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Article de méthode

Alternative à faible coût pour examiner la préférence sociale chez le poisson-zèbre (Danio rerio) en utilisant la tâche de nage libre en aquarium ouvert à 3 chambres

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DOI :

10.3791/70610

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7 août 2026

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1Christopher Newport University, 2Virginia Governor's School for Science and Technology, 3Bay Path University

Dans cet article

Résumé

Les tâches de préférence sociale multi-chambres ont été adaptées des rongeurs au poisson-zèbre, facilitant l’étude du comportement social chez les organismes modèles. Ce protocole valide une tâche à faible coût en aquarium ouvert à 3 chambres utilisant des webcams et des logiciels open source pour mesurer la préférence sociale des poissons-zèbres, la rendant accessible à la recherche et à l’enseignement de premier cycle.

Résumé

Comprendre le comportement social est une quête centrale dans la recherche neurocomportementale, souvent étudiée à l’aide de tâches de préférence sociale. Ces tâches, initialement développées pour les rongeurs puis adaptées pour les poissons-zèbres, sont largement utilisées pour examiner les dynamiques sociales et les réponses. La tâche de nage libre en réservoir ouvert à 3 chambres (OTFST) consiste en un réservoir central flanqué de deux réservoirs de stimulation, avec une caméra positionnée pour enregistrer le comportement du sujet dans le réservoir central et un film polarisant ainsi que le rétroéclairage afin d’améliorer la qualité et la validité de la vidéo. Ce protocole utilise une configuration à faible coût avec webcams USB et des matériaux facilement accessibles. Nous utilisons DeepLabCut, un outil open source d’estimation de pose sans marqueurs qui permet un suivi vidéo précis des mouvements animaux et fournit des données de séries temporelles positionnelles à analyser pour divers indicateurs. Les sessions pilotes valident la capacité du système à capturer des comportements de préférence sociale robustes. Cette approche économique offre une plateforme accessible et évolutive pour les laboratoires qui étudient l’interaction sociale chez le poisson-zèbre, et la polyvalence ainsi que la relative simplicité de l’OTFST à 3 chambres le rendent adapté aux laboratoires d’enseignement de premier cycle et aux projets de recherche.

Introduction

La préférence sociale est la tendance d’un individu à s’engager, rechercher ou éviter les stimuli sociaux et constitue un aspect fondamental du comportement social qui joue un rôle crucial dans l’établissement de liens et de hiérarchies au sein de groupes d’animaux, y comprisles humains 1,2,3,4. Comprendre la préférence sociale est essentiel pour caractériser les mécanismes neuronaux et comportementaux sous-jacents à l’interaction sociale. Des recherches antérieures indiquent que les déficits dans les préférences sociales peuvent être associés à des troubles neurodéveloppementaux et psychiatriques 5,6,7,8. Les modèles animaux peuvent fournir des éclairages sur la base biologique du comportement social et aider au développement d’outils translationnels pour diagnostiquer et traiter les troubles sociaux. Ces modèles animaux, allant des rongeurs 9,10 aux espècesaquatiques 11,12, fournissent des cadres utiles pour la découverte.

Les rongeurs ont été utilisés pour la première fois dans la recherche comportementale au début du XIXe siècle, en raison de leurs similitudes physiologiques avec les humains14,15. Bien que des comportements comme l’agressivité aient été initialement étudiés, les mesures systématiques de la préférence sociale sont restées minimes. Les chercheurs ont comblé ce manque en développant la tâche de préférence sociale à trois chambres, introduite par Nadler et al.16. L’appareil se compose de trois chambres interconnectées. Typiquement, une chambre latérale contient un conspécifique nouveau tandis que l’autre chambre reste vide. Le sujet est autorisé à explorer librement toutes les chambres, où le temps dans chaque chambre est enregistré et évalué comme indicateur de préférence. Cet appareil et cette procédure, ainsi que plusieurs variantes, ont gagné en popularité et ont été utilisés pour étudier divers aspects de la performance sociale17, 18, 19 et des déficits sociaux chez des modèles de rongeurs pour le trouble du spectreautistique 5, 20, 21. Cependant, les études sur les rongeurs sont plus coûteuses et nécessitent un espace considérable. Ainsi, de nombreux chercheurs se sont plutôt tournés vers l’utilisation des espèces aquatiques pour la recherche neurocomportementale.

Les espèces aquatiques, notamment le poisson-zèbre (Danio rerio), possèdent un répertoire comportemental élaboré, incluant des interactions socialescomplexes 22. En raison de son utilité comme modèle de recherche biomédicale et de l’importance de l’interaction sociale dans leur écologie comportementale, les poissons-zèbres offrent un cadre significatif pour les réponses sociales pouvant être utilisé en comparaison avec les humains23. Les poissons-zèbres sont devenus de plus en plus populaires pour la recherche en neurosciences comportementales car ils sont peu coûteux à entretenir et nécessitent un espace de détention relativement réduit, faisant de cette espèce un modèle économique et pratique pour des études à grande échelle sur le comportement social et la préférence24. Dans certaines études, une configuration adjacente du bac a été utilisée pour étudier les interactions sociales chez les espècesaquatiques 25,26 ; cependant, ce système offrait un débit quelque peu limité pour évaluer la préférence sociale, car un seul stimulus était présenté. Cette limitation a été corrigée par l’adaptation de la tâche murine à trois chambres pour le poisson-zèbre en2018-27. L’appareil modifié pour la tâche de nage libre à 3 chambres en réservoir ouvert (OTFST) consistait en un seul réservoir d’acrylamide divisé par des barrières fixes à l’acrylamide pour fournir une zone de départ neutre et deux chambres latérales, chacune contenant soit un conspécifique conspécifique, soit un nouveau. Pour mesurer la préférence sociale, le temps cumulé passé près de chaque chambre latérale a été enregistré, démontrant que l’exposition à l’éthanol et la mise hors service au sam2 réduisaient la préférence pour la nouveauté chezle poisson-zèbre 27. Alors que le test d’interaction sociale en 3 chambres pour rongeurs permet des interactions multimodales complexes entre le sujet et le(s) conspécifié(s) testé(s) via les modalités visuelles, chimiques, tactiles et acoustiques, l’utilisation de chambres séparées pour l’OTFST aquatique à 3 chambres réduit l’interaction entre le sujet et les animaux stimulus à la seule modalité visuelle. Bien que cette interaction monomodale puisse être moins valide écologiquement, elle offre un contrôle expérimental plus important et améliore la simplicité des projets menés par des chercheurs de premier cycle. Dans la littérature, divers chercheurs ont depuis exploré les adaptations de l’OTFST à 3 chambres pour étudier les facteurs génétiques et environnementaux qui influencent le comportement social chez le poisson-zèbre 28,29,30,31,32.

L’adaptation actuelle de l’OTFST à 3 chambres est conçue pour servir d’appareil modèle polyvalent et adapté aux étudiants de premier cycle. Le FishLab, un laboratoire entièrement étudiant, a créé et utilisé ce système et a démontré son efficacité comme outil à haut débit pour étudier la préférence sociale chez les poissons-zèbres. Des études utilisant ce système ont exploré plusieurs facettes de la préférence sociale des poissons-zèbres en réponse à la manipulation de diverses variables indépendantes. La première étude a démontré que le poisson-zèbre peut détecter les stimuli sociaux vivants versussimulés 33, tandis que la seconde a examiné la préférence pour les bancs établis par rapport aux bancs nouvellementformés 34. La dernière étude a examiné la capacité du poisson-zèbre à différencier les bancs alarmés chimiquement de ceux nonalarmés 35. Ensemble, ces études abordent différents aspects du comportement social, notamment le réalisme, la familiarité et la détection des menaces, tout en démontrant des points communs dans les préférences de banc et en évaluant les réponses au risque de prédation. Cependant, l’installation utilisée pour ces études précédentes utilisait des caméras IP numériques montées sur un système professionnel de caméra, un système dédié de rack aquatique, et des logiciels propriétaires pour l’acquisition et l’analyse vidéo, avec un coût total pouvant être prohibitif pour les enquêteurs/instructeurs disposant de petits budgets opérationnels. Avec l’avènement des logiciels open source et des webcams USB de haute qualité, une version à faible coût est désormais envisageable pour les chercheurs souhaitant utiliser cette technique avec des chercheurs de premier cycle, avec un prix total (environ 2 000 $ US ; hors ordinateur) bien inférieur au coût du système coûteux (environ 20 000 $ US, hors ordinateur).

Le protocole suivant décrit le développement et l’application d’une version à faible coût de l’OTFST à 3 chambres pour le poisson-zèbre. Son abordabilité, sa simplicité et sa polyvalence en font un outil utile pour les petits laboratoires ou les établissements éducatifs avec des financements limités. Combiné à des logements à faible coût, comme les aquariums de 10 gallons couramment disponibles, l’installation actuelle coûte beaucoup moins cher à déployer et à entretenir. De plus, l’utilisation de logiciels en libre accès tels que l’open broadcasting system (OBS) pour enregistrer des sessions expérimentales et diverses applications de suivi (par exemple, DeepLabCut, SLEAP, etc.) offre un cadre abordable et accessible pour capturer des vidéos et générer des séries temporelles des interactions sociales des poissons-zèbres.

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Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le Comité de soins et d’utilisation des animaux institutionnels (IACUC) de l’Université Christopher Newport (Protocole #2025-23).

1. Animaux

  1. Obtenez des poissons-zèbres sauvages à nageoires courtesadultes 23,36,37, bien que d’autres souches puissent être utilisées. Sinon, il faut obtenir des embryons et les élever en interne.
  2. Hébergez les poissons dans des aquariums indépendants de 10 gallons (38 L) à une densité d’environ deux poissons par gallon (3,8 L) d’eau. Équipez les chars de biofiltres actifs, de pierres à air et de chauffages submersibles. Sinon, les poissons d’intérieur sur un système de rack aquatique.
  3. Maintenir les paramètres de qualité de l’eau dans les plages suivantes : pH 7,0–8,0, conductivité 400–700 μS, température 25–27 °C, <40 ppm de nitrates, <0,2 ppm de nitrites et 0,01–0,1 ppm d’ammoniac.
  4. Gardez les animaux sous une photopériode lumineuse de 12 h par 12 heures et nourrissez une fois par jour avec des feuilles commerciales.
  5. Sélectionnez des animaux au hasard dans ces bacs pour les assigner à l’expérimentation.
  6. À la fin de l’expérience, réaffectez les animaux à d’autres fins de recherche ou d’enseignement, ou euthanasiez-les par immersion dans de la tricaïne tamponnée à 250 à 500 mg/mL pendant 30 minutes, suivie d’une méthode physique (par exemple, décapitation) pour assurer la mort. Utilisez les animaux euthanasiés pour les bioanalyses ultérieures et/ou les analyses neurochimiques.

2. Appareil et logiciel de tâche libre à 3 chambres pour piscine ouverte

  1. Construction des chambres d’essai
    1. Retirez soigneusement les garnitures en plastique du fond de chaque aquarium de 5,5 gallons. Utilisez un outil rotatif avec une molle de coupe pour fendre le plastique aux coins afin de faciliter le retrait. Une fois la garniture en plastique fendue, séparez le plastique de l’adhésif silicone avec un couteau à mastic classique.
    2. Pour diffuser l’éclairage arrière, couvrez l’arrière des trois cuves, l’extrémité gauche d’un réservoir et l’extrémité droite de l’autre cuve avec la protection d’étagère adhésive blanche. Laissez les extrémités découvertes sur le réservoir qui servira de chambre centrale.
    3. Placez une ligne noire horizontale pour indiquer le niveau de remplissage à 4,5 cm sous le bord supérieur à l’avant de chaque chambre avec un marqueur émail ou avec un ruban graphique noir.
    4. Découpez une feuille de filtre polarisant pour la faire correspondre à l’extrémité non couverte de chaque cuve latérale. Orientez les feuilles filtrantes à 90° l’une de l’autre. Utilisez du ruban adhésif transparent le long des quatre bords pour empêcher l’eau d’entrer dans l’espace entre le verre de l’aquarium et le matériau filtrant.
      REMARQUE : L’orientation décalée des filtres polarisants empêchera les animaux stimulus d’une chambre de stimulus flanquante de voir les animaux (ou d’autres stimuli) dans l’autre chambre de stimulus tout en leur permettant de voir le sujet. Le sujet dans le réservoir central peut voir les stimuli visuels dans les deux chambres flanquantes.
    5. Construisez la base en polychlorure de vinyle (PVC) pour aligner exactement le placement des réservoirs sur le banc de montage. Découpez le bas de la base à partir d’une feuille de PVC blanc de 1/4 de pouce (0,635 cm) d’épaisseur de 21 cm x 122,5 cm et coupez les extrémités à partir de 1 x 2 panneau de garniture PVC de 21 cm de long.
    6. Testez les extrémités de la base avec les trois réservoirs en place. Assurez-vous d’une insertion et d’un retrait faciles des panneaux de séparation (ci-dessous) et assurez-vous que les réservoirs de flanc ne sont pas collés étroitement aux côtés du réservoir central. Une fois l’essai terminé, assemblez les extrémités à la base en PVC avec du ciment en PVC.
    7. Pour créer les couvercles transparents pour chaque chambre, découpez la feuille de polycarbonate en trois pièces dimensionnées selon les dimensions extérieures du bord supérieur du réservoir de 5,5 gallons (40 cm × 21 cm). Coupez un canal à rabbet (6 mm × 4 mm) autour du bord de chaque couvercle pour assurer un positionnement sûr du couvercle sur le dessus de la chambre.
    8. Couvrez les chambres avec les couvercles chaque fois que des animaux y sont retenus. Placez un chauffage submersible et une pierre à air reliés à une pompe à air d’aquarium pendant que les animaux sont maintenus dans leurs chambres respectives pour assurer le contrôle de la température et l’aération. Utilisez une vanne à air à trois voies pour équilibrer le flux d’air entre les trois pierres à air.
    9. Fabriquez des séparateurs opaques simples à placer entre la chambre centrale et chaque chambre latérale afin de contrôler quand les sujets d’essai sont exposés visuellement à des stimuli sociaux, en plastifiant deux feuilles de carton A4 clair.
    10. Préparez les séparateurs pour être suspendus et retirés à distance en perforant deux trous de 85 mm et 125 mm le long d’un bord de 210 mm de chaque feuille laminée.
    11. Coupez deux longueurs de ficelle haute résistance de 75 cm et passez la ficelle dans chaque trou et attachez les extrémités restantes ensemble, reliant les deux feuilles dans un empiècement central.
    12. Coupez une longueur de ficelle de 6 m. Attachez une extrémité de la ficelle de 6 m à l’empiècement pour créer une ligne centrale attachée, puis passez l’extrémité libre de la ficelle à travers une poulie à œil pivotant.
    13. Montez la poulie à œil pivotant au plafond, au-dessus du réservoir le plus central, et assurez-vous que l’extrémité de la ficelle est suspendue à l’extérieur de l’installation expérimentale (Figure 1A).
  2. Construction de l’installation d’éclairage
    1. Fabriquez un cadre en feuille de PVC blanche de 1/4 de pouce (0,635 cm) d’épaisseur pour la lumière du panneau. Coupez deux extrémités (10 cm × 31,5 cm) ainsi qu’une partie supérieure et une partie inférieure (10 cm × 122 cm). Ajuster les pièces du cadre de manière à ce que le panneau s’insère à l’intérieur de la structure. Une fois l’ajustement testé, assemblez les pièces du cadre avec du ciment PVC.
    2. Faites ajouter un câble à trois conducteurs par un électricien qualifié sur la lumière du panneau.
    3. Faites installer un variateur cursant par un électricien qualifié pour contrôler la prise de sortie dans l’étinage étanche. Branchez la lumière du panneau dans cette prise.
    4. Ajustez le gradateur curseur pour régler la luminosité du rétroéclairage à 350 lux. Remplissez les chambres d’eau et déplacez le gradateur curseur pour ajuster la luminosité à l’avant des chambres à 15 lux.
      REMARQUE : Les chercheurs doivent vérifier l’éclairage avant, pendant et après une étude afin de s’assurer que les réglages de luminosité ont été maintenus.
  3. Construction du rideau et du cadre de la caméra
    1. Installez le banc d’essai avec la lumière du panneau, le panneau de base du réservoir et les trois chambres. Positionnez et ajustez les deux poteaux de bâche verticalement pour qu’ils s’ajustent parfaitement du sol au plafond, au moins 75 cm de l’avant des réservoirs.
    2. Faites une poche supérieure pour chaque rideau en pliant une extrémité du drap de plus de 60 cm et en cousant une maille droite à 6 cm du pli supérieur pour créer une poche dans laquelle la pièce du cadre glissera.
    3. Mesurez les dimensions des sections de jonction et de stabilisation du cadre selon la largeur et la profondeur de la zone à utiliser pour le montage.
      REMARQUE : Pour l’installation actuelle dans The FishLab, les poteaux verticaux en bâche ont été placés à 146,5 cm du mur du fond dans le coin du laboratoire. La barre intérieure est placée à 6,5 cm du mur latéral, tandis que la bâche extérieure est placée à 142,5 cm du mur latéral.
    4. Coupez trois sections de conduit en tube métallique électrique (EMT) de 143 cm pour servir de sections stabilisatrices sur les côtés du cadre. Passer une section par la poche supérieure du rideau mobile et positionnez-vous horizontalement à 190 cm au-dessus du sol.
    5. Fixez la section à la barre extérieure avec un collier en T à une extrémité et la douille personnalisée imprimée en 3D à l’autre extrémité. Fixez la douille imprimée en 3D au mur arrière à l’aide de vis. Fixez les deux autres sections à la bâche intérieure.
    6. Faites passer la partie supérieure par la poche supérieure d’un des rideaux fixes et placez-la à 190 cm au-dessus du sol. Fixez-la à la barre intérieure avec un collier en T à une extrémité et l’autre douille imprimée en 3D à l’autre extrémité.
    7. Fixez la douille imprimée en 3D sur la paroi latérale à l’aide de vis. Placez la dernière section stabilisatrice à 120 cm au-dessus du sol et fixez-la de manière similaire aux deux autres sections stabilisatrices.
    8. Coupez une autre section de conduit EMT de 127 cm pour être utilisée comme section stabilisatrice pour l’avant du cadre. Faites passer cette section par la poche supérieure du second rideau fixe et montez-la à 193 cm au-dessus du sol en fixant chaque extrémité aux poteaux de bâche à l’aide d’un collier en T à chaque extrémité.
    9. Coupez la pièce restante de conduit EMT à 145 cm pour l’utiliser comme barre de fixation de la caméra. Placez cette section horizontalement à 88 cm au-dessus du sol pour aligner les caméras avec le centre des réservoirs. Insérez une extrémité dans une douille imprimée en 3D, vissée au mur, et utilisez des pinces transversales personnalisées imprimées en 3D pour maintenir la barre de caméra fermement contre les poteaux de bâche (Figure 1B).
  4. Construction de l’installation de la caméra
    1. Fixez un support caméra sur la barre de la caméra de sorte que les centres horizontal et vertical de la caméra s’alignent avec les centres horizontal et vertical correspondants de la chambre centrale.
      REMARQUE : Des caméras supplémentaires peuvent être installées devant chaque chambre latérale si les chercheurs souhaitent obtenir des vidéos numériques des réponses d’animaux vivants utilisées comme stimuli visuels. La configuration la plus simple consiste à placer une seule caméra pour capturer la vidéo de la chambre expérimentale centrale. Pour des stimuli sociaux en direct dans les chambres de stimulus, les chercheurs peuvent également souhaiter collecter des vidéos des chambres.
    2. Montez chaque appareil sur le montant fileté de chaque monture de caméra. Ajustez chaque caméra pour que l’image soit centrée sur la zone d’observation de sa chambre respective.
    3. Fixez les câbles USB de chaque caméra sur la barre de la caméra à l’aide de sangles ou de liens pour éviter que les câbles ne pendent, ce qui pourrait provoquer un désalignement des caméras.
    4. Coupez une section d’étagère de grille métallique de 140 cm de long et fixez-la verticalement à l’extérieur de l’avant du cadre pour éviter que les caméras ne se déalignent. Montez la « cage de la caméra » à l’aide de serre-joints fixés aux poteaux de bâche.
      REMARQUE : Une seconde cage de caméra peut être montée à l’intérieur du cadre pour éviter que les caméras ne soient déplacées ; Une petite section de grille métallique peut devoir être retirée si l’avant des caméras est « enfermé » pour éviter l’occultation des images du réservoir.
  5. Charger et configurer un logiciel d’acquisition - Open broadcaster studio (OBS)
    1. Téléchargez OBS et installez-le sur un ordinateur local sous Windows. Lance OBS Studio et exécute l’Assistant de configuration automatique pour optimiser les paramètres selon les besoins spécifiques d’enregistrement, les ressources matérielles et les conditions réseau.
      REMARQUE : Cet outil est disponible sous l’Assistant de configuration automatique > outils.
    2. Vérifiez les réglages de base avant de configurer la caméra. Régler la résolution de base (Canvas) pour correspondre à la résolution d’affichage, et régler la résolution de sortie (à l’échelle) à la résolution d’enregistrement (par exemple, 720 pixels).
    3. Créez une scène en cliquant droit dans la boîte Scènes (ou utilisez la croix en bas). Attribuez un nom à la scène. Utilisez la scène pour définir la disposition du stream.
    4. Ajoutez une nouvelle source en cliquant droit sur la case Sources (ou utilisez le symbole plus en bas). Sélectionnez Périphérique de capture vidéo pour ajouter une webcam. Attribuez à chaque caméra un nom distinct (par exemple, « caméra-gauche », « caméra-centre », « caméra-droite »). Répétez ce processus pour obtenir des caméras ou des sources supplémentaires selon les besoins.
    5. Positionnez et redimensionnez les sources dans la fenêtre d’aperçu. Assurez-vous que la caméra est visible en confirmant qu’elle est listée au-dessus des autres sources dans la liste des sources . Pour centrer la vue caméra sur la toile, sélectionnez la source dans la liste Sources (une boîte englobante rouge apparaîtra), puis appuyez sur CTRL+D (Centrer sur l’écran).
    6. Remplissez tout l’écran avec une source en appuyant sur CTRL+F (ajuster à l’écran) ou CTRL+S (étirer vers l’écran), si désiré. Recadrez la source en maintenant la touche Alt en faisant glisser la boîte englobante. Vérifiez le recadrage en vérifiant que les bords deviennent verts.
    7. Ajustez les propriétés vidéo telles que la luminosité et le contraste en double-cliquant sur la caméra sélectionnée dans la liste Sources et en sélectionnant Configurer la vidéo. Modifiez les paramètres via le menu des propriétés .

3. Tests comportementaux

  1. Acclimatation
    1. Remplissez les trois chambres avec de l’eau provenant des réservoirs de logement. Placez des barrières opaques entre chaque chambre et laissez-les en place pendant toute la période d’acclimatation. Transférez un sujet dans la chambre expérimentale centrale et laissez-le s’acclimater pendant au moins 1 heure avant le test.
      REMARQUE : La période d’acclimatation pour les résultats représentatifs a été fixée à 3 h. La période d’acclimatation est nécessaire pour que les animaux se remettent de tout stress de transfert momentané et s’adaptent à l’environnement de la chambre avant les tests comportementaux.
    2. Au début de la période d’acclimatation, placez les stimuli sociaux dans les chambres de stimulus adjacentes. Centrez les stimuli sociaux artificiels dans la chambre de stimulus gauche et transférez un petit banc de 4 poissons (2 mâles et 2 femelles de taille, d’âge et de familiarité similaires) vers la chambre de stimulus droite.
      REMARQUE : Les positions des stimuli sociaux artificiels et des stimuli sociaux en direct étaient fixes et non contrebalancées dans le protocole actuel, car des étudesantérieures 33,34 n’avaient détecté aucun effet de la position du stimulus à l’aide de l’OTFST. Contrebalancer dans ce cas nécessiterait de doubler inutilement le nombre d’animaux utilisés pour la recherche, ce qui va à l’encontre des « 3R » de la recherche animale. Ce protocole offre une flexibilité quant à la nature des stimuli à tester, par exemple des modèles statiques, des espèces sympatriques ou nouvelles, etc.
    3. Lors de l’acclimatation, il faut fournir à toutes les chambres contenant des animaux vivants un chauffage submersible (réglé à 26 °C), une pierre de bulle reliée à la pompe à air de l’aquarium, et un couvercle de réservoir pour maintenir des conditions de maintien stables. Retirez les chauffages et les calculs de bulle avant de commencer une séance expérimentale.
  2. Essais expérimentaux
    1. Vérifiez l’état d’activité des stimuli sociaux testés dans chaque cuve de flanc et du sujet de test dans le bassin central. Utilisez la caméra unique sur le réservoir central pour enregistrer la vidéo de chaque sujet d’essai.
      REMARQUE : Les résultats représentatifs de ce protocole sont une réplication d’une seule condition de Velkey et al.33 pour tester la préférence des poissons-zèbres entre les stimuli sociaux de faible fidélité (modèles mobiles) et de haute fidélité (banc vivant).
    2. Ouvrez OBS Studio pour commencer l’enregistrement d’une session. Redimensionnez la vue centrale de la caméra pour remplir l’écran en cliquant et en glissant les coins de la vidéo. Sélectionnez Démarrer l’enregistrement dans Contrôles en bas à droite de l’écran.
    3. Immédiatement après le début de l’enregistrement, retirez les barrières opaques via le système de poulie-corde. Continuez l’enregistrement pendant 10 minutes et laissez le sujet être exposé simultanément aux deux stimuli sociaux tout en se déplaçant librement dans la chambre expérimentale centrale.
    4. Terminez la session en sélectionnant Arrêter l’enregistrement dans Contrôles. Accédez aux sessions enregistrées en sélectionnant Fichier dans le menu en haut à gauche et en sélectionnant Afficher les enregistrements dans le menu déroulant.
      REMARQUE : Les vidéos résultantes fournissent des données non structurées adaptées à une variété d’analyses.
    5. Transférez les poissons vivants dans des bacs de détention, retirez l’eau des trois chambres, rincez soigneusement avec de l’eau (évitez de laisser passer de l’eau entre les films polarisés), vaporisez chaque chambre avec 5 % d’acide citrique pour désinfecter, laissez les chambres sécher à l’air libre toute la nuit, puis rincez au début de la journée d’expérimentation suivante avant de les remettre sur le banc d’essai.

4. Obtenir des données structurées pour les analyses

  1. Sélectionnez une application logicielle d’analyse de mouvement (par exemple, DeepLabCut ; voir https://www.mackenziemathislab.org/deeplabcut). Installez DeepLabCut sur l’ordinateur, en suivant le guide utilisateur à https://deeplabcut.github.io/DeepLabCut/docs/installation.html. Consultez les informations et le guide utilisateur du logiciel sélectionné pour plus d’instructions si vous n’utilisez pas DeepLabCut.
  2. Chargez quatre à cinq vidéos dans DeepLabCut pour l’entraînement du modèle, et extrayez 20 à 30 images par vidéo. Définissez au moins trois points de suivi principaux (par exemple, tête, tronc, queue) et entraînez le réseau à suivre ces points à travers les trames.
    REMARQUE : Pour plus d’informations, consultez le guide utilisateur de DeepLabCut à https://deeplabcut.github.io/DeepLabCut/docs/standardDeepLabCut_UserGuide.html. Les résultats représentatifs utilisent 22 images étiquetées à partir de cinq vidéos avec 3 points de suivi.
  3. Utilisez un réseau de neurones basé sur ResNet-101 pour entraîner le modèle. Déterminez le nombre d’itérations nécessaires pour terminer la formation (entre 100 000 et 200 000 est suggéré). Déterminez une valeur de coupure p entre 0,5 et 1.
    REMARQUE : Pour les résultats représentatifs, 150 000 itérations ont été utilisées pour entraîner le modèle avec un seuil p de 0,7. Si le réseau entraîné descend en dessous de la coupure de 0,7 p, augmenter le contraste vidéo ou modifier la convention d’étiquetage résoudra ce problème.
  4. Déploiez le modèle DeepLabCut entièrement entraîné sur les vidéos expérimentales restantes. Extraire les données de position pour chaque essai. Suivez le guide utilisateur à https://deeplabcut.github.io/DeepLabCut/docs/beginner-guides/Training-Evaluation.html.
    REMARQUE : Pour les résultats représentatifs, nous avons validé avec 2 mélanges et déterminé que l’erreur de test était de 2 pixels : train 4 pixels (avec une taille d’image de 1600 x 820 pixels). Le réseau a ensuite été utilisé pour analyser les vidéos expérimentales obtenues dans le dispositif expérimental actuel.
  5. Utilisez des logiciels de codage, tels que Python, pour définir et analyser le mouvement à travers les trois zones verticales d’arène de largeur égale afin de quantifier les préférences. Mesurez l’heure dans la zone par au moins deux points corporels dans la zone identifiée afin de réduire le bruit de suivi. Utilisez la formule : temps total dans la zone = (Total des images dans la zone)/(Nombre total d’images par zone).
  6. Si une mesure de thigmotaxie est souhaitée, quantifiez les zones par une longueur corporelle complète d’un poisson-zèbre par rapport aux parois de l’aquarium, ce qui permettra de mesurer la tendance passive des sujets à rester près d’une limite verticale. Cette mesure est la plus appropriée pour les réservoirs expérimentaux relativement plus grands.
  7. Utilisez le même logiciel de codage pour définir et mesurer le temps passé immobile (par exemple, en figeant). Définissez le seuil de mouvement à 2 à 5 pixels par image avec un nombre minimum d’images consécutives de 15 images.
    REMARQUE : Pour les résultats représentatifs, le gel a été identifié par un seuil de 3 pixels par image pour 15 images.
  8. Compiler et exporter des mesures pour l’analyse statistique et les visualisations.
    REMARQUE : Pour l’analyse des données, référez-vous à https://github.com/farhanaugustine/DeepLabCut-Analysis-Jupyter-Scripts. Nous

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Résultats

Afin de valider les méthodes à faible coût décrites ci-dessus, une condition issue des expériences menées dans Velkey et AL.33 a été reproduit en utilisant la configuration actuelle à faible coût. Les sujets (N = 23, 11 hommes et 12 femmes) ont été présentés aux stimuli sociaux mobiles artificiels mobiles (basse fidélité) à gauche et aux stimuli sociaux en bas vivant (haute fidélité) à droite (Figure 2) ; comme des études

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Discussion

Le protocole actuel démontre que l’adaptation à faible coût actuelle de l’OTFST à 3 chambres peut être utilisée pour caractériser de manière fiable la préférence sociale chez les poissons-zèbres adultes, mesurée par le temps passé dans la zone. En utilisant des matériaux de construction peu coûteux, une webcam connectée à une clé USB et des logiciels d’acquisition et d’analyse open source, le système actuel a réussi à reproduire la découverte selon laquelle les poissons-zèbres préfèrent ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent ne pas exister de conflit d’intérêts. Les bailleurs de fonds n’ont joué aucun rôle dans la conception de l’étude ; dans la collecte, l’analyse ou l’interprétation des données ; dans la rédaction du manuscrit ; ou dans la décision de publier les résultats.

Remerciements

Les auteurs souhaitent remercier Rommel Pagkalinawan, Robby Buck, Elizabeth Hiltz, Haley Dewitt, Maia Tankersley, Alexis Thai-Nguyen, Grady Fleming, Jacob Young et Jack Medlin de l’équipe TheFishLab de l’Université Christopher Newport pour leurs contributions à l’élevage animal et à la collecte de données pour l’expérience de validation. Les auteurs souhaitent également remercier Samantha Commons pour son aide lors de son programme Community Captains Summer 2025, notamment en réalisant l’inventaire de tous les composants de l’installation existante à coût élevé ainsi que de la configuration à faible coût. Les auteurs tiennent également à remercier le Bureau de la recherche étudiante et de l’activité créative de l’Université Christopher Newport pour le financement accordé à K.K. dans le cadre du programme de bourses d’été de premier cycle. La Figure 2 a été créée dans BioRender par Kinslow, K. (2025). https://BioRender.com/wbf0wph.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
10-Gallon AquariumAqueon, Inc. Franklin, WI, USA#100110010acheté chez un animalerie locale (1 à 4)
12 Pieces 1-inch T-Pipe ClampsJoyHua Trade, ChinaASIN #B0DF19DJF1acheté sur Amazon.com (1)
2-gang electrical boxSigma Engineered Solutions, Raleigh, NC, USA# 14350acheté chez un magasin de matériel (1)
3/4" Silver-Metallic electrical metallic(EMT) Conduit - 10-footWheatland Tube, Inc., Wheatland, PA, USA #0550110000acheté chez un magasin de matériel (3)
3-conductor cordUtilitech, Inc., Charlotte, NC, USAUT010710acheté chez un magasin de matériel (1)
3-prong receptacleEaton, Inc., Beachwood, OH, USA#270W-SP-LWacheté chez un magasin de matériel (1)
3-way Air ValvePenn-Plax, Inc. 35 Marcus Blvd. Hauppauge, NY, USAModel VN3acheté chez un animalerie locale (1)
A4 Cardstock (white), laminatedvariesvariesacheté chez le libraire du campus (2)
Active bio-filter Penguin 100Spectrum Brands Pet, LLC, Blacksburg, VA, USA#PF00100Bacheté chez un animalerie locale (1 à 4)
Air stonesPenn-Plax, Inc. 35 Marcus Blvd. Hauppauge, NY, USAModel AS6Qacheté chez un animalerie locale (3)
Aquarium Air TubingPenn-Plax, Inc. 35 Marcus Blvd. Hauppauge, NY, USAModel STD8acheté chez un animalerie locale (1)
Black Fabric Twin Sheets (167.6 cm X 243.8 cm)Royale Linens, Inc., Melville, NY, USA#00011342258875acheté sur Amazon.com (3)
Brio 4k WebcamLogitech International S.A., Lausanne, Switzerland960-001419acheté sur Amazon.com (1 à 3)
Computer (sufficient for running Open Broadcaster Studio & 1-3 Webcams)Dell, Inc., Round Rock, TX, USAOptiPlex Micro 7010acheté sur dell.com (1)
Dimmable light-emitting diode (LED) flat-panel lightLithonia Lighting-Acuity Brands, Inc. Conyers, GA, USACTCL-153P-WHacheté sur Amazon.com (1)
E-Z Up Dust Containment Pole (2 Pack)Trimaco, Inc., Cary, NC, USA# 00047034547330acheté sur Amazon.com (1)
Feet Hardware TwinevariesVariesacheté chez un magasin de matériel (1)
Linear polarizing filtersB&H Foto & Electronics, Inc., New York, NY USARosco #7300acheté en ligne (7)
Open Broadcaster SoftwareOBS Projectv32.0.0télécharger à partir de https://obsproject.com (1)
Polycarbonate Sheet (0.38"/9.6mm thick)Spectraglass, ltd., Perth, ScotlandUPC # 608037376817acheté sur Amazon.com (1)
polyvinyl chloride (PVC) Cement, 4 oz canisterThe AZEK Co, Chicago, IL, USA#ARAD0004OZacheté chez un magasin de matériel (1)
Rimless 5.5-Gallon AquariumAqueon, Inc. Franklin, WI, USA#100541424acheté chez un animalerie locale (3)
Self-adhesive white plastic film CON-TACT Brand, La Miranda, CA, USA#16F-C9A952-06acheté chez un magasin de matériel (1)
Slider Dimmer switchLutron, Inc., Cooperburg, PA, USA#LECL-150H-WHacheté chez un magasin de matériel (1)
small pulleyvariesVariesacheté chez un magasin de matériel (1)
Submersible 50W heaters (preset to 26C)Aqueon, Inc. Franklin, WI, USA#100106251acheté chez un animalerie locale (3 à 7)
Super Clamp Camera MountJINSUI, ChinaX0040GEYLRacheté sur Amazon.com (1 à 3)
Tetra Whisper 10 Aquarium Air PumpSpectrum Pet, Home & Garden, Inc., Middleton, WI, USAUPC #046798778516acheté chez un animalerie locale (1)
Weatherproof 2-gang electrical enclosureHubbell, Inc., Shelton, CT, USA#MM2420Cacheté chez un magasin de matériel (1)
White PVC Sheet 1/4" x 24" 48"Royal Building Products, Bristol, TN, USA#3101acheté chez un magasin de matériel (2)
White PVC Trim Board, nominal 1 x 2 (0.75" x 1/5" x 96")Royal Building Products, Bristol, TN, USA#7832-8acheté chez un magasin de matériel (1)

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