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Établissement d'un protocole standardisé de manipulation par pincement de la colonne vertébrale pour un modèle de rat d'asthme pédiatrique

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DOI :

10.3791/70623

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1 octobre 2026

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1College of Acupuncture and Massage, Nanjing University of Chinese Medicine

Dans cet article

Résumé

Cet article présente un protocole standardisé de manipulation par pincement de la colonne vertébrale (SP) chez un modèle de rat jeune asthmatique. Ce protocole a atténué l'inflammation des voies respiratoires, l'hyperréactivité et le remodelage dans un modèle d'asthme induit par l'OVA. L'étude pourrait jeter les bases d'une exploration mécanistique et d'une traduction clinique.

Résumé

L'asthme est la maladie chronique inflammatoire des voies respiratoires la plus répandue chez les enfants et se caractérise par une inflammation chronique des voies respiratoires, une hyper-réactivité bronchique (AHR) et un remodelage des voies respiratoires. En médecine traditionnelle chinoise (MTC), la manipulation par pincement de la colonne vertébrale (SP) est une technique de massage pédiatrique largement utilisée pour traiter l'asthme et d'autres maladies infantiles. Malgré une utilisation clinique s'étendant sur plus de 1 000 ans, la technique SP reste peu connue en dehors de la Chine. De plus, les mécanismes sous-jacents à la SP ne sont pas suffisamment caractérisés. Cet article décrit un protocole réalisable et standardisé de SP qui reproduit les procédures essentielles utilisées en pratique clinique. L'application de ce protocole a amélioré l'inflammation des voies respiratoires, l'AHR et le remodelage des voies respiratoires dans un modèle de rat juvénile asthmatique. Afin d'améliorer la reproductibilité, des paramètres clés de la procédure ont été standardisés, notamment la pression exercée par les doigts, la fréquence de la manipulation, le nombre de répétitions et la durée de l'intervention. Le protocole standardisé décrit dans cette étude pourrait servir de référence pour de futures recherches sur la standardisation de la SP et ses mécanismes sous-jacents dans l'asthme pédiatrique expérimental.

Introduction

L'asthme pédiatrique est caractérisé par une inflammation chronique des voies respiratoires, une hyper-réactivité bronchique (AHR) et un remodelage des voies respiratoires1,2. Il débute souvent durant la petite enfance et constitue la maladie chronique la plus fréquente chez les enfants d'âge scolaire. Les traitements conventionnels actuels comprennent les corticostéroïdes inhalés, les agonistes des récepteurs β₂, les antagonistes des récepteurs des leucotriènes et les thérapies biologiques3,4. Toutefois, seuls 44,1 % des enfants et 55,4 % des adolescents asthmatiques atteignent un contrôle adéquat de la maladie dans le monde entier5. De plus, l'administration répétée de corticostéroïdes systémiques ou inhalés peut contribuer à un retard de croissance chez les enfants souffrant d'asthme mal contrôlé6.

En tant que thérapie externe traditionnelle, le massage (également connu sous le nom de tuina en Chine) est rentable, bien toléré et généralement considéré comme sûr pour les enfants. Le massage est utilisé depuis longtemps aussi bien en Chine que dans les pays occidentaux pour la prévention et le traitement de l'asthme pédiatrique7. Des revues systématiques et des méta-analyses ont rapporté des résultats favorables du massage thérapeutique dans la prise en charge de l'asthme pédiatrique7,8. La manipulation par pincement de la colonne vertébrale (SP) est une technique classique et largement pratiquée dans le massage pédiatrique chinois traditionnel. Selon la théorie de la médecine traditionnelle chinoise (MTC), la stimulation du vaisseau Gouverneur (GV) et des méridiens de la Vessie (BL) le long du dos module la fonction des organes Zang-Fu, maintenant ainsi l'homéostasie systémique et prévenant ou traitant les maladies9,10,11. Des études antérieures ont démontré que la SP améliore non seulement les symptômes et signes d'atopie chez les enfants, mais réduit également l'inflammation chronique des voies respiratoires dans un modèle de rat jeune asthmatique12,13,14. En plus de son utilisation clinique, la SP est couramment pratiquée comme intervention de soins de santé à domicile11,15. Malgré une histoire clinique s'étendant sur plus de mille ans, la SP reste relativement méconnue en dehors de la Chine, et ses mécanismes sous-jacents n'ont pas été largement étudiés. Par conséquent, des modèles animaux standardisés sont essentiels pour élucider les mécanismes de la SP et soutenir son évaluation scientifique et son application plus larges.

Plusieurs études ont établi des protocoles standardisés de massage pour la recherche animale. Une étude antérieure a mis au point un protocole standardisé de caresses sur le dos ou l’abdomen à une vitesse d’environ 20 cm/s et une pression de 100 mm H₂O afin d’inhiber les réponses excitatrices cardiovasculaires16. Plus récemment, une stimulation tactile rachidienne unidirectionnelle répétée le long du méridien GV à l’aide d’un stimulateur mécanique s’est révélée capable de favoriser le remodelage synaptique dans le cortex préfrontal médian d’un modèle murin adolescent d’autisme. Dans ce protocole, une pression modérée d’environ 30 à 50 g était appliquée à une vitesse d’environ 15,3 cm/s, sans provoquer d’inconfort ni de lésion. La stimulation était administrée de manière unidirectionnelle, de la région caudale jusqu’à la nuque (région occipitale), deux fois par jour pendant 10 minutes sur une période de 21 jours17. Toutefois, la manipulation manuelle diffère fondamentalement de la stimulation mécanique, et aucun dispositif mécanique actuel ne reproduit les mouvements caractéristiques de la SP. De plus, bien que plusieurs études aient examiné les mécanismes de la SP dans des modèles rats d’asthme et d’autres troubles pédiatriques18, aucun protocole standardisé n’a encore été établi pour définir la force et la vitesse de stimulation requises pour la SP dans les études animales. Par conséquent, l’élaboration d’un protocole standardisé de SP est essentielle pour améliorer la reproductibilité et faciliter les investigations mécanistiques.

L'asthme allergique est le phénotype d'asthme pédiatrique le plus fréquent19. En conséquence, la sensibilisation et le défi par l'ovalbumine (OVA) sont les méthodes les plus couramment utilisées pour établir un modèle expérimental d'asthme pédiatrique20. Les rats sont particulièrement adaptés à l'étude d'interventions basées sur le massage, car leur taille corporelle plus grande facilite la manipulation manuelle. De plus, les modèles chez le rat reproduisent de manière fiable les caractéristiques pathologiques clés de l'asthme allergique, notamment une inflammation polarisée vers le phénotype Th2, l'hyperactivité bronchique (AHR) et le remodelage des voies respiratoires21.

Des études antérieures ont démontré que le SP atténuait l'inflammation des voies respiratoires chez des rats jeunes après sensibilisation et provocation à l'OVA11,14. Par conséquent, la présente étude visait à établir un protocole standardisé de SP pour un modèle de rat jeune d'asthme pédiatrique afin de faciliter les recherches futures sur les mécanismes sous-jacents du SP. Ce protocole standardisé fournit un cadre expérimental reproductible pour des études mécanistiques et des recherches translationnelles futures sur le SP dans des modèles animaux d'asthme pédiatrique.

Protocole

Cette étude a été approuvée par le Comité de soins aux animaux et d'utilisation de l'Université de médecine chinoise de Nanjing (n° 202306A032). Toutes les procédures ont été réalisées conformément aux lignes directrices des National Institutes of Health pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire et aux lignes directrices ARRIVE 2.0.

Trente rats mâles Sprague-Dawley (SD) spécifiques sans pathogènes (SPF), âgés de 3 semaines et pesant entre 45 et 55 g, ont été utilisés. Les rats ont été logés (trois par cage) dans un environnement SPF à barrière contrôlée, sous un cycle lumière/obscurité de 12 h, à 22 ± 2 °C et une humidité relative de 30 % à 40 %, avec un accès libre à une nourriture standard et à de l'eau. Sur la base d'études antérieures utilisant des modèles de rats jeunes d'asthme11,14, la taille de l'échantillon a été déterminée afin de minimiser l'utilisation animale conformément au principe de réduction des 3R. Après une période d'acclimatation de 7 jours, le poids corporel de base a été enregistré, et chaque rat s'est vu attribuer un numéro d'identification unique. Les rats ont été stratifiés selon leur poids corporel de base, puis répartis au sein de chaque strate en cinq groupes selon une table de nombres aléatoires, selon un ratio d'allocation de 1:1:1:1:1 (n = 6 par groupe) : témoin (CN), asthme (AS), asthme + SP (AS+SP), asthme + méthylprednisolone (AS+MP) et asthme + SP + méthylprednisolone (AS+SP+MP). La séquence de randomisation et l'affectation aux groupes ont été générées par un investigateur qui n'a pas participé aux interventions ultérieures ni aux évaluations des résultats.

Les critères d'inclusion étaient des rats mâles SD SPF en bonne santé âgés de 3 semaines, pesant entre 45 et 55 g au départ, présentant un schéma respiratoire normal et une activité physique régulière. Les rats étaient exclus s'ils présentaient des signes de maladie ou une déviation du poids corporel de >20 % par rapport à la moyenne du groupe pendant l'acclimatation, ou s'ils décédaient avant la fin de la phase d'intervention. Des équipements de protection individuelle appropriés, comprenant une blouse de laboratoire, un masque jetable et des gants, ont été portés tout au long de la procédure. Les carcasses animales et les tissus ont été placés dans des sacs biodégradables à double couche et stockés à −20 °C avant élimination. La litière contaminée a été éliminée comme déchet solide dangereux, et les objets tranchants ont été jetés dans des conteneurs homologués résistants aux perforations. Pour la collecte terminale des tissus, de l'uréthane à 20 % (5 mL/kg, i.p.) a été administré, et une anesthésie profonde a été confirmée par l'absence de réflexe de retrait podal et de réflexe cornéen.

1. Mise en place du modèle de rat jeune asthmatique

REMARQUE : La procédure suivante a été utilisée pour établir le modèle d'asthme chez le rat jeune12.

  1. Préparer la suspension d'OVA/Al(OH)₃ immédiatement avant chaque injection. Dissoudre 2 mg d'OVA de grade V directement dans 1 mL de gel d'Al(OH)₃ à 4 %, puis agiter au vortex jusqu'à obtention d'une suspension homogène.
    NOTE : S'assurer que la suspension est homogène avant l'injection. En cas de précipitation, agiter brièvement au vortex pour resuspendre le mélange. Conserver la suspension sur de la glace et l'utiliser dans les 2 h suivant sa préparation.
  2. Injecter 1 mL de la suspension d'OVA/Al(OH)₃ par voie intrapéritonéale aux jours expérimentaux 1, 8 et 15. Injecter 1 mL de solution saline normale stérile (NaCl 0,9 %) aux rats du groupe CN selon le même calendrier.
  3. Exposer les rats à une solution d'OVA à 2 % (grade II) du jour expérimental 21 au jour 42 à l'aide d'un nébuliseur ultrasonique. Réaliser les deux dernières inhalations consécutives avec une solution d'OVA à 3 % afin d'induire une exacerbation après la sensibilisation.
  4. Réaliser la nébulisation tous les deux jours pendant 30 minutes sur une période de 3 semaines. Placer chaque rat individuellement dans une chambre d'exposition hermétique reliée au nébuliseur ultrasonique (fréquence ultrasonique : 1,7 MHz ± 10 % ; débit de nébulisation : ≥3 mL/min ; diamètre des particules : <5 µm).
    NOTE : Confirmer l'obtention réussie du modèle d'asthme en observant les éternuements, les hochements de tête pendant la respiration, la respiration par la bouche, la contraction des muscles abdominaux et les sifflements.

2. Utilisation et application du logiciel du système Finger TPS

  1. Insérez la fiche du capteur verticalement dans l'interface du circuit imprimé. Connectez la carte de circuit à l'ordinateur à l'aide d'un câble USB-C d'environ 40 cm de longueur afin d'assurer une flexibilité opérationnelle suffisante.
  2. Désinfectez les mains et les protecteurs de doigts. Insérez le pouce et l'index droits de l'opérateur dans les manchons de doigts équipés de capteurs. Placez les capteurs flexibles au centre des pulpes des doigts et assurez un contact étroit, sans plis, avec la peau.
  3. Effectuez l'étalonnage du système et le contrôle qualité pour la mesure de force
    1. Inspectez les capteurs et les câbles de connexion avant chaque séance d'entraînement de l'opérateur et vérifiez que l'appareil est correctement connecté.
    2. Sélectionnez « N » comme unité de mesure et réglez la plage de mesure de −3,5 à 32 N.
    3. Assurez-vous qu'aucune force externe n'est appliquée aux capteurs. Exécutez la fonction « Tare » pour mettre à zéro le système.
    4. Enregistrez la ligne de base sans charge pendant 30 s. Commencez la mesure de force uniquement lorsque la variation de la ligne de base reste inférieure à 0,02 N.
    5. Répétez la procédure de mise à zéro chaque fois que la position du capteur ou la tension du manchon est ajustée ou lorsqu'une dérive de la ligne de base est observée.
    6. Utilisez le système Finger TPS pour surveiller la force appliquée pendant l'entraînement de l'opérateur. Maintenez une force de 5 ± 0,6 N pendant le mouvement de retour et de 12 ± 2 N pendant le SP, tout en conservant la vitesse et la fréquence prescrites.
    7. Acceptez la courbe de force uniquement lorsque la ligne de base reste stable, qu'aucune interruption ou saturation du signal ne se produit, et que la force appliquée reste dans les plages cibles spécifiées.
  4. Effectuez les manipulations de mouvement de retour et de SP tout en surveillant la courbe de force dynamique. Ajustez la tension des manchons de doigts selon les besoins jusqu'à l'obtention d'une courbe de force stable.
  5. Entraînez-vous aux manipulations tout en surveillant la courbe de force en temps réel. Maintenez une force cible de 5 ± 0,6 N et une vitesse d'environ 5 cm/s pendant le mouvement de retour, et maintenez une force cible de 12 ± 2 N à une fréquence de 6 à 8 répétitions/min pendant le SP. Considérez l'opérateur comme compétent uniquement après que cinq essais d'entraînement consécutifs aient satisfait aux critères concernant la technique de manipulation, la force des doigts et la fréquence du SP.
    REMARQUE : Considérez l'opérateur comme qualifié uniquement après avoir atteint de manière constante les paramètres cibles de force et de mouvement. Retirez les protecteurs de doigts avant d'effectuer la procédure formelle de SP afin d'éviter une stimulation tactile supplémentaire des rats. Toutefois, aucun des tests de reproductibilité inter-opérateurs de cette étude ne doit être pris en compte lors de l'adoption de ce protocole comme référence pour l'étude de SP.

3. Procédure détaillée de la manipulation par pincement de l'épine

  1. Maintenir délicatement le rat en position prone sur une paume. Soutenir les membres antérieurs en entourant doucement les aisselles avant avec le pouce et l'index, et laisser les membres antérieurs pendre naturellement. Veiller à ce que le rat reste calme avec une respiration régulière. En cas de vocalisation, d'agitation ou de défécation, relâcher le rat et lui permettre de s'acclimater pendant 2 à 3 minutes avant de le repositionner.Figure 1).
  2. Frottez deux fois le dos depuis la région des épaules jusqu’à la base de la queue, le long du vaisseau gouverneur (VG), à l’aide des doigts index, moyen et annulaire droits. Appliquez une force d’environ 5 N pour apaiser le rat avant le SP.
  3. Pincer la peau à la base de la queue en utilisant le pouce droit placé en position postérieure et les index et majeur placés en position antérieure. Soulever doucement la peau, puis effectuer une rotation tout en déplaçant les doigts vers l'avant le long de la colonne vertébrale en direction de Dazhui (GV14). Éviter tout signe manifeste de gêne. Maintenir une pression digitale d'environ 12 N et réaliser la manipulation à une fréquence de 6 à 8 répétitions par minute. Effectuer 15 répétitions du jour 1 au jour 21, puis 25 répétitions du jour 22 au jour 44.
  4. Répétez la procédure de massage dorsal décrite à l'étape 3.2 afin de terminer la séance de traitement et calmer le rat.
    REMARQUE : Selon la théorie de la médecine traditionnelle chinoise (MTC), le SP est pratiqué le long de la colonne vertébrale afin de stimuler les méridiens VG et V.Figure 2). Le méridien du VG s'étend le long de la ligne médiane dorsale, depuis la racine de la queue jusqu'au Dazhui (VG14), tandis que le méridien de la VÉ se situe environ à 3 à 6 mm latéralement par rapport à la ligne médiane, selon la taille du corps.22Le point Dazhui (GV14) se situe au milieu entre la septième vertèbre cervicale et la première vertèbre thoracique. Augmenter le nombre de répétitions de la stimulation par pression (SP) avec l'âge afin de simuler le protocole thérapeutique clinique. Pendant la friction du dos, veiller à ce que le rat reste détendu, respire calmement et ne présente aucun comportement défensif. Pendant la SP, on s'attend à une légère cambrure du dos et une écartement des vibrisses, sans miction ni défécation induites par le stress, ni agitation violente, vocalisation ou tentative de fuite.

4. Protocoles d'intervention

  1. Assigner les rats du groupe CN à ne recevoir aucune intervention spécifique à la maladie. Manipuler doucement les rats pendant la même durée que le groupe AS+SP afin de contrôler les effets liés à la manipulation. Administrer du sérum physiologique par voie intrapéritonéale (1 mL/kg) selon le même calendrier que celui utilisé pour les injections de méthylprednisolone.
  2. Soumettre les rats du groupe AS à une sensibilisation et à une provocation par l’OVA. Appliquer les mêmes procédures de manipulation et d’injection de sérum physiologique que celles utilisées pour le groupe CN.
  3. Soumettre les rats du groupe AS+SP à une sensibilisation et à une provocation par l’OVA. Appliquer le protocole de SP une fois par jour avant l’induction du modèle.
  4. Soumettre les rats du groupe AS+MP à une sensibilisation et à une provocation par l’OVA. Administrer du méthylprednisolone (10 mg/kg ; 2 mg/mL préparé dans du sérum physiologique) par injection intrapéritonéale 30 min avant chaque provocation par l’OVA.
  5. Soumettre les rats du groupe AS+SP+MP aux mêmes procédures que celles utilisées pour le groupe AS+MP. Appliquer le protocole de SP une fois par jour avant l’injection de méthylprednisolone.
    REMARQUE : À l’exception des groupes AS+SP et AS+SP+MP, appliquer les mêmes procédures de manipulation à tous les autres groupes afin de contrôler les effets non spécifiques liés à la manipulation. Utiliser des seringues jetables stériles pour toutes les injections et jeter les aiguilles dans des conteneurs résistants aux perforations. Insérer l’aiguille d’injection intrapéritonéale latéralement par rapport à la ligne médiane abdominale afin de minimiser le risque de lésion viscérale. Pour contrôler la stimulation tactile chez les groupes non SP, caresser les rats quatre fois pendant la même intervention que celle du groupe SP chaque jour. Utiliser la même procédure de caressage dorsal que celle utilisée pour les groupes SP.

Résultats

Le poids corporel est un indicateur important de la croissance chez les rats jeunes. Aucune différence significative du poids corporel n’a été observée entre les cinq groupes avant le traitement expérimental. Après l’induction du modèle d’asthme, le groupe AS présentait un poids corporel significativement inférieur à celui du groupe CN (P = 0,000 ; Figure 3A). Par rapport au groupe AS, le groupe AS+SP présentait un poids corporel significativement plus élevé (P = 0,008 ; Figure 3A), tandis que le groupe AS+MP ne montrait aucune différence significative (P = 0,975 ; Figure 3A). De même, le groupe AS+SP+MP ne présentait aucune augmentation significative du poids corporel par rapport au groupe AS (P = 0,925 ; Figure 3A). Ces résultats suggèrent que le SP favorise la prise de poids durant la modélisation de l’asthme pédiatrique et le traitement par la méthylprednisolone (MP) chez les rats jeunes.

Après le défi à l'OVA, les rats du groupe CN n'ont présenté aucun signe de détresse respiratoire, notamment pas de gêne respiratoire, d'éternuements, de hochement de tête, de respiration buccale, de contraction des muscles abdominaux ou de sifflements. En revanche, les rats du groupe AS ont présenté des manifestations typiques de l'asthme pédiatrique, notamment une gêne respiratoire, des éternuements, un hochement de tête et une respiration buccale. Ces signes cliniques ont été nettement atténués après un traitement par SP, MP ou leur association.

Pour évaluer les effets anti-inflammatoires du SP chez des rats jeunes présentant un asthme expérimental, des tissus pulmonaires ont été prélevés après une anesthésie profonde induite par de l'uréthane à 20 % (5 mL/kg, i.p.), conformément aux protocoles décrits précédemment12. Une coloration à l'hématoxyline et à l'éosine (HE) et une analyse de l'expression des gènes pro-inflammatoires ont été réalisées afin d'évaluer l'inflammation chronique des voies respiratoires, tandis qu'une coloration de Masson a été utilisée pour apprécier le remodelage des voies respiratoires. L'hyperréactivité bronchique (AHR) a été évaluée par pléthysmographie corporelle totale (WBP) en mesurant la pause augmentée (Penh).

Après avoir suivi les procédures habituelles de coloration par HE et de coloration de Masson23, les coupes pulmonaires ont été colorées à l'hématoxyline-éosine et notées pour l'inflammation périfolliculaire en utilisant une échelle modifiée de 0 à 424. Le groupe modèle d'asthme présentait des scores d'inflammation significativement plus élevés que le groupe CN (P = 0,000). Par rapport au groupe AS, les groupes AS+SP, AS+MP et AS+SP+MP montraient tous des scores d'inflammation significativement réduits (P = 0,005, P = 0,006 et P = 0,000, respectivement), sans différences significatives entre les trois groupes traités (Figure 4A, Tableau 1).

La remodélisation des voies respiratoires a été évaluée en quantifiant le dépôt de collagène autour des bronchioles à l'aide de la coloration de Masson. Le dépôt de collagène a été exprimé comme la surface positive au collagène normalisée par rapport au périmètre de la membrane basale (µm2/µm). Le groupe AS présentait un dépôt de collagène significativement plus élevé que le groupe CN (P = 0,000). Par rapport au groupe CN, les groupes AS+SP et AS+MP montraient un dépôt de collagène modérément plus élevé (P = 0,050 et P = 0,051, respectivement), mais significativement moins élevé que celui du groupe AS (P = 0,001 pour les deux comparaisons). Le groupe AS+SP+MP ne présentait aucune différence significative par rapport au groupe CN (P = 0,105), mais affichait un dépôt de collagène significativement réduit comparé au groupe AS (P = 0,001). Aucune différence significative n'a été observée entre les trois groupes d'intervention (Figure 4B, Tableau 1).

Des courbes de force représentatives obtenues à l'aide du système Finger TPS sont présentées dans la Figure 5. Pendant la formation des opérateurs, la courbe de force enregistrée lors du mouvement de retour est restée stable à environ 5 N (Figure 5A), tandis que la courbe de force enregistrée pendant la SP montrait des pics répétés correspondant à la manipulation de pincement, la force appliquée étant maintenue dans la plage cible prédéfinie (Figure 5B). Ces profils de force illustrent les caractéristiques normalisées de force utilisées pendant la formation des opérateurs.

La chronologie expérimentale globale est résumée dans la Figure 6. Après une période d'acclimatation de 7 jours, la sensibilisation à l'OVA a été réalisée selon le calendrier précisé, suivie de provocations répétées à l'OVA. Le SP a été administré aux groupes AS+SP et AS+SP+MP pendant la période d'intervention désignée, tandis que la méthylprednisolone a été administrée avant la provocation à l'OVA dans les groupes traités correspondants. L'évaluation par WBP et la collecte des tissus ont été effectuées après la dernière provocation (Figure 6).

La pléthysmographie corporelle totale est largement utilisée pour évaluer l'indice Penh chez des rongeurs conscients et non entravés, sans causer de lésion ni détresse importante25. Bien que l'indice Penh soit un indicateur indirect influencé par le rythme respiratoire et les facteurs environnementaux, la mesure directe de la résistance des voies respiratoires nécessite une anesthésie et une trachéotomie, ce qui peut modifier la physiologie des voies aériennes26. L'indice Penh a toutefois été rapporté comme corrélant avec les mesures invasives de la résistance pulmonaire27. Vingt-quatre heures après le dernier défi à l'OVA, les rats ont été placés dans des chambres non entravées et exposés successivement à du PBS aérosolisé, puis à l'acétylcholine (Ach) aux concentrations de 3,125, 6,25, 12,5, 25 et 50 mg/mL. Chaque défi par aérosol durait 2 min et était suivi d'une période d'enregistrement de 5 min28. Le groupe AS présentait des valeurs de Penh significativement plus élevées que le groupe CN, tandis que le traitement par SP, MP ou leur application combinée réduisait de manière significative les valeurs de Penh (P = 0,005 ; Figure 3B). Ce résultat indique que le SP améliore la fonction respiratoire chez les rats asthmatiques, une observation qui nécessite encore une validation supplémentaire, combinée à des mesures directes de la résistance des voies respiratoires (Raw).

L'interleukine-4 (IL-4) déclenche une inflammation éosinophile médiée par les lymphocytes Th2, tandis que le facteur de nécrose tumorale α (TNF-α) contribue à l'hyperréactivité bronchique (HRB) et au remodelage des voies respiratoires, jouant ainsi des rôles centraux dans la pathogenèse de l'asthme pédiatrique29. Afin d'évaluer davantage l'inflammation des voies respiratoires, les niveaux d'expression de l'IL-4 et du TNF-α dans les tissus pulmonaires ont été quantifiés par réaction de transcription inverse quantitative en chaîne par polymérase (qRT-PCR). Par rapport au groupe CN, le groupe AS présentait une expression significativement augmentée de l'IL-4 et du TNF-α (P = 0,000 et P = 0,000, respectivement ; Figure 3C,D). L'expression de ces deux cytokines a été significativement réduite après un traitement par SP ou MP, et la combinaison de SP et de MP a produit la plus forte réduction (P = 0,001 et P = 0,000, respectivement ; Figure 3C,D).

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Figure 1 : Procédure détaillée de la manipulation de pincement vertébral (SP) chez le rat. (A) Maintenir le rat en position ventrale sur la paume de l'opérateur. (B) Pincer la peau à la base de la queue. (C) Soulever la peau pincée. (D) Tourner et avancer les doigts vers l'avant le long de la colonne vertébrale en direction de Dazhui (GV14). Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Illustration schématique du Vaisseau Gouverneur (GV), du méridien de la Vessie (VB) et du point Dazhui (GV14) chez le rat. Le schéma illustre la localisation anatomique du GV, du méridien de la Vessie (VB) et du point Dazhui (GV14), qui constituent les sites cibles de la manipulation par pincement de la colonne vertébrale. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

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Figure 3: Effets de la manipulation par pincement des apophyses épineuses sur le poids corporel, l'hyperréactivité bronchique et les facteurs inflammatoires pulmonaires chez des rats jeunes. (A) Comparaison du poids corporel entre les groupes expérimentaux. (B) Comparaison des valeurs de pause améliorée (Penh).C) Expression génique relative de l'interleukine-4 (IL-4) dans le tissu pulmonaire. (D) Expression génique relative du facteur de nécrose tumorale-α (TNF-α) dans le tissu pulmonaire. Les données sont présentées comme moyenne ± SD. *P < 0,05 et **P < 0.01 par rapport au groupe CN ; #P < 0,05 et ##P < 0,01 par rapport au groupe AS. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : Modifications histopathologiques représentatives du tissu pulmonaire. (A) Coloration par l'hématoxyline-éosine (HE) montrant une inflammation périlobulaires. (B) Coloration de Masson trichrome montrant un dépôt de collagène et un remodelage des voies respiratoires. Les images ont été obtenues à un grossissement de 200×. Les barres d'échelle = 100 µm. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

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Figure 5 : Courbes de force représentatives enregistrées pendant la manipulation de pincement des épines à l’aide du système Finger TPS. (A) Courbe de force enregistrée pendant la manipulation de balayage arrière. (B) Courbe de force enregistrée pendant la manipulation de pincement des épines (SP). Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

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Figure 6 : Chronologie de l'expérience. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.

GroupeScore d'inflammation à l'HESurface de collagène/longueur du périmètre de la membrane basale (μm²/μm)
CN1,10 ± 0,252,50 ± 0,43
AS2,32 ± 0,50**4,23 ± 0,53**
AS+SP1,66 ± 0,27##3,12 ± 0,56*##
AS+MP1,67 ± 0,31##3,12 ± 0,50*##
AS+SP+MP1,34 ± 0,27##3,01 ± 0,33##

Tableau 1 : Scores d'histopathologie pulmonaire. L'inflammation périfonctionnelle a été évaluée par coloration à l'hématoxyline-éosine, et le remodelage des voies respiratoires a été quantifié par la surface positive au collagène normalisée par rapport au périmètre de la membrane basale (µm2/µm). Les données sont présentées comme moyenne ± SD (n = 5 par groupe). *P < 0,05 et **P < 0,01 par rapport au groupe CN ; #P < 0,05 et ##P < 0,01 par rapport au groupe AS.

Discussion

La sensibilisation et le défi par l'ovalbumine (OVA) constituent l'un des modèles expérimentaux les plus utilisés pour étudier l'asthme pédiatrique30,31. La présente étude a démontré que le protocole standardisé de manipulation par pincement de la colonne vertébrale (SP) atténuait l'inflammation chronique des voies respiratoires, l'hyperréactivité bronchique (AHR) et le remodelage des voies respiratoires. Des études cliniques antérieures ont montré que le massage pédiatrique traditionnel, y compris le SP, améliore l'asthme et d'autres maladies allergiques chez l'enfant11,13,32. De plus, des études animales antérieures ont démontré que le SP atténuait l'inflammation des voies respiratoires chez de jeunes rats modèles d'asthme en modulant la microflore intestinale12,15. La présente étude a en outre démontré que l'application d'un protocole SP standardisé améliorait l'inflammation chronique des voies respiratoires, l'AHR et le remodelage des voies respiratoires chez un modèle de rat jeune asthmatique. En outre, le SP a renforcé les effets thérapeutiques de la méthylprednisolone (MP) tout en réduisant ses effets secondaires retardant la croissance.

La pratique du SP existe en Chine depuis plus de 1 000 ans et demeure l'une des techniques de massage pédiatrique les plus couramment utilisées pour la prévention et le traitement de l'asthme ainsi que d'autres maladies infantiles12,15,33,34,35. Malgré son long historique d'application clinique, le SP reste relativement méconnu en dehors de la Chine. Selon la théorie de la médecine traditionnelle chinoise, les méridiens VG et V s'étendent le long de la colonne vertébrale ou à proximité et entrent en communication avec les organes internes. Par conséquent, on pense que la stimulation de ces méridiens régule la fonction viscérale, module l'activité immunitaire et renforce la résistance aux maladies. Le SP consiste à pincer, soulever, tordre et faire progresser la peau le long de la colonne vertébrale, stimulant ainsi simultanément les méridiens VG et V. Cette manipulation exerce des forces de compression et de traction sur la peau et la fascia sous-jacente, produisant une stimulation mécanique modérée. En pratique clinique, une manipulation douce de lissage du dos est couramment effectuée avant et après le SP afin de réduire la stimulation et d'améliorer le confort du patient. Le lissage du dos consiste en des passages doux dirigés vers le bas le long du dos et est largement utilisé en massage pédiatrique. Ainsi, selon les principes de pertinence clinique, de faisabilité, de simplicité et de reproductibilité, le protocole standardisé intègre à la fois le SP et la manipulation de lissage du dos.

Des études antérieures ont démontré que le SP réduit l'inflammation dans les poumons et l'hippocampe par des mécanismes immunomodulateurs12,36. L'asthme pédiatrique est caractérisé par une inflammation orientée vers les Th2, étroitement associée à une dysrégulation immunitaire37. Des études expérimentales antérieures ont rapporté que le caressage manuel ou à l'aide d'un pinceau régulait les réponses immunitaires chez la souris lorsqu'il était appliqué avec une pression de 100–150 mmH₂O (7–11 mmHg) et une vitesse d'environ 3 cm/s38. De plus, une étude clinique a indiqué que le caressage effectué à une vitesse d'environ 1–10 cm/s était perçu comme plus agréable39. Sur la base de ces résultats, le protocole standardisé a adopté une force de caressage dorsal de 5 ± 0,6 N et une vitesse de 5 cm/s afin d'obtenir un effet apaisant adéquat. La pression, la fréquence et le nombre de répétitions du SP ont été déterminées selon des études antérieures12,15 et des recherches connexes menées par d'autres groupes40,41. Bien que des études antérieures aient standardisé soit le caressage manuel du dos (20 cm/s ; environ 100 mmH₂O), soit la stimulation mécanique du GV (30–50 g ; environ 15,3 cm/s) afin d'obtenir une inhibition cardiovasculaire ou de favoriser la remodélisation synaptique chez les rongeurs, le SP manuel constitue une intervention biomécanique distincte, reposant sur une rétroaction tactile et proprioceptive, et ne peut donc pas être entièrement reproduit par les dispositifs mécaniques existants. Cette distinction souligne l'importance de protocoles standardisés par les praticiens pour les futures recherches translationnelles sur les interventions tactiles dans l'asthme allergique.

De nombreuses études publiées en chinois ont démontré que la SP module la fonction immunitaire et supprime l'inflammation42,43,44. À la connaissance actuelle, toutefois, aucune étude antérieure menée en dehors du groupe de recherche de l'auteur n'a normalisé la pression et la vitesse de la SP pour l'investigation d'une maladie spécifique dans des modèles animaux d'asthme pédiatrique. Des études antérieures ont examiné les mécanismes sous-jacents de la SP dans des modèles de rats jeunes asthmatiques, notamment la modulation de la microflore intestinale, l'augmentation de la production d'acides gras à chaîne courte, l'amélioration de la fonction musculaire respiratoire (par exemple, la force du diaphragme) et l'atténuation de l'inflammation des voies respiratoires et du dysfonctionnement pulmonaire11. La présente étude s'est principalement concentrée sur l'établissement d'un protocole normalisé plutôt que sur l'élucidation exhaustive des mécanismes d'action sous-jacents. Un système de mesure et d'enregistrement tactile de haute précision a été utilisé pour normaliser la force appliquée lors des massages du dos et de la SP, tandis que la vitesse et la fréquence des manipulations ont été standardisées conformément aux études antérieures. Les rats ont été choisis parce que leur taille corporelle facilite une manipulation stable et l'application manuelle de la SP tout en s'approchant étroitement de la procédure clinique. Le massage du dos a été effectué à l'aide des doigts d'une seule main, comme en pratique clinique pédiatrique. En raison de la taille corporelle plus petite des rats, la SP a été réalisée avec trois doigts d'une seule main plutôt qu'avec les deux mains, tout en préservant les caractéristiques biomécaniques essentielles de la technique clinique. Cette modification reproduit fidèlement la stimulation des méridiens GV et BL dans le modèle de rat. Comme les paramètres de mesure peuvent varier selon les systèmes de mesure de pression tactile, la standardisation de la manipulation manuelle fondée sur les réponses comportementales des rats pendant le massage du dos et la SP pourrait offrir une meilleure reproductibilité que celle reposant uniquement sur des mesures de force spécifiques à un dispositif. Des études antérieures ont également montré que le massage du dos exerce des effets antidépresseurs chez des jeunes rats induits par le CUMS9, bien que la SP produise des effets thérapeutiques significativement plus importants. Par conséquent, les effets bénéfiques observés dans la présente étude pourraient refléter en partie la contribution de la manipulation par massage du dos, en plus des effets principaux de la SP.

Plusieurs limites doivent être reconnues. Premièrement, la taille de l'échantillon était relativement faible, ce qui pourrait limiter la robustesse et la généralisabilité des résultats. Deuxièmement, la présente étude s'est principalement concentrée sur l'établissement et la validation d'un protocole SP standardisé ; elle n'a donc examiné qu'un nombre restreint de paramètres mécanistiques, sans chercher à décrire de façon exhaustive les mécanismes biologiques sous-jacents. Par conséquent, aucune validation mécanistique — notamment par le décompte des cellules inflammatoires dans le lavage broncho-alvéolaire (LBA), la mesure des taux d'IgE spécifiques à l'OVA, l'analyse du profil des cytokines Th2 (par exemple, IL-5, IL-13) ou l'étude des voies de signalisation intracellulaire — n'a été réalisée. Ce résultat indique que le SP améliore la fonction respiratoire chez les rats asthmatiques, une observation qui nécessite encore une validation complémentaire, associée à des mesures directes de la résistance des voies respiratoires (Raw). Troisièmement, toutes les manipulations ont été effectuées par un seul opérateur formé, et la reproductibilité entre différents opérateurs formés n'a pas été évaluée. Enfin, aucun groupe d'intervention utilisant uniquement des frictions dorsales n'a été inclus pour distinguer les effets indépendants des frictions dorsales de ceux du SP. Les études futures devraient inclure des échantillons plus larges, évaluer la reproductibilité inter-opérateurs, intégrer des groupes témoins supplémentaires et approfondir l'investigation des mécanismes moléculaires sous-tendant les effets thérapeutiques du SP.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent n'avoir rien à divulguer. Aucun outil d'intelligence artificielle n'a été utilisé lors de la préparation de ce manuscrit. Les auteurs assument l'entière responsabilité de l'intégralité et de l'exactitude du manuscrit final.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (responsable du projet Xiong Ying, n°81973970, affilié à l'Université de médecine chinoise de Nanjing). Les auteurs remercient l'Institut de pédiatrie, le laboratoire clé du Jiangsu pour la santé des enfants et la médecine chinoise, ainsi que le laboratoire clé de recherche sur l'acupuncture et la médecine du ministère de l'Éducation, pour avoir mis à disposition les locaux, les instruments et l'équipement.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Gel d'Al(OH)3 à 4 %Shanxi ZHHC Biomedical Technology Co., LTD, ChineBS010N/A
Ach (acétylcholine)Sigma, États-UnisA2251N/A
Lames à adhésionCitotest, Jiangsu, ChineREF.188105
P/N.80312-3161		N/A
Sacs pour déchets biologiques dangereuxNanjing Xinyuan Plastic Co., Ltd.HJ421-2008N/A
Machine de cuisson des tissus biologiquesKedee, Zhejiang, ChineKD-HIIN/A
Machine d'inclusion des tissus biologiquesKedee, Zhejiang, ChineKD-BMN/A
Machine d'étalage des tissus biologiquesKedee, Zhejiang, ChineKD-PIN/A
Buxco Research SystemsDSI Buxco, Wilmington, Caroline du Nord, États-UnisPFTN/A
Agitateur réglable (MX-S)DLAB, Pékin, Chine8031102000N/A
Centrifugeuse pour microplaqueScilogex, États-UnisSCI-CF2800M E050S11B000798N/A
Périmètre propre Sanfa, Shanghai, ChineSF-CJ-1AN/A
Centrifugeuse classiqueDLAB, Pékin, ChineD100BE : 9031001011N/A
Gants stériles jetablesShanghai Kebang Medical Latex Equipment Co., Ltd.22010739https://www.sh-kebang.com/products_detail/6.html
Balance électroniqueJinghai, ShanghaiYP3001NN/A
Balance électroniqueJinghai,  Shanghai, ChineYP3001NN/A
Système Finger TPSPressure Profile System, Inc, États-UnisVersion du logiciel applicable : Chameleon 2018https://pressureprofile.com/body-pressure-mapping/finger-tps
 Microscope optique à fluorescenceOlympus, Tokyo, JaponDP70N/A
Stérilisateur à vapeur sous pressionTomy, JaponSX-500N/A
Centrifugeuse réfrigérée à grande vitesseEppendorf5418RN/A
Kit de coloration trichrome de MassonSolarbio, Shanghai, ChineG1340N/A
Pipettes micrométriques et embouts stérileseppendorfJ48931Lhttps://www.eppendorf.com/hk-en/Products/Liquid-Handling/All-Pipettes-Dispensers-Automated-Liquid-Handlers/Eppendorf-Reference2-p-PF-222171
MicrotomesLeica, AllemagneRM2145N/A
MP (succinate de méthylprednisolone sodique)Shyndec, Shanghai, ChineH20070007N/A
Spectrophotomètre NanoDrop LiteThermo Fisher Scientific, États-Unisnd-ndl-pr-2yrw-cccN/A
 Contrôleur de nébulisationEmka, FranceVENT4 : 14554N/A
Enveloppes opaques scelléesNanjing Kongdu Printing Co., Ltd201701N/A
OVA (Grade II)Sigma, États-UnisA5253N/A
OVA (Grade V)Sigma, États-UnisA5503N/A
Kit PCRYeasen, Shanghai, Chine11201ES08N/A
Conteneur résistant aux piqûres pour objets tranchantsNanjing Xinyuan Plastic Co., Ltd.KMT-15YN/A
Kit de transcription inverseBio.vazyme, Nanjing, ChineR323N/A
Centrifugeuses petitesHettich, AllemagneMIKRO 220R D-78532N/A
Boules de coton stériles et sèchesZHENDE, Zhejiang, Chine202203121Bhttps://www.zhende.com/index.php?g=product&m=index&a=info&id=13
TrizolBio.vazyme, Nanjing, ChineR771N/A
Congélateur de stockage ultra-froidThermo Fisher Scientific, États-Unis950GP-ULTSN/A
Nébuliseur à ultrasonsJiangsu Yuwell Medical Instruments Co., Ltd., Chine402AIN/A
Système de PCR en temps réel ViiATM7Life TechnologiesTM, Singapour278882021N/A
Pléthysmographe corporel entierScrieq, Canada1185162, 1184031, 1185898FV-FXM1-01, cartouche expiratoire FX1 : FV-FXM1 ET, cartouche inspiratoire FX1 : FV-FXM1-IA

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