In utero Modèle fœtal d’agneau d’une obstruction de l’afflux mitral, induisant une physiologie hypoplasique de type syndrome du cœur gauche

Résumé

Ce protocole décrit un modèle in utero de l’agneau fœtal d’obstruction de l’afflux mitral utilisant une restriction par ballonnet de l’afflux auriculaire gauche pour induire une physiologie hypoplasique de type syndrome du cœur gauche, avec une surveillance hémodynamique continue et des techniques affinées d’implantation du ballonnet auriculaire gauche.

Résumé

Le syndrome hypoplasique du cœur gauche (HLHS) est une malformation cardiaque congénitale sévère caractérisée par un sous-développement du ventricule gauche (VVE), de la valve mitrale, de la valve aortique et de l’aorte ascendante. Basé sur la théorie du « pas de flux, pas de croissance », ce protocole décrit un modèle reproductible de mouton fœtal qui restreint l’afflux mitral afin d’altérer la croissance du VE in utero. Vers 120 jours de gestation, une laparotomie maternelle et une hystérotomie sont réalisées, suivies d’une thoracotomie fœtale gauche. Un cathéter ballonnet est introduit dans l’oreillette gauche (LA), laissé dégonflé lors de l’opération, puis gonflé à partir d’environ le troisième jour postopératoire pour restreindre l’afflux mitral, jusqu’à ce que le flux antéritérien dans l’aorte ascendante soit nettement réduit ou aboli, comme le confirme une sonde de flux après la récupération maternelle. Les changements hémodynamiques sont continuellement surveillés via la pression artérielle carotide fœtale et une sonde de flux aortique ascendant. Les fœtus sont maintenus jusqu’à trois semaines et subissent une nécropsie. Les étapes cruciales incluent la pose et la sécurisation de façon atraumatique de la sonde de flux aortique et du ballon LA dans le fœtus fragile, ainsi qu’une prévention méticuleuse de la perte de liquide amniotique avant et après la fermeture utérine. Ce modèle offre une plateforme pour étudier les mécanismes du HLHS, valider les biomarqueurs d’imagerie, évaluer les interventions thérapeutiques prénatales ou périnatales, et orienter le développement de stratégies préventives.

Introduction

Le syndrome hypoplasique du cœur gauche (HLHS) est une forme sévère de cardiopathie congénitale caractérisée par un sous-développement des structures du cœur gauche et de l’aorte¹. Comme le petit ventricule gauche (VE) ne peut pas supporter une perfusion systémique, la circulation devient dépendante du ventricule droit, ce qui entraîne une physiologie monoventriculaire. Par conséquent, le HLHS nécessite généralement une série de chirurgies à cœur ouvert par étapes.

L’étiologie du HLHS est multifactorielle, avec à la fois des facteurs génétiques ^2,3 et des altérations du flux sanguin mécanique^embryonnaire 3,4,5,6,7,8 reconnus comme des facteurs majeurs au développement de la maladie. Récemment, les interventions fœtales visant à modifier le flux sanguin pour favoriser la croissance du VLE ont reçu une attention^{croissante 9,10}, soulignant un besoin crucial de modèles HLHS chez les grands animaux pour améliorer la compréhension mécanistique et soutenir le développement de stratégies thérapeutiques.

Les moutons fœtaux sont fréquemment utilisés pour modéliser les maladies cardiaques congénitales humaines car ils tolèrent les instruments chroniques et les interventions chirurgicales, et ont une taille corporelle à la naissance similaire à celle des nouveau-nés^{humains 11}. Bien que les modèles porcins soient largement utilisés en recherche cardiovasculaire et ressemblent davantage au cœur humain sur certains aspects génétiques et anatomiques, ils sont difficiles à gérer lorsque des câbles extracorporels sont nécessaires, car ils peuvent tirer ou s’emmêler dans des lignes externalisées. Par conséquent, pour les études nécessitant des câbles électriques extériorisés chroniques et/ou des cathéters de surveillance de pression, les moutons ou les bovins sont souvent préférés. Ces ruminants sont généralement plus calmes que les porcs et peuvent être mieux gérés dans des environnements restreints.

Actuellement, les tentatives chez de grands animaux pour reproduire le phénotype HLHS ont principalement été utilisées dans des modèles d’agneaux fœtaux utérus. Les cœurs de mouton ressemblent beaucoup à ceux humains, avec une configuration à quatre chambres, des structures valvulaires atrioventriculaires et semi-lunaires, ainsi que des motifs d’artères coronaires similaires. Le premier modèle fœtal d’agneau de HLHS a été rapporté par Fishman et ^al.12 dans les années 1970, avec d’autres modèles développés plus de quarante ans plus tard. Plusieurs approches ont été utilisées pour induire une obstruction de l’apport mitral et créer une hypoplasie du VE chez les agneaux^{fœtaux 7,8,13}, y compris in utero. Occlusion du foramen ovale fœtal avec un stent⁷, occlusion de l’afflux du VE par des bobines en platine placées au-dessus de la valve^{mitrale 8}, et insertion et gonflage d’un cathéter ballonnet dans l’oreillette gauche (LA) pour obstruer l’entrée mitrale¹³. Cependant, les taux de survie (jusqu’à un critère postopératoire défini) restent relativement faibles, allant de 42 ^%8,13 à 58 ^%7, soulignant la nécessité d’approches plus sûres et moins invasives.

Le modèle décrit ici utilise le gonflement par ballonnet auriculaire gauche pour obstruer l’afflux mitral et représente une approche expérimentale prometteuse pour induire une physiologie de type HLHS et tester des interventions visant à inverser la décharge du VVE. Cependant, comme pour d’autres modèles d’agneaux fœtals, des taux de survie relativement faibles restent une limitation significative. Un affinement chirurgical supplémentaire vers des techniques moins invasives est donc nécessaire. Cette étude décrit des méthodologies visant à améliorer la sécurité et la faisabilité de l’implantation du ballonnet LA chez les agneaux fœtaux chroniques. L’accent principal est mis sur la faisabilité chirurgicale et la sécurité ; bien que les données sur les résultats à long terme restent limitées, ce modèle peut être utile pour étudier les mécanismes du développement altéré du VE et pour élaborer des stratégies thérapeutiques.

Protocole

Ce protocole expérimental a été approuvé par le Comité de soins et d’utilisation des animaux institutionnels de l’Institut de recherche Abigail Wexner de l’Hôpital Nationalis pour enfants (AR24-00184). Toutes les procédures suivaient les directives du Guide des National Institutes of Health pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Cette étude respectait les directives ARRIVE (Recherche animale : Déclaration d’In Vivo. Des expériences). Les moutons enceintes du Dorset (65–79 kg, 117–120 jours de gestation) ont été logés dans un environnement spécifique sans agents pathogènes, avec un accès libre à la nourriture et à l’eau, pendant au moins une semaine avant l’opération. Le matériel utilisé dans cette étude est listé dans le tableau des matériaux.

Critères d’aboutissement humains :

Complications liées à l’entretien de la ligne.

Les cathéters et le câble de la sonde de flux insérés dans le fœtus sont externalisés par l’utérus et le flanc de la brebis et fixés à l’extérieur du corps. Ces lignes externalisées peuvent devenir obstruées en raison d’une thrombose ou d’un courbement, ou être déplacées par le mouvement de l’animal. Les complications qui en résultent peuvent inclure une infection ou un saignement important. Les signes de complications incluent un manque de retour sanguin lors de l’échantillonnage, des erreurs de surveillance persistantes, l’incapacité à injecter à travers la ligne, le déplacement de la ligne et des saignements importants. Les lignes obstruées peuvent rester en place s’il n’y a aucun signe d’infection ou de saignement. En cas de saignement incontrôlé après l’ablation de la ligne, ou de signes évidents d’infection liés à une ligne obstruée, la brebis et les fœtus seront euthanasiés.

Accouchement prématuré.

Le travail prématuré peut survenir à n’importe quel stade de la grossesse et est plus probable après une intervention cardiaque fœtale. Les premiers signes incluent un gonflement et une relaxation de la vulvaire. L’apparition du sac amniotique indique un accouchement imminent, qui survient généralement dans les 30 minutes suivant la rupture. Si des signes de travail prématuré sont observés, la brebis et le fœtus seront euthanasiés pour mettre fin à l’expérience et procéder à une nécropsie.

Décès fœtal.

La mort fœtale peut survenir à n’importe quel stade de la grossesse, en particulier après une intervention cardiaque fœtale. Bien que la mort fœtale entraîne souvent un accouchement prématuré, elle peut également entraîner une infection systémique chez la brebis. Si la brebis montre des signes clairs de progression du travail ou si un fœtus est jugé non viable, une procédure terminale sera réalisée, et la brebis ainsi que les fœtus seront euthanasiés.

Avortement avec dystocie après décès fœtal.

Si un fœtus décède alors qu’un co-jumeau survit, la rétention du fœtus décédé peut augmenter le risque d’avortement, avec ou sans dystocie. Cela peut se manifester par des changements dans les signes vitaux ou une agitation chez la brebis. Si une dystocie survient, la brebis et le fœtus seront euthanasiés pour mettre fin à l’expérience et procéder à une nécropsie.

Saignement maternel massif.

Une brebis enceinte peut présenter une hémorragie en tant que complication de l’incision utérine ou abdominale. Les signes incluent des saignements vaginaux, de la léthargie et des anomalies persistantes des signes vitaux. Une hémorragie sévère peut entraîner la formation d’un hématome ou un choc. Si la perte de sang empêche le maintien de la pression artérielle moyenne physiologique, ou si la tachycardie persiste malgré l’intervention, et que des signes d’effondrement cardiovasculaire imminent sont observés, une euthanasie sera pratiquée.

Dégâts ou migration de ballon.

Une lésion ou un déplacement du ballon peut entraîner une obstruction inefficace de l’entrée du ventricule ventriculaire. Une simple déflation par ballonnet due à des dommages peut ne pas produire de signes cliniques si l’hémodynamique fœtale reste stable. Si un déplacement se produit dans la configuration interne de la LA, des saignements intrathoraciques et une mort fœtale peuvent survenir. En cas de saignement important menant à la mort fœtale, les brebis et les fœtus seront euthanasiés.

Déhiscence du site chirurgical et/ou infection de la plaie.

La déhiscence du site chirurgical survient généralement 5 à 8 jours après l’opération et peut se manifester par une infection, une nécrose tissulaire ou une hernie des organes internes. Les infections des plaies peuvent survenir dans les semaines suivant l’opération. Si l’intervention est possible, un traitement sera fourni ; Si la maladie devient mortelle, l’euthanasie sera envisagée.

1. Préparation animale

1. Prélever du sang dans la veine jugulaire de la brebis pour confirmer la négativité de la fièvre Q à l’arrivée.
2. Acclimatez les moutons à un montant pour une surveillance continue postopératoire.
3. Évaluer le mouton par l’équipe vétérinaire une semaine avant l’opération. Animaux en bonne santé rapide toute la nuit avant l’anesthésie.
4. Administrez du diazépam (0,5 mg/kg) et de la kétamine (4 mg/kg) via la veine jugulaire interne pour la sédation.
5. Intubez la brebis avec un tube endotrachéal à un seul lumen de 8–9 mm et initiez l’anesthésie avec de l’isoflurane (1 %–5 %). Maintenir l’anesthésie avec de l’isoflurane (1 % à 5 % en oxygène) ou une perfusion continue de propofol (à partir de 30 mg/kg/h ; plage : 20–45 mg/kg/h).
6. Insérez une sonde orogastrique pour décompresser l’estomac et le rumen.
7. Insérez un cathéter veineux à un seul lumen (16–18G) dans la veine céphalique ou jugulaire pour l’administration de liquides, l’infusion de propofol et l’administration de médicaments selon les besoins.
8. Placez une ligne artérielle (22–24G) dans l’artère auriculaire, fémorale ou radiale pour une surveillance continue de la pression artérielle et un prélèvement sanguin.
9. Rasez toute la zone abdominale, en s’étendant jusqu’aux régions dorsale et inguinale. Préparez le site chirurgical avec de la chlorhexide, de la povidone-iode ou de l’alcool.
10. Transférez les moutons au bloc opératoire. Placez l’animal en position couchée sur une table chirurgicale et placez un appareil de chauffage sous la brebis pour éviter l’hypothermie. Sécurisez tous les membres.
11. Appliquer des moniteurs non invasifs, dont un brassard de tension artérielle sur le membre avant droit, un oxymètre de pouls sur l’oreille ou la langue, ainsi que des électrocardiogrammes pour surveiller la tension artérielle maternelle, la saturation en oxygène et le rythme cardiaque.
12. Administrez de la céfazoline (50 mg/kg) pour la prophylaxie antibiotique avant l’incision. Répétez toutes les 4 heures pendant la procédure si besoin.

2. Laparotomie et hystérotomie de la brebis et thoracotomie du fœtus

1. Réalisez une laparotomie médiane pour exposer l’utérus. Palper l’utérus et compter le nombre de fœtus.
2. Extérioriser doucement l’utérus. Sélectionnez un site d’hystérotomie mesurant environ 10 à 15 cm, selon la taille fœtale.
3. Placez une suture en forme de cordon à main (1 suture tressée absorbable) avant de réaliser l’hystérotomie pour contrôler les fuites de liquide amniotique. Ouvrez la paroi utérine couche par couche à l’aide de l’électrocautérage.
4. Placez quatre pinces Babcock le long de l’incision utérine pour sécuriser toutes les couches et éviter la perte de liquide amniotique. Assurez-vous que la membrane amniotique (couche la plus interne) est incluse.
5. Placez une suture continue en continu le long du bord de l’incision en utilisant de la soie 2-0 pour maintenir l’apposition de la membrane amniotique à la paroi utérine.
6. Externaliser doucement la tête fœtale et fixer la suture de la bourse utérine avec un hémosat (Figure 1A). Couvrez le visage fœtal d’un cache-plastique personnalisé avec une ouverture pour la sonde d’échocardiographie intracardiaque (ICE) afin de maintenir l’humidité.
7. Stabilisez la tête fœtale à l’aide de gaze pour maintenir une position allongée.
8. Insérez une sonde ICE dans l’œsophage fœtal par la bouche et effectuez une échocardiographie transœsophagienne (TEE) (Figure 1A).
9. Obtenez des mesures échocardiographiques de base.
   REMARQUE : L’évaluation échocardiographique de base inclut une évaluation qualitative de l’anatomie cardiaque et de la contractilité ventriculaire, ainsi que des mesures quantitatives de la taille de la chambre ventriculaire et de la fonction systolique lorsque la qualité de l’image est suffisante.
10. Administrez une combinaison de médicaments intramusculaires contenant un analgésique, un anticholinergique et un agent bloqueur neuromusculaire (fentanyl 20 μg/kg, atropine 20 μg/kg et vécuronium 20 μg/kg) dans la cuisse fœtale pour réduire les mouvements pendant la chirurgie.
11. Faites une incision du cou et exposez la veine jugulaire et l’artère carotide.
12. Insérer un cathéter rempli de liquide dans l’artère carotide pour le suivi de la pression artérielle et un autre dans la veine jugulaire pour la pression veineuse centrale (Figure 1B).
    REMARQUE : Liguez les extrémités distales des vaisseaux et sécurisez les cathéters avec deux points de suture en soie 2-0.
13. Fermez l’incision du cou à l’aide de sutures de soie 2-0 tout en extériorisant les cathéters.
14. Alignez les deux lignes de pression avec une ligne de pression amniotique supplémentaire et fixez-les le long du cou fœtal à l’aide de sutures de soie 3-0.
15. Exposez la partie supérieure du corps fœtal en relâchant la suture du cordon utérin. Placez des points de suture de stay à la partie xiphoïde et dorsale pour sécuriser la position.
16. Fixez la tête et les membres antérieurs du fœtus à l’aide de gazes pour positionner le fœtus en position décubitus latérale droite.
17. Effectuez une thoracotomie fœtale au quatrième espace intercostal et ouvrez la cage thoracique à l’aide d’un écarteur côtical.
18. Ouvrez le péricarde et suspendez-le avec des points de suture en soie 4-0 pour exposer l’oreillette gauche (LA) et l’artère pulmonaire (PA).
19. Disséquez l’artère pulmonaire et l’aorte ascendante et entourez chacune avec des boucles vaisseuses.
20. Faites passer le câble d’une sonde de 6 mm à travers le second espace intercostal et positionnez-le autour de l’aorte ascendante.
21. Confirmez la qualité adéquate du signal en connectant la sonde à l’unité de mesure de débit.

3. Méthode d’implantation par ballonnet 1 : à l’intérieur de l’oreillette gauche (AL) (fœtus plus âgés que GA110)

1. Pincez l’oreillette gauche (LA) légèrement au-dessus de la rainure auriculo-ventriculaire à l’aide d’une petite pince pour vaisseau inclinée (Figure 2A).
2. Placez une suture en forme de cordon à bourse (suture polypropylène 6-0) sur l’appendice de la LA et fixez-la avec un garrot.
3. Incisez la paroi LA dans la suture à la corde à main avec des ciseaux fins. Confirmez que l’ouverture est suffisante pour l’insertion du ballonnet.
4. Insérez le cathéter ballonnet sur mesure dans le LA. Fixez le cathéter à l’aide de la suture à cordon précédemment placée et renforcez la fixation avec deux points supplémentaires en soie 4-0 (Figure 2B).
   REMARQUE : Le diamètre du ballon est d’environ 1,5 cm à 5 mL et de 2,7 cm à 10 mL de glycérine à 30 %. Bien que le ballon ait été testé en laboratoire pour tolérer l’inflation jusqu’à 17 mL, environ 10 mL ont été utilisés comme limite supérieure pratique pour l’in vivo. Inflation : car des volumes plus importants peuvent indiquer une mauvaise position ou une fuite et augmenter le risque de compression excessive ou de lésion tissulaire.
5. Effectuer une échocardiographie transœsophagienne (TEE) pour confirmer le bon positionnement du ballonnet. Confirmez que le ballon repose sur le plan mitral et ne reste pas à l’intérieur de l’appendice. Gonflez temporairement le ballon pour confirmer une obstruction fonctionnelle par réduction de l’apport mitral sur l’ET et réduisez ou disparaissez l’écoulement aortique ascendant antérigrade sur la sonde d’écoulement, puis dégonflez-le.
6. Fermez la cage thoracique lâchement avec trois points de suture en soie 2-0. Évitez de comprimer le cathéter ballonnet.
7. Externaliser le cathéter ballonnet de la cavité thoracique dans le même plan sous-cutané que le câble de la sonde de flux et orienter les deux vers la peau dorsale.
8. Fixez les deux câbles à la peau dorsale en au minimum deux points à l’aide de sutures en soie 2-0 (ancrage la peau, attache un câble, noue le second câble, puis ancre à nouveau la peau).

4. Méthode d’implantation par ballonnet 2 : à l’extérieur de l’oreillette gauche (LA) (fœtus plus jeunes que GA110)

1. Relâchez la suspension péricardique autour du LA et évaluez la relation entre le péricarde et la paroi du LA (Figure 3).
2. Placez deux points de suture 6-0 en polypropylène sur le cathéter ballon (une à la pointe et une à la base). Ancrez ces points de suture au péricarde aux positions correspondantes.
   REMARQUE : Positionnez le ballonnet sur l’aspect supérieur du LA lorsque le péricarde est fermé.
3. Fermez le péricarde lâchement à l’aide de sutures de soie 2-0.
4. Ajustez la position du ballon sous les indications TEE pour obtenir une compression LA adéquate. Assurez-vous que le ballon gonflé comprime le LA à partir de la partie caudale plutôt que de la face postérieure. Gonflez temporairement le ballonnet pour confirmer l’effet hémodynamique, puis dégonflez-le.
   REMARQUE : La compression adéquate est définie qualitativement comme une réduction visible de la taille de la LA et de l’apport mitral sur TEE sans compression des structures adjacentes, et fonctionnellement comme une réduction ou disparition d’un écoulement aortique ascendant antérigrade sur la sonde d’écoulement.
5. Fermez la cage thoracique lâchement avec trois points de suture en soie 2-0. Évitez de comprimer le cathéter ballonnet.
6. Externaliser le cathéter ballonnet de la cavité thoracique dans le même plan sous-cutané que le câble de la sonde de flux et orienter les deux vers la peau dorsale.
7. Fixez les deux câbles à la peau dorsale en au minimum deux points à l’aide de sutures en soie 2-0 (ancrage la peau, attache un câble, noue le second câble, puis ancre à nouveau la peau).

5. Fermeture de l’hystérotomie et laparotomie avec extériorisation des câbles et cathéters

1. Ramenez doucement le fœtus à l’utérus. Conservez autant de liquide amniotique que possible et autant de placentas.
2. Retirez la suture en forme de cordon et la suture en soie 2-0 en par-dessus. Retirez toutes les sutures résiduelles de l’incision utérine.
3. Fermez l’utérus à l’aide de sutures tressées absorbables en trois couches continues : matelas horizontal, coutume répétée, et suture continue de recouvrement.
   REMARQUE : Externaliser les trois conduites de pression, le câble de la sonde de flux et le cathéter ballon entre les couches de suture (Figure 4).
4. Administrez des antibiotiques (ampicilline 500–1000 mg et ciprofloxacine 2 mg) dans le sac amniotique via le cathéter de pression amniotique afin de réduire le risque d’infection intra-amniotique après hystérotomie, thoracotomie fœtale et externalisation chronique du cathéter/câble.
5. Ramenez l’utérus dans la cavité abdominale.
6. Placez une suture en forme de cordon à bourse dans le fascia abdominal à 2 à 3 cm à droite de la ligne alba et faites passer les câbles à travers l’ouverture.
7. Ajustez la longueur du câble à l’intérieur de l’abdomen et fixez la suture à cordon au niveau du fascia. Permettre une légère mobilité des câbles ; Ne serrez pas trop.
8. Insérez un dispositif de tunnel sur mesure dans le tissu sous-cutané du flanc droit de la brebis et avancez-le vers la région dorsale sur environ 50 à 60 cm.
9. Identifiez le site de sortie. Faites une petite incision cutanée à l’extrémité distale du dispositif de tunnel et retirez le noyau interne.
10. Faites passer deux tubes PVC supplémentaires à travers le dispositif de tunnel. Reliez les trois conduites de pression et le cathéter ballon à un seul tube PVC, puis tirez-les à travers le tunnel.
11. Connectez le câble de la sonde de flux au second tube PVC et extériorisez-le à travers le tunnel.
12. Retirez le dispositif de tunnel du flanc.
13. Fermez la laparotomie en trois couches : fascia, tissu sous-cutané et peau à l’aide de points appropriés.
14. Fermez partiellement le site de sortie du câble à l’aide d’une suture polyglactine 910 3-0.
15. Sécurisez une pochette de rangement sur le flanc droit de la brebis à l’aide de sutures en polyester tressé 0. Positionnez la poche à 2–3 cm dorsale par rapport à la sortie du câble pour minimiser la friction. Le temps total opératoire est généralement de 4 à 4,5 h, de l’incision cutanée à la fermeture.

6. Récupération

1. Arrêtez les anesthésiques et retirez la sonde orogastrique. Extubez la brebis après confirmation de la respiration spontanée.
   REMARQUE : L’extubation survient généralement après des signes d’excitation, notamment le mouvement du cou, le clignement des yeux, le tonus de la mâchoire et la mastication.
2. Retirez la ligne artérielle de la brebis.
3. Transférez la brebis dans une zone de récupération isolée. Aidez l’animal à se retrouver en position couchée sternale jusqu’à ce qu’il puisse se tenir debout et marcher de manière autonome.
4. Administrez de la buprénorphine intramusculaire (0,015–0,05 mg/kg) toutes les 8 à 12 heures pour l’analgésie postopératoire. Administrez du méloxicam (0,3–1 mg/kg) selon les besoins, suivant les recommandations du vétérinaire.
5. Surveillez de près la brebis dans un enclos individuel pendant les 3 premiers jours de la période de récupération aiguë.

7. Logement chronique et évaluation

1. Hébergez la brebis dans un montant sur mesure conçu pour permettre une surveillance hémodynamique continue tout en minimisant le stress.
2. Connectez les cathéters externalisés aux systèmes de surveillance. Mesurez en continu la pression aortique fœtale, la pression veineuse centrale, la pression du liquide amniotique et le flux aortique.
3. Prélever des échantillons de gaz sanguins fœtaux sur le cathéter artériel lorsque des valeurs hémodynamiques anormales sont observées.
4. Commencez le gonflement du ballonnet vers le troisième jour postopératoire en utilisant de la glycérine stérile à 30 %. Augmentez le volume du ballonnet de 1 mL/jour. Après chaque incrément de 0,5 mL, surveiller la réponse hémodynamique fœtale pendant au moins 5 à 10 minutes afin d’assurer la stabilité, y compris l’absence de bradycardie ou d’une pression artérielle moyenne inférieure à 30 mm Hg. Continuez le gonflage jusqu’à ce que le débit aortique ascendant antérigrade soit réduit à zéro.
5. Si un débit antérigrade nul n’est pas atteint par 10 mL de gonflement du ballon, on peut suspecter une fuite ou une mauvaise position du ballon, plutôt que de continuer à gonfler vers la capacité maximale testée au banc. Dégonflez le ballon et évaluez la fuite ou le déplacement à l’aide d’une inspection par cathéter ou d’une échographie.

8. Nécropsie

1. Débranchez les cathéters de surveillance et le câble de la sonde de débit et stockez-les dans la pochette externe.
2. Sédater et intuber la brebis. Maintenez l’anesthésie et insérez une sonde orogastrique ainsi que des cathéters vasculaires en suivant le même protocole que lors de la chirurgie initiale.
3. Transférez la brebis dans la salle d’opération. Placez l’animal allongé sur une table chirurgicale et placez un appareil de chauffage sous la brebis. Sécurisez tous les membres.
4. Appliquer des moniteurs non invasifs comme décrit lors de la procédure initiale.
5. Reconnectez les cathéters de pression et la sonde de flux au système de surveillance.
6. Rouvrir la laparotomie et l’incision utérine précédentes. Extérioriser le fœtus expérimental.
7. Stabilisez la tête fœtale à l’aide de gaze pour maintenir une position allongée.
8. Insérer une sonde d’échocardiographie intracardiaque (ICE) dans l’œsophage fœtal par la bouche et effectuer une échocardiographie trans-œsophagienne (TEE).
9. Prenez des images de position du ballon et collectez des données échocardiographiques, de débit et de pression. Dégonflez le ballon et répétez les mesures.
10. Administrez de l’héparine (10 000 U) au fœtus. Ligadez le cordon ombilical et injectez du chlorure de potassium saturé dans la veine ombilicale pour arrêter le cœur en diastole.
11. Retirez le fœtus expérimental. Rouvrir la cavité thoracique et évaluer la position du ballonnet, la migration et les signes d’infection.
12. Préciser le cœur, mesurer le poids du cœur et prélever des échantillons de tissu myocardique.
13. Répétez les étapes 8.6–8.12 pour le fœtus témoin.
14. Euthanasiez la brebis à l’aide de pentobarbital sodique sous anesthésie.

Résultats

Résultats chirurgicaux

Au total, trois brebis portant des jumeaux ont subi une laparotomie et une hystérotomie. Trois fœtus (un de chaque brebis) ont subi une implantation de ballonnet, tandis que les co-jumeaux servaient de témoins. Les interventions ont été réalisées à un âge gestationnel de 119 ans ± 1,4 jour, avec un poids corporel maternel de 73 ± 4,2 kg.

Les trois fœtus expérimentaux ont survécu au moins une s...

Discussion

Un modèle fœtal d’agneau d’obstruction de l’afflux mitral, utilisant un ballon inséré dans l’oreillette gauche (LA), a déjà été décrit¹³ ; Cependant, une limitation clé a été la courte durée de la restriction d’entrée mitrale. Des périodes plus longues d’entrée du ventricule gauche (VV) restreint ont été suggérées comme induisant des changements plus prononcés de type^{HLHS 8,13}. Par conséq...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Suture 0 Ti-Cron	Covidien	88863374-62	Pour fixer la poche sur le flanc droit de la brebis
1 Suture de polysorbeur	Covidien	CL-932	Suture de cordon de bourse sur l’utérus et fermeture de l’utérus
16 g de cathéter intraveineux	BD	382259	Pour l’administration des fluides et des médicaments
Soie permanente 2-0 à main (sans aiguille)	Ethicon	A185H	Pour la ligature des vaisseaux sanguins et pour fixer les cathéters de pression aux vaisseaux du fœtus
Suture en soie 2-0	DemeTECH	SK262026B0P	Fixer les cathéters et câbles à la peau fœtale et fermer la cage thoracique et la peau fœtale
22 G de cathéter intravasculaire	BD	381423	Pour la surveillance de la tension artérielle
Suture en soie 3-0	Ethicon	K832H	Pour fixer les cathéters et câbles à la peau fœtale
3-0 Vicryl plus	Ethicon	VCP944H	Clôture par laparotomie de la brebis
Suture en soie 4-0	Covidien	GS-64-M	Pour les sutures de maintien sur le péricarde du fœtus
Sonde d’écoulement de 6 mm	Transonic System Inc. (ADInstruments)	6PSS	Pour la mesure du flux sanguin
Suture prolène 6-0	Ethicon	8805H	Suture de cordon à bourse sur l’oreillette gauche fœtale
Suture prolène 7-0	Ethicon	8702H	Suture de cordon à main sur l’oreillette gauche fœtale et pour arrêter les saignements des tissus fœtaux
70 % d’isoptopyl alcool	Aspen Vet	11795782	Solution de nettoyage topique
Cathéter Acuson Acunav Ultrasound	Johnson & ; Johnson	IPX8	Sonde d’échocardiographie intracardiaque pour réaliser l’échocardiographie transœsophagienne fœtale
Ampicilline	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacie	Prophylaxie antibiotique
Atropine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacie	Pour prévenir la bradicardie fœtale
Pinces tissulaires de Babcock	Fournitures médicales NIFTY	1100-FCP-03	Pour maintenir la paroi de l’utérus
Cathéter ballonnet	Fait main		Pour obstruer le flux sanguin vers le ventricule gauche fœtal
Aiguille de remplissage blant 18G	Medline	SYR110021Z	Pour connecter un tube PVC V8 à un cathéter d’infusion ou à des connecteurs mâle-mâle
Aiguille blant 25G	Technologies d’infusion SAI	B25-50	Pour connecter le tube Gilson en PVC à un cathéter d’infusion ou à des connecteurs mâle-mâle
Brassard de tension artérielle	Pilips royaux	989803000000	Surveillance non invasive de la tension artérielle
Buprénorphine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacie	Contrôle de la douleur postopératoire : concentration 0,3 mg/mL, dose 0,03 mg/kg
Crayon cautery	Medline	ESRK3002L	Pour la coupe et la dissection à l’aide de l’électrocautérisation
Céfazoline	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacie	Prophylaxie antibiotique
Adaptateurs de site d’injection Heplock Centurion	Medline	HL50LT100	Pour boucher les lignes de pression et pour l’injection ou la prise de sang
Chloraprep	BD	930825	Antiseptique topique
Ciprofloxacine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacie	Prophylaxie antibiotique
Clamp pour vaisseaux Cooley Bulldog   ;	NAZMED SMS SDN BHD	SMS-05-7237	Pour pincer l’oreillette gauche fœtale
Simulateur et testeur de transducteur DELTA-CAL	ADInstruments	MLA6595	Simulateur/testeur de transducteur de pression
Dérivés ECG	3M	2570	Surveillance ECG
Tube endotrachéal, taille 8-9	Covidien	86452, 86114 ou 86454	Pour sécuriser les voies aériennes
Unité de mesure de débit	Transonic System Inc. (ADInstruments)	TS420	Pour la mesure du flux sanguin
Pompe Gilson	Gilson. Inc	F155006	Pour une perfusion continue précise de petites quantités de liquide pour les fœtus
Héparine	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacie	Anticoagulant : 1 000 unités USP/mL
Isoflurane	Baxter Healthcare Corporation	Pharmacie	Anesthésiant : dose 1-5 %
Drape de laparotomie avec poches	Medline	AAMI PB70	Drape stérile
Adaptateur M/M	Medline	DYNJADAPMM	Adaptateur mâle-mâle pour cathéters de pression
Tube orogastrique	Jorgensen Lab, Inc.	J0348R	Pour la décompression de l’estomac et du rumen
Pince de tube occludant en plastique (hémostat)	Santé Cardinale	X0029XO5ET	Pour la pince tubulaire des cathéters de pression et du cathéter ballonnet
Chlorure de potassium	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacie	Arrêter le cœur fœtal en diastole
Système PowerLab (interface instrument, AMP à quatre chevalets)	ADInstruments	FE224, PLCF1/4	Enregistrement des tensions, du flux sanguin, du rythme cardiaque
Kit de couverture de sonde	Medline	DYNJE5930	Couverture stérile de la sonde échocardiographique
Propofol	Fresenius Kabi	Pharmacie	Anesthésique : concentration 10 mg/mL, dose 20-45 mg/kg/heure
Saturateur de pouls lingual  ;	Nellcor	PO736	Pour la surveillance de l’oxmétrie pulsée
Tube en PVC pour pompe Gilson (Orange/Vert)	Gilson. Inc	F117933	Pour la tubulure de pompe Gilson
Écarteur de côtes pour nouveau-né	République chirurgicale	550-020-030	Pour la thoracotomie fœtale
Scalpel #10 lame	Bard-Parker	371610	Pour les incisions cutanées de la brebis
Pentobarbital sodique	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacie	Pour une brebis, l’euthanasie
Dispositif de tunnel (tube rond métallique)	Everbilt	N/A	Pour extérioriser les câbles et cathéters sur le flanc de la brebis
Bande ombilicale	McKesson	894782	Ligature du cordon ombilical lors de la nécropsie
Tube PVC V8 (micro tube médical)	Scientific Commodities, Inc.	BB31785-V/8	Cathéter rempli de liquide pour la surveillance de la pression du fœtus
Vecuronium	Hospira Pharmaceuticals	Pharmacie	Pour empêcher les mouvements fœtaux pendant la chirurgie
Pic de veine	Fisher Scientific	50-19506098	Pour insérer des conduites de pression dans des récipients
Boucle de vaisseau	Medline	DYNJVL03	Pour soutenir l’aorte ascendante et l’artère pulmonaire principale
Couverture chauffante	Jorgensen Lab, Inc.	J1034B	Pour maintenir la température corporelle de l’animal