la concentration de CO₂ dans des conditions d’incubation contrôlées, ce qui les rend particulièrement utiles pour les mesures résolues dans le temps de la respiration microbienne. Cependant, les mesures IRGA nécessitent également un étalonnage approprié et un contrôle attentif des conditions d’incubation pour garantir la reproductibilité, et peuvent être affectées par la dérive du signal, des interférences de vapeur d’eau et une fiabilité réduite à des concentrations élevées de CO₂. Les développements récents ont élargi la disponibilité des systèmes de respiration des sols basés sur l’infrarouge et le NDIR, y compris des plateformes à faible coût basées sur des chambres et par capteurs pour des applications de laboratoire et ^{de terrain 24,25}. Dans les incubations à fioles fermées, le rapport espace-tête et sol ainsi que l’intervalle entre les mesures doivent être ajustés selon le taux de respiration attendu afin d’éviter une accumulation excessive de CO₂ pendant l’incubation. Des protocoles récents basés sur l’IRGA ont également été publiés pour soutenir des mesures standardisées en laboratoire de la respiration du sol dans des conditions d’incubation^{contrôlées 26,27}, et des directives méthodologiques standardisées pour les mesures de respiration du sol ont également été proposées dans le protocole^{FAO 28 récent.} Dans ce contexte plus large, la respiration basale peut également être considérée comme un élément de l’évaluation de la santé des sols dans les expériences agricoles à long terme. Il reflète l’activité métabolique microbienne et la minéralisation du C, tandis que des indicateurs tels que le flush du CO₂, le carbone oxydable au permanganate et la capture du carbone organique du sol sont des aspects complémentaires du fonctionnement^{du sol 29}. Dans cette étude, nous avons utilisé un IRGA pourquantifier les taux de respiration basaux à partir d’échantillons de sol incubés. Cette méthode permet un suivi répété de l’efflux de CO₂ pendant la période d’incubation, facilitant l’évaluation de l’activité métabolique microbienne dans des conditions d’humidité et de thermes définies. Le protocole suivant décrit la procédure de laboratoire utilisée pour mesurer la respiration basale dans les sols soumis à différentes conditions de gestion.

Protocole

1. Préparatifs

1. Collection d’échantillons :
   1. Prélever des échantillons par horizon du sol ou entre 0 et 10 cm en cas d’études superficielles.
      REMARQUE : Utilisez des outils et des gants désinfectés pour éviter les contaminations microbiennes.
   2. Placez les échantillons dans des sacs isothermes et transportez-les au laboratoire dans une boîte réfrigérée.
   3. Si le prétraitement du sol ne peut pas être effectué immédiatement, conservez les échantillons à 4ºC (de préférence pas plus de 48 heures).
   4. Laissez les échantillons s’équilibrer à température ambiante pendant au moins 2 heures avant le traitement et l’incubation.
2. Préparation des matériaux et prétraitement du sol :
   1. Désinfectez les matériaux de laboratoire en les immergeant dans de l’eau de Javel à 10 % ou à 70 % d’éthanol pendant 30 minutes, puis rincez soigneusement à l’eau distillée et laissez-les sécher à l’air libre avant utilisation.
      ATTENTION : Portez des gants, une blouse de laboratoire et des lunettes lorsque vous utilisez ces produits chimiques.
   2. Laissez les échantillons à température ambiante pendant 2 heures pour stabilisation.
   3. Prélève un tamis à 2 mm. Éliminez les racines et les débris grossiers à l’aide d’une pince à épiler.
   4. Nettoyez le tamis après chaque échantillon avec les solutions désinfectantes et séchez avec un essuie-tout.
3. Déterminer l’humidité du sol (quantité d’eau présente) et la capacité de champ (eau capable de retenir le sol⁾¹⁷.
   1. Calcul de l’humidité du sol : Déterminer l’humidité du sol en séchant au four (105ºC) 20 g d’échantillon dans une capsule céramique pendant 24 heures¹⁸ [Équation 1].
      [Égalisation 1]
   2. Déterminer la capacité de champ à l’aide d’un appareil à membrane de pression « Richards^{» 19}.
      1. Placez des échantillons de sol sur les plaques en céramique de l’appareil, délimitées par des anneaux en plastique.
      2. Ajoutez de l’eau distile jusqu’à saturation et laissez au moins 24 heures. Ensuite, appliquez une pression de −0,33 bar (−33 kPa) pour les autres 24 heures. Puis déterminez à nouveau l’humidité du sol selon l’équation 1.
4. Déterminer la densité du sol (g·^mL-1). Remplissez un bocal goudronné et en volume connu avec l’échantillon de terre séchée au four et notez le poids du sol. La densité du sol est le rapport poids/volume du bocal.
5. Préparation de l’échantillon pour l’incubation :
   1. Réglez la température de l’incubateur à 25 °C. La norme UNE-EN ISO 16072:2002 (Qualité du sol : méthodes de laboratoire pour la détermination de la respiration microbienne, https://www.iso.org/standard/32096.html) suggère que la température est comparable entre les études).
   2. Estimez les conditions d’humidité : Calculez le volume de distillé nécessaire pour que chaque échantillon atteigne 60 % de la capacité du champ à partir de sa teneur initiale en humidité^{du sol de 20,21}. Ce sera le niveau d’humidité au début de l’expérience et aucun ajustement de l’eau n’est nécessaire pendant la période d’incubation.
   3. Sélection de la quantité de sol : La quantité de sol utilisée peut varier en fonction de sa teneur en matière organique (plus la teneur en matière organique est élevée, moins le sol est nécessaire pour l’expérience)²¹. Cependant, 20 g est suggéré comme quantité de référence.
   4. Placez les échantillons dans des fioles en verre de 100 mL et ajoutez de l’eau distile jusqu’au pourcentage d’humidité de 60 % de capacité du champ. Scellez les fioles avec un septaum et placez-les dans l’incubateur.

2. Mesures de concentration de_CO2

1. Intervalle de mesure :
   1. Effectuer des mesures de_CO2 à des intervalles sélectionnés selon le taux de respiration attendu du sol afin d’éviter l’accumulation excessive de CO₂ dans le paysage de la fiole.
   2. Évitez les concentrations supérieures à 10 % (100 000 ppm) pour éviter l’inhibition de l’activité microbienne. Raccourcir les intervalles de mesure si les concentrations dépassent ce seuil. Effectuez des mesures quotidiennes pendant la première semaine et tous les 3 ou 4 jours par la suite, dans l’exemple représentatif montré plus loin.
2. Mesures des concentrations de CO2 ( %) avec un analyseur de gaz à espace de tête infrarouge (IRGA)
   1. Calibrez l’IRGA avant chaque session de mesure selon les instructions du fabricant ou en utilisant un étalon zéro (air ou azote sans CO₂) et au moins un étalon de plage de concentration connue de CO₂ dans la plage de mesure. Vérifiez la stabilité de l’instrument et corrigez la dérive de base selon les instructions du fabricant. Enregistrez les paramètres d’étalonnage avant les mesures de l’échantillon.
   2. Dans l’appareil IRGA décrit dans la liste des matériaux, connectez une aiguille avec un capillaire à l’instrument...
   3. Insérez le neddle à travers le septum dans le flacon pour extraire une aliquote de gaz et noter la concentration de CO₂ ( %).
   4. Effectuez des lectures répétées par échantillon jusqu’à ce que le signal se stabilise.
3. Reconditionnement des échantillons
   1. Laissez les flacons ouverts dans une zone propre et protégée de la poussière et des flux d’air (de préférence dans une chambre à écoulement laminaire) pendant une demi-heure après chaque mesure afin de renouveler l’air et d’éviter des conditions anaérobies. Ne mélangez pas et n’agitez pas le sol pendant cette étape d’aération.
   2. Refermant les flacons avec le septum et remettez-les dans la chambre d’incubation.
4. Correction du CO₂
   1. Ajoutez un flacon sans terre mais avec les mêmes conditions de fonctionnement pour compenser un blanc.
   2. Soustrayez les valeurs de l’espace blanc aux échantillons pour éliminer les conditions environnementales de CO₂ .
      REMARQUE : Faites attention à ne pas expirer près des fioles ouvertes. Cela peut biaiser les résultats.

3. Calcul de la respiration basale du sol (SBR)

1. Déterminez le volume d’espace libre dans le flacon (Vhs) en soustrayant le volume occupé par le sol (densité globale) et l’eau ajoutée du volume total du flacon [Eq 2].
2. Estimez le volume du sol en utilisant des mesures de densité globale et calculez le volume d’eau à partir de l’humidité ajoutée. Utilisez ce volume d’espace de tête corrigé dans tous les calculs ultérieurs.
3. Détermination du volume d’espace libre dans le flacon (Vhs) : Il se réfère au volume du flacon moins le volume du sol et de la teneur en eau [Eq 2].
   [Égalisation 2]
4. Estimation du volume de CO₂ dans la fiole
   1. Obtenir le volume de CO₂ dans le flacon à partir des lectures IRGA de la concentration de_CO2 ( %), en tenant compte de la tête effective du volume du flacon [Eq 3].
      
      [Égalisation 3]
5. Estimation des moles de CO₂ expirées à partir des échantillons de sol :
   1. Obtenir des moles de CO₂ expirées à partir des échantillons de sol en résolvant n dans l’équation de la loi des gaz idéaux (P ∙ V = n ∙ R ∙ T) [Équation 4], après avoir remplacé le V précédemment calculé dans [Équation 3].
      [Égalisation 4]
6. Estimation du flux de CO₂ (mg_{C-CO 2} ^kg-1 sol sec ^jour-1)
   1. Des mesures individuelles de %_CO2 doivent être ajoutées et le flux final de_CO2 est estimé à l’aide de [Eq 5] avec les considérations suivantes : i) poids correct de l’échantillon en tenant compte de l’humidité du sol ; ii) considérer qu’un mol de_CO2 représente 12 g de C (12000 mg de C).
      
      [Égalisation 5]
      où :
      P = pression de gaz à l’intérieur du flacon. Cela devrait être équivalent à atmosphérique (atm). Correctes pour vos valeurs de localisation.
      Vhs = volume d’espace de tête gazeux dans la fiole (L)
      [ % CO₂] = concentration de_CO2 mesurée avec l’IRGA
      R = constante de gaz = 0,082 L·atm· K⁻¹·mol⁻¹
      T = Température d’incubation en kelvin
      Sol sec = masse de sol sec en kg
      t = temps d’incubation en jours
      Un flux de travail résumé du protocole est présenté à la Figure 1.

Figure 1 : Flux de travail du protocole de respiration basale du sol basé sur l’IRGA, de l’échantillonnage et préconditionnement du sol à l’incubation, la mesure IRGA et les calculs. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Résultats

Les résultats présentés dans cet article correspondent à une expérience où des sols faiblement fertiles ont été amendés avec du compost pour augmenter les paramètres de fertilité et l’activité microbiologique. Les sols originaux ont été arpentés dans le « désert des Tabernas » (sud-est de l’Espagne), une région au climat semi-aride et aux sols pauvres^{développés.} Environ 40 kg des 30 cm supérieurs d’un champ agricole ont été prélevés, emmenés au laboratoire et tami...

Discussion

La respiration du sol est un indicateur sensible de l’activité microbienne et de la décomposition de la matière organique, fournissant des informations remarquables sur les effets de la gestion des ^{sols 23,24}. L’approche expérimentale décrite dans cet article fournit un cadre simple et puissant pour quantifier l’activité microbienne du sol grâce à des mesures d’émissions de CO₂ dans des conditions de laboratoire^...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
2 mm sieve
Fioles hermétiques ou flacons avec joints (100 mL)
Balance analytique
Extracteur à plaque de pression d'air	Soil Moisture Equipment Corp, Goleta, CA, USA	1600F1	Pour calculer la capacité au champ
Eau désionisée ou eau distillée stérilisée
Équipement d'incubation	VWR Inc. Radnor, PA, USA	IL 250R PREMIUM
Marqueur indélébile
IRGA mesureur de concentration de CO2	Ametek Inc. Berwin, PA, USA	CheckMate 4	https://www.ametekmocon.com/products/headspacemapgasanalyzers/checkmate-4
Sacs et boîte isothermes			Pour transporter les sols au laboratoire
Four de laboratoire			Il doit permettre un réglage de 105ºC
Chambre à flux laminaire	CRUMA	HZ-1	Facultatif à l'étape 2.3
Bouchon à septum pour sceller hermétiquement les flacons
Échantillons de sol			Prélevés de manière représentative dans la zone à étudier.
Réactifs stérilisants			De l'eau de Javel (10%) ou de l'éthanol (70%) peuvent être utilisés